Name: Studi del Virus di riossidazione A in un modello murino di infezione (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 44 s
Description: Scopri come valutare la patogenesi, le risposte umorali e l'efficacia dei vaccini contro il virus Influenza A utilizzando un modello murino C57B6. Questo metodo fornisce informazioni essenziali per lo sviluppo di nuove strategie vaccinali.

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Ricerca sul virus dell'influenza in laboratorio LM-S è parzialmente finanziata dal The New York Influenza Center of Excellence (NYICE), un membro dei NIAID centri di eccellenza per la ricerca sull'Influenza e sorveglianza (CEIRS). Ringraziamo Wendy Bates per il suo sostegno nelle correzioni del manoscritto.

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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Modello del topo di IAV è ampiamente usato per in vivo gli studi di efficacia di patogenesi, immunogenicità e protezione IAV. Le piccole dimensioni dei topi li rende facili da manipolare e memorizzare rispetto agli altri modelli animali come furetti o porcellini d'India. Inoltre, la facilità in termini di costo di animale, alloggiamento e riproduzione permettono loro uso nelle prove di vaccinazione pre-clinici in cui sono necessarie grandi quantità di animali. In particolare, dal momento che i topi sono stati ut...

IAVs sono virus capsulati classificati nella famiglia Orthomyxoviridae 3. Essi contengono otto molecole di RNA singolo filamento con polarità negativa3. In esseri umani, IAVs causare epidemie stagionali e occasionali pandemie di conseguenza importante quando nuovi virus vengono introdotti in popolazione umana4. Inoltre, IAVs stagionale sono altamente e velocemente trasmessi tra gli esseri umani producono un'elevata perdita economica in tutto il mondo ogni anno2,5. IAV sintomi includono tosse, congestione nasale, febbre, malessere, cefalea, anoressia e mialgia, ma il virus è in grado di produrre una malattia più severa in pazienti immunocompromised6. Infatti, l'organizzazione mondiale della sanità (OMS) calcola che il virus dell'influenza stagionale causare 300.000-500.000 decessi in tutto il mondo ogni anno1. Ci sono solo due classi di farmaci attualmente approvati dalla Food and Drug Administration (FDA) per la profilassi dell'influenza e trattamento in esseri umani: gli inibitori della neuraminidasi (NA) (ad es., oseltamivir) e bloccanti del canale ionico M2 (ad es., amantadina); Tuttavia, l'emergere di varianti di virus resistenti ai farmaci è una crescente preoccupazione. Vaccinazione, pertanto, rimane la migliore opzione medica per proteggere l'uomo contro le infezioni IAVs. Ad oggi, tre tipi di influenza sono disponibili vaccini autorizzati dalla FDA per uso umano: i vaccini di proteina ricombinante virale emoagglutinina (HA), inattivati vaccini contro l'influenza (IIV) e live-ha attenuato l'influenza vaccini (LAIV)5, 7. i tre vaccini sono progettati per indurre la risposta immunitaria adattativa contro la proteina virale HA, l'obiettivo principale di neutralizzazione degli anticorpi contro IAVs.
Un modello del mouse convalidato per studiare IAV infezione in vivo
Modelli animali sono stati utilizzati per studiare, tra gli altri, IAV patogenesi8,9,10,11, fattori virali che contribuiscono alla malattia12 e/o trasmissione virale13 ,14, e per testare l'efficacia di nuovi vaccini o antivirali farmaci9,10,15. Topi (Mus musculus) sono il più estesamente usato modello animale per la ricerca IAV per diversi motivi: 1) il sistema immunitario è evolutivamente simile a quella presente negli esseri umani; 2) basso costo, tra cui acquisto animali, alloggiamento e riproduzione; 3) di piccola dimensione per facilmente manipolare e memorizzare; 4) variabilità di host minimo per ottenere risposte omogenee e risultati; 5) una grande conoscenza della biologia di topi, tra cui la sequenza del genoma; 6) molti disponibile biologia molecolare e/o reagenti di immunologia; 7) disponibili topi knock out (KO) per studiare il contributo di una proteina di host specificato sull'infezione virale; e, 8) più ceppi di topi che possono essere sfruttate per valutare la base genetica delle infezioni.
Ci sono diversi ceppi di topi attualmente disponibili per studiare IAV in vivo. Età, stato immunitario, sesso, ceppo genetico di sfondo e il mouse così come vie di infezione, dose e ceppi virali di tutti influenzano l'esito dell'infezione IAV in topi. I ceppi del mouse più comuni usati nella ricerca IAV sono C57BL/6, BALB/C e, più recentemente, DBA.2 topi dato che sono più suscettibili alla malattia IAV che le due ex ceppi16,17,18, 19 , 20. cosa importante, la risposta immunitaria anche può essere diversa a seconda del mouse ceppo18,19,20. Così, è molto importante recuperare tutte le informazioni disponibili circa il mouse e lo sforzo IAV per scegliere l'opzione migliore per l'esperimento deve essere effettuata.
Anche se il mouse è un buon modello animale di infezione per gli studi in vivo con IAV, hanno diverse limitazioni, che devono essere considerati nel disegno sperimentale. Per esempio, una limitazione importante dell'utilizzo di topi per studi in vivo è che IAVs non trasmettono fra i topi. Così, per la trasmissione di studi, più accettati modelli animali (ad es., furetti o porcellini d'India) sono usati16,17,21. Inoltre, ci sono molte differenze tra le manifestazioni di IAV in topi e gli esseri umani. Diversamente dagli esseri umani, i topi non sviluppano febbre dopo l'infezione IAV; al contrario essi presentano con ipotermia16,17. Nei topi, replica di IAV è concentrata nelle basse vie respiratorie (polmoni) piuttosto che le vie aeree superiori. Così, virulenza di IAV nei topi non è sempre correlato a quello visto negli esseri umani. Complessivamente, perché i vantaggi superano gli svantaggi limitati, mouse rappresenta il primo modello animale utilizzato per valutare la patogenesi virale dell'influenza, l'immunogenicità e l'efficacia negli studi di vaccini e farmaci antivirali. Inoltre, non sarebbe eticamente accettabile per condurre studi con IAV utilizzando modelli animali di grandi dimensioni senza prova precedente in un piccolo modello animale di infezione IAV. In questo manoscritto, descriveremo come infettare i topi per via nasale (i.n.) con IAV, come monitorare la gravità e il decorso dell'infezione virale e come effettuare gli esperimenti necessari per valutare le risposte immunitarie umorali e l'efficacia di protezione.

<table><tbody><tr><td>Cellule epiteliali del rene canino Madin-Darby (MDCK)</td><td>ATCC</td><td>CCL-34</td><td></td></tr><tr><td>Topi femmina C57BL/6 di sei-otto settimane</td><td>National Cancer Institute (NCI)</td><td>01XBE</td><td></td></tr><tr><td>Turckey red blod cells</td><td>Biolink Inc</td><td></td><td>Store a 4 &deg; C</td></tr><tr><td>Dulbecco' s Eagle modificato' s medio (DMEM)</td><td>Corning Cellgro</td><td>15-013-CV</td><td>Negozio a 4 &deg; C</td></tr><tr><td>Siero Fetale Bovino (FBS)</td><td>Seradigm</td><td>1500-050</td><td>Conservare a -20 &deg; C</td></tr><tr><td>Penicillina/Streptomicina/L-Glutammina (PSG) 100x</td><td>Corning</td><td>30-009-CI</td><td>Conservare a -20 &deg; </td></tr><tr><td>C Penicillina/Streptomicina (PS) 100x</td><td>Corning</td><td>30-00-CI</td><td>Conservare a -20 &deg; C</td></tr><tr><td>Bovin Soluzione di albumina (BA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7409</td><td>Negozio a 4 gradi C</td></tr><tr><td>Bovin Siero Albumina (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647</td><td>Negozio a 4 &deg; C</td></tr><tr><td>Tripsina trattata con tosilsulfonilfenilalanilcloroilmetilchetone (TPCK)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8802</td><td>Conservare a -20 &deg; C</td></tr><tr><td>Formalina tamponata neutra 10%</td><td>EMD</td><td>65346-85</td><td>Negozio presso RT</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>J.T.Baker</td><td>X198-07</td><td>Negozio presso RT</td></tr><tr><td>Anticorpo monoclonale anti-NP Virus dell'influenza A HB-65</td><td>ATTC</td><td>H16-L10-4R5</td><td>Negozio a -20 &deg; C</td></tr><tr><td>Immunoglobuline policlonali di coniglio anti-topo/FITC</td><td>Dako</td><td>F0261</td><td>Negozio a 4 &deg; C</td></tr><tr><td>ECL Anti-topo IgG, anticorpo intero legato alla perossidasi di rafano</td><td>GE Healthcare</td><td>LNA931V/AG</td><td>Conservare a 4 gradi C</td></tr><tr><td>Set di substrati TMB</td><td>BioLegend</td><td>421101</td><td>Conservare a 4 gradi C</td></tr><tr><td>Vmax Lettore cinetico di piastre</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dounce Tissue Grinders</td><td>Thomas Scientific</td><td>7722-7</td><td></td></tr><tr><td>Enzima che distrugge il recettore, RDE (II)</td><td>Denka Seiken Co.</td><td>370013</td><td>Negozio a -20 &deg; C</td></tr><tr><td>Crystal Violet</td><td>Fisher Scienctific</td><td>C581-100</td><td>Negozio presso RT Piastra per</td></tr><tr><td>colture cellulari a 96 pozzetti</td><td>Greiner Bio-one</td><td>655-180</td><td></td></tr><tr><td>Piastre per colture cellulari da 100 mm</td><td>Greiner Bio-one</td><td>664-160</td><td></td></tr><tr><td>Nunc MicroWell Micropiastre a 96 pozzetti</td><td>Thermo Fisher Scienctific</td><td>269620</td><td></td></tr><tr><td>Nunc Piastre MicroWell a fondo conico in polistirene a 96 pozzetti</td><td>Thermo Fisher Scienctific</td><td>249570</td><td></td></tr><tr><td>Puralub Vet Unguento</td><td>Dechra</td><td>9N-76855</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio fluorescente</td><td>Olympus</td><td>Olympus IX81</td><td></td></tr></tbody></table>

studi del virus di riossidazione a in un modello murino di infezione

Influenza A Virus Studies in a Mouse Model of Infection

Virus dell'influenza causano oltre 500.000 decessi in tutto il mondo1 e sono associati con un costo annuo di 12 miliardi USD negli Stati Uniti da solo considerando diretti medici e le spese di ospedalizzazione e lavoro assenteismo2. Modelli animali sono cruciali per l'Influenza A virus (IAV) studi per valutare patogenesi virale, interazioni ospite-patogeno, le risposte immunitarie e l'efficacia del vaccino attuale e/o romanzo si avvicina così come farmaci antivirali. I topi sono un modello animale piccolo vantaggioso perché il loro sistema immunitario è evolutivamente simile a quello trovato in esseri umani, sono disponibili dai fornitori commerciali come soggetti geneticamente identici, esistono ceppi multipli che possono essere sfruttate per valutare la base genetica delle infezioni, e sono relativamente poco costosi e facili da manipolare. Ricapitolando l'infezione in esseri umani tramite le vie aeree IAV, topi sono anestetizzati prima prima dell'inoculazione intranasale con infettive IAVs sotto biosicurezza corretto contenimento. Dopo l'infezione, la patogenesi di IAVs viene determinata monitorando quotidianamente la morbosità (perdita di peso corporeo) e tasso di mortalità (sopravvivenza). Inoltre, patogenesi virale possono anche essere valutati valutando la replicazione del virus nel tratto respiratorio inferiore (polmoni) dei topi infettati o superiore (mucosa nasale). Le risposte umorali dopo l'infezione IAV possono essere rapidamente valutate da sanguinamento non-invasivo e rilevazione dell'anticorpo secondario le analisi volte a rilevare la presenza del totale o neutralizzando gli anticorpi. Qui, descriviamo i metodi comuni utilizzati per infettare i topi per via nasale (n) con IAV e valutare la patogenesi, le risposte immunitarie umorali e l'efficacia di protezione.

Caratterizzazione della patogenesi virale in topi
La patogenesi di IAV è legata alla morbosità ed alla mortalità causata tramite l'infezione. Questi due parametri possono essere valutati in topi facilmente: IAV morbosità è associato con perdita di peso corporeo in topi infettati e la percentuale di sopravvivenza indicherà il tasso di mortalità (Figura 1). Il peso corporeo e la sopravvivenza in topi inf...

Influenza A virus (IAVs) è importanti patogeni respiratori umani. Per capire la patogenicità di IAVs e per eseguire test preclinici di approcci vaccinali romanzo, modelli animali che imita la fisiologia umana sono necessari. Qui, descriviamo le tecniche per valutare IAV patogenesi, le risposte umorali e l'efficacia del vaccino utilizzando un modello murino di infezione.

Studi del Virus di riossidazione A in un modello murino di infezione

Influenza viruses cause over 500,000 deaths worldwide1 and are associated with an annual cost of 12 - 14 billion USD in the United States alone ...

L'obiettivo generale di questa procedura sperimentale è valutare la patogenesi, le risposte umorali e l'efficacia protettiva indotte da virus wild-type di Influenza A o da vaccini antinfluenzali, utilizzando un modello murino di infezione. Questo metodo può contribuire a rispondere a domande sulla biologia dei virus dell'Influenza A, come la patogenesi virale, le risposte immunitarie e l'efficacia dei vaccini antinfluenzali, nonché degli agenti antivirali. Il principale vantaggio di questa tecnica è che il topo possiede un sistema immunitario simile a quello umano ed esistono numerose ceppi disponibili, che possono essere sfruttati per valutare la base genetica delle infezioni da virus dell'Influenza A.Dato che questo metodo può fornire informazioni sull'efficacia di nuovi vaccini antinfluenzali, può essere applicato anche a sistemi più datati, come la valutazione di potenziali trattamenti antivirali, inclusi anticorpi o farmaci. Dopo aver allevato e identificato topi C57B6 di sei-otto settimane in condizioni libere da patogeni e aver preparato diluizioni del virus dell'influenza A o IAV in condizioni asettiche, utilizzare una bilancia per pesare i topi e registrare il peso.Dopo aver anestetizzato un topo e verificato la profondità dell'anestesia secondo il protocollo descritto nel testo, posizionare il topo in decubito dorsale. Inserire una punta di pipetta contenente 30 microlitri dell'inoculo virale nella narice ed espellere lentamente, ma costantemente, la soluzione. Per valutare morbosità e mortalità, infettare tre o quattro gruppi di topi femmine con 10 dosi complete di PR8 di tipo selvaggio come descritto nel protocollo del testo.Monitorare e pesare i topi nei successivi 14 giorni, all'incirca alla stessa ora, per minimizzare le variazioni di peso dovute all'ingestione di cibo. Dopo aver soppresso gli animali sopravvissuti all'infezione virale e calcolato la dose letale per il 50% dei topi (MLD50) secondo il protocollo descritto nel testo, infettare topi femmine di età compresa tra sei e otto settimane con dosi virali comprese tra 10 e 10 alla quarta unità formanti focolai fluorescenti (FFU) del ceppo selvatico PR8.Nei giorni due e quattro, raccogliere i polmoni e la mucosa nasale dei topi per la valutazione. Dopo l'eutanasia degli animali, posizionare un animale in posizione supina e utilizzare etanolo al 70% per disinfettare il pelo sulla regione toracica. Utilizzare le forbici per tagliare la pelle dalla base dell'addome fino allo sterno.Quindi, con le forbici, effettuare tagli di un centimetro dalla base dell'incisione verso le parti laterali del topo. Rimuovere la pelle da tutta la parte superiore del topo fino alla base dell'addome, dove è stata eseguita la prima incisione. Successivamente, utilizzare le forbici per staccare la testa e posizionarla in una piastra di Petri sterile e asciutta.Usare le forbici per tagliare le giunzioni tra la mascella superiore e la mandibola e scartare la mandibola. Successivamente, con le stesse forbici, effettuare due tagli alle estremità degli archi zigomatici e rimuoverli. Utilizzare la pinzetta da dissezione per rimuovere gli occhi.Successivamente, utilizzando le pinzette da dissezione, tenere il cranio e usare un bisturi per tagliare il cranio lungo la sutura sagittale. Sollevare le due metà del cranio insieme al cervello per visualizzare la mucosa nasale. Usando il bisturi, tagliare la parte del cranio con il cervello e scartarla.Posizionare la parte rimanente del cranio con la mucosa nasale in un tubo sterile. Conservare il tubo sul ghiaccio se i campioni vengono processati lo stesso giorno oppure congelarli rapidamente su ghiaccio secco se verranno processati in un secondo momento. Per evitare contaminazioni dei campioni, utilizzare un disinfettante a base di biossido di cloro per pulire e disinfettare gli strumenti di dissezione tra ogni tessuto prelevato e tra ogni dissezione di animale.Quindi, per prelevare i polmoni, posizionare l'animale in decubito dorsale e utilizzare le forbici per tagliare la pleura. Partendo dalla base della gabbia toracica, usare le forbici per tagliare le costole di un centimetro su entrambi i lati dello sterno fino alla parte superiore delle costole. Eseguire un taglio trasversale con le forbici tra i due incisioni nella parte superiore della gabbia toracica e rimuovere la piastra toracica.Tenere i polmoni con la pinzetta, effettuare un taglio all'estremità della trachea appena prima dei polmoni e inserire i polmoni in un tubo sterile. Posizionare i polmoni o la mucosa nasale in un omogeneizzatore Dounce sterile e aggiungere un millilitro di mezzo di infezione freddo. Omogeneizzare il campione muovendo il pestello su e giù per circa un minuto a temperatura ambiente, fino a quando i polmoni non sono completamente disgregati.Collocare il campione omogeneizzato in un tubo sterile. Centrifugare i campioni a 300 x G per cinque-dieci minuti a temperatura ambiente. Raccogliere il soprannatante in un nuovo tubo sterile e scartare il pellet.Conservare il surnatante a quattro gradi Celsius se la titolazione virale viene eseguita nello stesso giorno. Il giorno precedente la titolazione, seminare cellule epiteliali MDCK in piastre a 96 pozzetti con mezzo di coltura tissutale in modo che raggiungano una confluenza di circa l'80-90%. Incubare le cellule in un'incubatrice a 37 gradi Celsius con il 5% di anidride carbonica per tutta la notte.Per preparare diluizioni da uno a 10 dei campioni omogeneizzati di polmone o di mucosa nasale, aggiungere 90 microlitri di mezzo di infezione in ciascun pozzetto di una piastra a 96 pozzetti. Aggiungere 10 microlitri del supernatante di uno dei campioni omogeneizzati nei pozzetti A1, A2 e A3, per valutare il titolo virale di ciascun campione in triplicato. Successivamente, aggiungere 10 microlitri di un altro supernatante dei campioni omogeneizzati nei pozzetti A4, A5 e A6. Dopo aver aggiunto il supernatante del campione nella riga A, utilizzare una pipetta multicanale per mescolare aspirando e dispensando più volte.Trasferire 10 microlitri dalla riga A alla riga B e mescolare accuratamente. Cambiare le punte tra una diluizione e l'altra e ripetere il trasferimento dalla riga B alla riga C, procedendo in modo analogo fino a raggiungere l'ultima riga, H. Utilizzando un adattatore multicanale per aspiratore a vuoto, rimuovere il mezzo di coltura tissutale dalle cellule MDCK nelle piastre a 96 pozzetti ed eseguire due lavaggi con 100 microlitri per pozzetto di PBS 1x. Partendo dalle diluizioni più elevate e procedendo verso quelle più basse, trasferire 50 microlitri per pozzetto del surnatante diluito in serie dei campioni omogeneizzati nella piastra a 96 pozzetti contenente le cellule MDCK, trasferendo le diluizioni più elevate dalla riga H alla riga A delle cellule.Posizionare la piastra a 96 pozzetti su una piattaforma oscillante per un'ora a temperatura ambiente per consentire l'assorbimento virale. Quindi, utilizzando un adattatore multicanale per aspiratore a vuoto, rimuovere l'inoculo e aggiungere 100 microlitri per pozzetto di mezzo post-infezione. Incubare le cellule infette per otto ore in un'incubatrice a 33 gradi Celsius o a 37 gradi Celsius con il 5% di anidride carbonica.Procedere con la fissazione, la colorazione, l'acquisizione delle immagini e il calcolo del titolo virale come descritto nel protocollo testuale. In questo esperimento, i topi sono stati infettati con diverse dosi di PR8 di tipo selvaggio. Il peso corporeo e la sopravvivenza di cinque topi per gruppo sono stati misurati per 14 giorni dopo l'infezione.I topi immunizzati con un numero maggiore di FFU di PR8 di tipo selvaggio hanno perso peso più rapidamente e in modo più grave, e tutti sono deceduti a causa di ciò. L'MLD50 di PR8 di tipo selvaggio in questo esperimento, calcolato con il metodo di Reed e Muench, è stato di 1,5 × 10² FFU. Per analizzare le risposte umorali indotte contro l'infezione da IV, 14 giorni dopo l'immunizzazione i topi sono stati sottoposti a prelievo ematico per analizzare la presenza di anticorpi contro le proteine virali totali e la presenza di anticorpi neutralizzanti diretti contro la proteina HA virale, utilizzando un saggio di inibizione dell'emagglutinazione (HAI) e un saggio di micro-neutralizzazione virale (VN).Come mostrato qui, i risultati del saggio indicano che i sieri dei topi immunizzati con una dose più elevata del virus dell'influenza PR8 attenuato e vivo, o LAIV, presentavano titoli anticorpali più alti contro le proteine totali di PR8 rispetto ai sieri dei topi immunizzati con una dose più bassa. Utilizzando i saggi HAI e VN, i sieri dei topi trattati con la quantità maggiore di PR8 LAIV mostravano un titolo più elevato di anticorpi neutralizzanti, mentre il siero di un topo immunizzato con la dose più bassa presentava il titolo più basso di anticorpi neutralizzanti contro PR8. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come infettare i topi con virus dell'influenza di tipo A, come valutarne la patogenesi, le risposte umorali e immunitarie e la replicazione biologica nelle vie respiratorie superiori e inferiori.Dopo il suo sviluppo, questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo del virus dell'influenza A per esplorare la patogenicità, l'immunogenicità e l'efficacia protettiva dei vaccini anticorpali vivi, utilizzando un modello murino di infezione.

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Immunologia e Infezioni

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Utilizzando Imaging Bioluminescent per Indagare il sinergismo tra Streptococcus pneumoniae E Influenza A virus in topi neonati

Fonte: Lenhard, A. et al. Un modello murino per la transizione di Streptococcus pneumoniae da colonizzatore a patogeno dopo la co-infezione virale riproduce la malattia aggravata dall'età. J. Vis. Esp. (2022)Questo video mostra un modello di co-infezione topina in cui il virus influenzale innesca la transizione di Streptococcus pneumoniae da colonizzatore a patogeno. Descrive le fasi coinvolte nella colonizzazione batterica, nelle infezioni virali e nella progressione della malattia.

Un modello murino per studiare la transizione patogena di Streptococcus pneumoniae dopo la co-infezione virale

Source: Wang, M., et al, Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice. J. Vis. Exp. (2020).This video demonstrates intranasal infection of a mouse with a pathogenic influenza virus to establish a respiratory tract infection. The procedure outlines the administration of the virus into the nasal cavity. The virus enters host cells, replicates, and activates the immune system.

Intranasal Infection of a Mouse with a Pathogenic Influenza Virus

Questo video dimostra un metodo per tracciare le infezioni virali in modelli murini utilizzando una luciferasi ricombinante e un virus dell'influenza A che esprime la proteina ricombinante e la proteina fluorescente. Questo metodo consente studi sia in vivo che ex vivo, consentendo ai ricercatori di ottenere informazioni sulle dinamiche virali e sugli effetti degli interventi.

Un virus dell'influenza reporter fluorescente luciferasi per tracciare le infezioni virali

C'è una generale mancanza di conoscenza su come funzionano i vaccini. Qui proponiamo l'uso combinato della genetica inversa e dei topi chimerici del midollo osseo per ottenere informazioni sulle risposte immunitarie precoci dell'ospite ai vaccini, con particolare attenzione alle cellule dendritiche e all'immunità delle cellule T.

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Utilizzando modelli di Zebrafish di umana virus infezioni allo schermo farmaci antivirali e caratterizzare host immune cellulo Risposte

In questo studio, presentiamo un protocollo per eseguire due-fotone videomicroscopia imaging e cella analisi di interazione nella mucosa trachea murino dopo infezione con virus dell'influenza. Questo protocollo sarà rilevante per i ricercatori che studiano la dinamica delle cellule immuni durante le infezioni respiratorie.

La formazione immagine interazione cellula nella Mucosa trachea durante l'infezione da Virus influenzale usando la microscopia Intravital due-fotone

I virus dell'influenza A (IAV) sono patogeni respiratori contagiosi che causano epidemie annuali e pandemie occasionali. Qui, descriviamo un protocollo per monitorare le infezioni virali in vivo utilizzando una nuova luciferasi ricombinante e la fluorescenza-espressione bireporter IAV (BIRFLU). Questo approccio fornisce ai ricercatori un eccellente strumento per studiare IAV in vivo.

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Questo documento descrive i protocolli di valutazione della risposta Tfh e GC B nel modello di topo di infezione da virus influenzale.

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Studi del Virus di riossidazione A in un modello murino di infezione

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