Name: のUV -誘発複製中間体の可視化 E.大腸菌二次元アガロースゲル分析を用いた (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-21T16:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 36 s
Description: 学ぶ UV誘発DNA損傷における複製中間体の可視化法。二次元アガロースゲル電気泳動とサザンブロットを用いて、大腸菌におけるDNA修復機構と損傷応答を詳細に解析する手法を解説します。

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私たちの研究室での作業は、NIGMS - NIHから国立科学財団とAREA助成R15GM86839からキャリア賞MCB0551798によってサポートされています。

1。成長とUV照射。 <ol><li> 0.4％グルコース、0.2％カザミノ酸、および10μg/ mlのチミン（DGCthy媒体）と100μg/ mlのアンピシリンを補充デイビス培地1で栽培プラスミドpBR322を含有する新鮮な一晩培養液200μlのはペレットです。細胞ペレットを、アンピシリンを欠く200μlのDGCthy培地に再懸濁し、DGCthy培地20 mlに接種するために使用されます。 </li><li>培養物は、0.5のOD 600（〜5 × 10 8細胞/ ml）に37℃振盪培養器でアンピシリン選択° Cなしで栽培されています。アンピシリンのない成長は、いくつかの変異体で発生する可能性がある異常なまたは非生産的な複製の中間体に対する選択を回避することができます。損傷を誘導するためにUV光を使用している場合は、UVの効果的な投与量を減らすこと、これらの波長とシールド細胞で強く吸収するので、さらに、、メディアからのアンピシリンの除去が必要です。 </li><li>黄色のライトの下で作業し、培養は、攪拌用の回転台に15センチメートル直径のシャーレに入れられます。私たちの文化は、UVC光度計を用いて測定される〜1 J/m2/sec、の照射線量率を生成する15ワット殺菌灯からの距離に配置されています。文化は、50 J/m2を照射して、バックにすぐに配置され、実験期間中は37℃のインキュベーターを振る。この投与量は平均、1シクロブタン型ピリミジン二量体ssDNAのすべての4.5キロバイトで、生成します。黄色の照明は、光回復酵素によるシクロブタンのピリミジンダイマーの光回復反転を防ぎます。 </li></ol> 2。 DNAの分離。 <ol><li>複製の中間体が検査される時期に、文化の0.75 mlのアリコートを0.75 mlの氷冷NET30バッファー（100mMのNaCl、10mMのトリス、pH8.0、30mMのEDTA）に入れているとの終わりまで、氷上に置いた時間経過。我々は通常は0で検査試料、15、30、45、60、および90分で、90分の時間経過を実行する。 EDTAと冷たい温度を効果的に複製とヌクレオチド除去修復を停止するのに役立つ。 </li><li>各サンプルは1.5 mg / mlのリゾチームとTEは0.2 mg / mlのRNaseA（10 mMトリス、pH 8.0、1mMのEDTA）150μlの中に再懸濁し、そして20分間37℃で溶解し、その後ペレットです。この時点で、20％のサルコシルのプロテイナーゼK（10mg/ml）と10μlのの10μlを添加し、そのインキュベーションは1時間継続して許可されます。プロテイナーゼKおよびサルコシルは、フェノール抽出が発生する前に、細胞膜やタンパク質に関連するかもしれないDNA断片を解放するのに役立ちます。積極的に複製するDNAは、しばしばタンパク質や細胞膜複合体にバインドされているので、これは回収されているレプリケーションフラグメントの収量を高めることができます。 </li><li>次に、試料を各試料にフェノールの2容量を追加することによって抽出され、チューブを穏やかに5分間反転されています。その後、クロロホルム/イソアミルアルコール（24 / 1）の2容量を加え、このチューブを穏やかに5分間再び反転している。 </li><li>サンプルは、5分間微量遠心機で14,000 rpmで遠心分離し、各サンプルの上部の水相を除去し、新しいチューブに入れ。その後、クロロホルム/イソアミルアルコール（24 / 1）の4倍量を添加し、チューブを穏やかに5分間反転させ、5分間14,000 rpmで再び遠心分離されています。 </li><li>各サンプルの最上位、次いで水相をビーカーに0.1 × TEを250mlに浮かぶ47ミリメートルワットマン0.025μmの細孔、ディスク上の各サンプル100μLをスポッティングして1時間透析する。一本鎖領域または分岐点で複製構造はせん断の影響を受けやすいので、一般的に口を広げてとせん断力を最小限に抑えるためにカミソリの刃で私たちのピペットチップを切断。 DNAを制限酵素で消化されるまで、一般的には、ピペッティングは最小限に抑える必要があります。 </li><li>各サンプルは、複製起点からすぐ下流プラスミドを線形化をPvuII（New England Biolabs）で消化する。 </li><li>前のアガロースゲル、100μlのクロロホルムとブロモフェノールブルーとキシレンシアノールを含む6Xローディング色素の20μlので読み込むために、各サンプルに添加し、混合されています。その後、ローディング色素を含有する水相の40μlのは、ゲルにロードされます。構造的バイアス、構造的なアーティファクト、およびDNAのせん断を最小限に抑えるために、この分離手順では、細胞溶解に続く一本鎖領域、沈殿、またはDNAサンプルを濃縮するために豊かにするすべての手順が含まれていません。 </li></ol> 3。 2Dゲルおよびサザン分析。 <ol><li> 2次元アガロースゲル分析は、3から変更されます。 1次元の場合は、制限されたDNAサンプルが1V/cmで1X TBEは0.4％アガロースゲルを介して実行されています。 10X TBEストック溶液の1リットルは含まれています： <ul><li> 108グラムトリスベース</li><li> 55グラムのホウ酸</li><li> 40ミリリットル0.5M EDTA（pH 8.0）を</li></ul></li><li>ラムダのHind IIIサイズマーカーが最初のレーンにロードされ、その後、サンプルはすべての他のレーンにロードされます。我々は通常、最初のDを実行するimension〜12月15日時間。車線をスキップすることが容易番目の次元にキャストする車線をスライスすることができます。低電圧および低％のアガロースゲルは、主にサイズに基づいてDNA断片を分離するのに役立つ。 </li><li>二次元の場合は、ゲルのレーンは大型肉屋のナイフを使用して、最初の次元ゲルから切り出しています。ラムダのHind IIIマーカーを含む最初の車線は、エチジウムブロマイドで染色することができます。ガイド、作物としてのラムダをHind IIIマーカーを使用し、直鎖状プラスミドの実行を想定している場所の下であるゲルの領域を破棄する。これらの条件下では、我々は、線形化されたpBR322には若干キシレンシアノールの上に汚れを実行すること。見つける</li><li>番目の次元をキャストするには、各レーンは、空のゲルキャスターの上部に水平に配置されます。 1X TBE中の1.0％アガロース溶液を55℃に調製し、そして冷却されるこの時、ゲル溶液が完全にゲルスライスをカバーすることを確認し、番目の次元をキャストするために注がれています。ゲルがセットされると、それはバッファが循環することができる電気泳動装置で6.5V/cmで実行されます。我々は通常、二次元目〜5.5から7時間を実行する。高電圧と高いパーセントアガロースゲルは、効果的にDNAをその形状に基づいてフラグメントだけでなく、大きさを分離。非線形の形状は、二次元目を通して、より実行速度が遅く。 </li><li>以下の電気泳動は、ゲルは、H 2 Oですすぎ、15分間0.25M塩酸の400ミリリットルで2回洗浄し、H 2 Oをリンスしている、、、その後30分間400ミリリットル0.4MのNaOHで2回洗浄。酸は、より効率的に転送する小さな断片に部分的に刻み目にDNA分子を提供洗う。このステップでは、原因で大きなサイズとDNA複製の中間体のユニークな形に必要です。 </li><li>ゲル中のDNAをハイボンドN +ナイロンメンブレン4に転送されます。我々は、0.4M NaOHで下向きのアルカリトランスファーシステムを使用してください。簡単に言えば、0.4M NaOHに浸したブロッティングペーパーの2枚の紙タオルの大規模なスタックに置かれます。ナイロンメンブレンは、0.4M NaOHに浸漬し、吸い取り紙の上に配置されます。次いでゲルを注意深くNaOH溶液で湿らせたブロッティング紙の別の部分、続いて、これの上に階層化されています。最後に、接液吸い取り紙の長い作品は、上部に階層化され、その両端を芯として機能するように0.4M NaOH溶液の1リットルを含む皿に置かれます。我々は通常、6〜12時間のためのDNAの転送をしましょう​​。 </li><li>ナイロン膜が除去され、5 × SSC緩衝液で20〜30秒を洗浄し、そして10.5ミリリットルプレハイブリダイゼーション溶液を含むハイブリダイゼーションのローラーボトルに入れ。その後、メンブレンを42℃以上6時間のための回転と℃でインキュベートする。プレハイブリダイゼーション溶液： <ul><li> 5.0ミリリットルホルムアミド</li><li> 0.5ミリリットル20％SDS </li><li> 2.5ミリリットル20X SSCの* </li><li> 2.0ミリリットル50Xデンハルト* </li><li> 0.5 mlのサケ精子DNA（10mg/ml） SSCおよびデンハート用*レシピは5に記載されています</li></ul></li><li>プレハイブリダイゼーションの期間中、pBR322プラスミド1μgを[32 P] - dCTPで標識したαを使用してロシュから提供されたプロトコルに従ってニックトランスレーションにより32 Pで標識されている。放射性標識プローブ（100μL）●スクリューキャップのマイクロ遠心チューブに10分間98℃インキュベートして変性させ、その後、氷上に即座に配置されます。 </li><li>変性したプローブが含まれている5.9ミリリットルのハイブリダイゼーション溶液に追加されます。 <ul><li> 3.0ミリリットルホルムアミド</li><li> 1.5ミリリットルSSC </li><li> 1.0ミリリットルH 2 O </li><li> 0.15ミリリットル50Xデンハルト</li><li> 0.10ミリリットル20％SDS </li><li> 0.15ミリリットル10mg/mlサケ精子DNA </li></ul></li><li>プレハイブリダイゼーション溶液は、ローラーボトルから注がれており、ハイブリダイゼーション溶液は、ローラーボトルがその後12時間以上42℃のインキュベーターと回転に返されるインチ注がれています。 </li><li>ハイブリダイゼーション溶液は、ローラーボトルから注がれる。次に、ブロットは、回転で0.5X SSC、42℃で0.1％SDS ° Cを含む洗浄溶液の〜150 mlのローラーボトルで20分間4回洗浄される。 </li><li>液体が目に見えて消失するまで最後の洗浄の後、メンブレンをペーパータオル上に配置されます。膜は、その後、ポリ塩化ビニールのプラスチックラップで包み、phosphorimager画面に公開されます。我々はストーム840とその関連ImageQuantソフトウェアを用いて放射能を視覚化し、定量化する。 </li></ol> 4。代表的な結果： <img src="/files/ftp_upload/2220/2220fig1.jpg" alt="図1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図1"> 図1。プラスミド複製の中間体は、紫外線誘発DNA損傷の存在下および不在下で観察。2D -アガロースゲル分析によって観測されたプラスミドpBR322を消化PvuIIでの移行パターンを図示しています。非複製リニアプラスミドは線形4.4 - kb断片として実行されます。複製プラスミドは、彼らの大規模化、無に起因する非複製のフラグメントよりも遅く移行Y字型構造を形成nlinear形状。この移行のパターンはよく向かって線形領域から伸びる弧を形成している。以下のUV照射、ダブルYまたはX字型の分子は、Y字型の分子の弧よりもゆっくりと移行する円錐領域で観察される。 2DゲルpBR322に32P標識したプローブのサザン解析の例は、すぐにUV照射し、UV照射後15分（出版社から許可を得て複製した）後の細胞のために示されています。

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<li>Belle, J. J., Casey, A., Courcelle, C. T., Courcelle, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inactivation+of+the+DnaB+helicase+leads+to+the+collapse+and+degradation+of+the+replication+fork%3A+a+comparison+to+UV-induced+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Inactivation of the DnaB helicase leads to the collapse and degradation of the replication fork: a comparison to UV-induced arrest.</a> J Bacteriol. 189, 5452-5462 (2007).</li>
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<li>Al-Hadid, Q., Ona, K., Courcelle, C. T., Courcelle, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RecA433+cells+are+defective+in+recF-mediated+processing+of+disrupted+replication+forks+but+retain+recBCD-mediated+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Mutat+Res%22%5BJournal%5D)">RecA433 cells are defective in recF-mediated processing of disrupted replication forks but retain recBCD-mediated functions.</a> Mutat Res. 645, 19-26 (2008).</li>
</ol>

利害の衝突は宣言されません。

紫外線による損傷の存在下および非存在下で野生型の細胞から得られた典型的な結果を図1に示されています。細胞が急速に指数増殖期で成長しているときに損傷がない場合には、合計プラスミドDNAの〜1％がYの円弧で見つけることができます。ブロックされた複製フォークが損傷部位に蓄積するように照射後、Y字型の分子の一過性増加が観察される。 X字型の複製中間体はまた、一時的に蓄積され、病変が修復されるとと相関する時間まで持続します。 サザン解析の代わりに、複製の中間体は、精製された、プラスチック製のストローでゲルからパンチすることができ、電子顕微鏡で直接観察。我々は、DNA損傷が発生した複製フォークを処理するために、これらの変異体に蓄積する異常な複製の中間体を識別するために必要な遺伝子産物を同定するために正常にこのアプローチを使用している。さらに、このアプローチは、簡単にDNA損傷の他の形態を検討するように変更することができます。

<table><tbody><tr><td>プローブを用いた2Dゲルのサザン解析例</td><td>GE Healthcare</td><td>G15T8</td><td>Yellow Lighting</td></tr><tr><td>15 &amp;mu;watt 殺菌ランプ</td><td>Sylvania</td><td>F20T12/GO</td><td>UVランプ</td></tr><tr><td>Blak-Ray UV強度計 254nm</td><td>Daigger</td><td>EF28195T</td><td>UVCフォトメーター</td></tr><tr><td>0.025 &amp;mu;m ポアディスク</td><td>Whatman, GE Healthcare</td><td>VSWP04700</td><td>フローティング透析ディスク</td></tr><tr><td>PvuII</td><td>Fermentas</td><td>ER0632</td><td>制限エンドヌクレアーゼ</td></tr><tr><td>ニックトランスレーションキット</td><td>Roche Group</td><td>976776</td><td>32P標識プローブ作成用</td></tr><tr><td>ブロッティングペーパー</td><td>Whatman, GE Healthcare</td><td>3030-704</td><td>サザン転写用</td></tr><tr><td>ナイロンメンブレン</td><td>GE Healthcare</td><td>RPN203S</td><td>サザン転写用</td></tr></tbody></table>

のuv -誘発複製中間体の可視化 e.大腸菌二次元アガロースゲル分析を用いた

Visualization of UV-induced Replication Intermediates in E. coli using Two-dimensional Agarose-gel Analysis

DNA損傷の存在下で不正確な複製は、すべての細胞型で観察し、広く直接ヒトの癌の開発に関連付けられていると信じられている細胞の再配列と特異的変異の大部分を担当しています。このような紫外線照射によって誘導されるようなDNA損傷は、著しく正確にゲノムテンプレートを複製する複製の能力を損なう。遺伝子産物の数は、複製が鋳型にDNA損傷を検出すると、必要とされるが確認されている。しかし、残りの課題は、これらのタンパク質は、複製中に病変の処理方法を決定することでした<em&gt; in vivoで</em&gt;。モデル系として大腸菌を用いて、我々は、2次元アガロースゲル分析がreplicatingプラスミドに生じた構造的な中間体を識別するために使用できる手順を説明します。<em&gt; in vivoで</em&gt;以下の紫外線誘発DNA損傷。この手順は、紫外線による損傷によってブロックされた複製フォークは、RecAタンパク質とRecFの経路に関連付けられているいくつかの遺伝子産物によって安定化される一時的な反転を受けることを示すために使用されています。技術は、これらの複製の中間体は、ヌクレオチド除去修復と複製が再開による病変の除去と相関する時間まで維持されていることを示している。

我々は、2次元アガロースゲル分析は、UV照射後に発生する複製の中間体の構造を識別するために使用できるようにするための手順を示します。

のUV -誘発複製中間体の可視化 E.大腸菌二次元アガロースゲル分析を用いた

DNA損傷が存在する状況下での不正確な複製は、あらゆる細胞型で観察される細胞内再編成および変異誘発の大部分の原因となっている。

この手順の全般的な目的は、2次元ゲル解析を用いて、複製がDNA損傷に遭遇した際に生じるDNA構造中間体を可視化することである。まず、複製を阻害する損傷を誘導した活発に分裂している細胞からDNAを単離し、次にゲル電気泳動を用いて回収したDNAをサイズに基づいて分離することで、これを達成する。次に、レーンを切り出し、サイズと形状の両方に基づいてDNAをさらに分離させる2枚目のゲルに水平方向に再キャストします。最後に、サザン分析を用いて、UV誘導損傷の導入前および導入後のさまざまな時点における、複製DNA断片に関連するDNA構造を可視化します。最終的に、この手順を用いることで、特定の変異体においてDNA病変を処理できないことが、DNA修復中間体の蓄積を招くことを示すことができます。こんにちは、アーサー・イアンです。ポートランド州立大学のCorella Labに所属しています。こんにちは、ブランド・シーです。私もCorella Labのメンバーです。本日は、二次元ゲル電気泳動の手順について解説します。当研究室では、DNAの複製および修復中間体を研究するためにこの手法を用いています。それでは始めていきましょう。本手順を開始するには、アンピシリンを含むDGC thigh培地を用い、37 °CでプラスミドPBR 3 22を保持するe coliの200 µLオーバーナイト培養を行います。DGC thigh培地を使用することで、UV遮蔽を最小限に抑えることができます。一晩の培養後、14,000 ×gで30秒間遠心分離し、細胞をペレット化します。次に、細胞ペレットをアンピシリンを含まない200 µLのDG C mediumに再懸濁し、接種します。アンピシリンによる選択を行わずに、20 mLのDG C mediumを用いて、37 °Cの振盪インキュベーターでOD 600が0.5（約5 × 10⁸ cells/mLに相当）になるまで培養します。アンピシリンなしで増殖させることで、一部の変異株で生じ得る、異常な、あるいは非生産的な複製中間体に対する選択圧を避けることができます。さらに、UV光を用いて損傷を誘導する場合、アンピシリンはこれらの波長を強く吸収して遮蔽するため、培地からアンピシリンを除去する必要があります。これにより、細胞が成長している間の実効UV線量を低下させます。UVCフォトメーターを使用して、15 Wの殺菌ランプから、1 m²あたり毎秒約1 J/m²sの照射率となる距離を決定してください。UV照射後、フォトリアーゼによるシクロブタンピリミジンダイマーの光回復による復帰を防ぐため、以降のステップは黄色光の下で実施してください。目的の細胞密度に達したら、ピペットを用いて培養物を回転台上の直径15 cmのペトリ皿に移し、細胞集団全体に均一に照射されるようにします。次に、培養物を50 J/m²で照射し、直ちに滅菌済みの予熱済みフラスコに移して、37 °Cの振盪インキュベーターに戻してください。実験期間中、この線量により、検討対象となる各時点において、1本鎖DNA 4.5kbあたり平均1個のシクロブタン型ピリミジン二量体が生成されます。培養液 0.75mLを、氷冷したNET 30バッファー 0.75mLにピペッティングして加えます。NET 30バッファーは、複製およびヌクレオチド除去修復の進行を阻止するストップバッファーとして機能します。ストップバッファーを添加した後、サンプルはタイムコースが終了するまで氷上で保持できます。タイムコース終了後、各サンプルをペレット化し、ペレットを再懸濁します。150 µLのライシスバッファーを用い、撹拌せずに37 °Cで20分間細胞を溶解させます。一本鎖領域や分岐点を持つ複製構造はせん断に弱いため、カミソリでピペットチップの先端を切り落として開口部を広げ、せん断力を最小限に抑えてください。一般的に、制限酵素によるDNA消化が完了するまでは、ピペッティングや撹拌は最小限にとどめる必要があります。溶菌後、プロテイナーゼKとサルコシルを加え、さらに1時間インキュベートします。これにより、タンパク質に結合しているDNA断片を遊離させます。活発に複製しているDNAは多くの場合、タンパク質や膜複合体に結合しているため、この操作により複製断片の収量を高めることができます。1時間後、各サンプルに2容量のフェノールを加え、チューブを5分間ゆっくりと転倒混和してサンプルを抽出します。次に、2容量のクロロホルム・イソアミルアルコールを加え、さらに5分間ゆっくりと転倒混和します。次に、マイクロ遠心分離機を用いてサンプルを14,000 RPMで5分間遠心分離し、各サンプルの上層にある水相を新しいチューブに回収します。その後、4倍量のクロロホルム・イソアミルアルコールを加え、再びチューブを5分間緩やかに転倒混和します。サンプルを再度14,000 RPMで5分間遠心分離します。ビーカーに入れた250 millilitersの0.1 xteの上に透析膜を置き、各サンプルの100 microlitersを膜上に滴下します。透析後、サンプルを1時間透析させます。各サンプルの80 microlitersを、20 microlitersの酵素ミックスを含む新しい1.5 milliliterチューブに分注します。サンプルを37 °Cで一晩消化させます。PV twoは、複製起点直後の部位でプラスミドを直線化します。アガロースゲルにロードする前に、100 µLのクロロホルムと、ブロモを含む6xローディングダイを20 µL添加します。各サンプルにフェノールブルーとキシレンシアンを加え、クロロホルムで混合します。これにより、DNA末端に結合して残っているPV2が除去されます。制限酵素処理したDNAサンプルを1次元目に泳動し、2次元アガロースゲル分析を開始します。まず、あらかじめ作製した0.4%アガロースゲル（1×TBE）の第1レーンに、Lambda Hind IIIサイズマーカーをロードします。次に、各サンプルのローディングダイを含む水相を 40 µL ずつロードします。この際、後のゲル切り出しを容易にするため、レーンを飛ばしてロードしてください。電気泳動では、1 V/cm の電圧で約 12 〜 15 時間、一次次元の泳動を行います。低電圧および低濃度の AGROS ゲルを用いることで、主にサイズに基づいた DNA 断片の分離が可能となります。1次元目の電気泳動後、大きなブッチャーナイフを使用して、Lambda Hind III マーカーを含む第1レーンを切り出し、臭化エチジウムで染色します。2次元目のために、Lambda Hind III マーカーをガイドとして、大きなブッチャーナイフを用いてゲルのレーンを切り出し、各レーンの線状プラスミドの予想泳動位置より下の領域を切り取って廃棄します。2次元目のゲルを作製するには、切り出した各スライスを空のゲルキャスターの上部に水平に配置します。XTBEを用いて1%AROS溶液を調製し、55°Cまで冷却します。冷却後、ゲル溶液を注いで2次元目をキャストし、ゲルのスライスが完全に覆われていることを確認してください。ゲルを注ぐ前に、スライスが均等に配置され、キャスターが水平であることを確認することが重要です。ゲルが凝固した後、バッファーを再循環させることができる電気泳動装置を用いて、6.5 V/cmで5時間30分から7時間、2次元目（第2次元）の泳動を行います。高電圧および高濃度のAgroseゲルにより、DNA断片はサイズだけでなく形状に基づいて効果的に分離されます。非線形な形状の断片は、泳動後の2次元目において移動速度が遅くなります。ゲルを水で1回すすぎ、その後、400 mLの0.25 M塩酸中で緩やかに撹拌しながら15分間、2回洗浄します。酸洗浄は、DNA分子を部分的にニックしてより小さな断片に分断するために行います。これは、DNA複製中間体のサイズが大きく形状が特殊であるため、サザン分析における転写効率を高めるために必要です。アルカリ転写に向けてゲルを準備するには、ゲルを再度水で洗浄し、次いで0.4 molar 水酸化ナトリウム 400 millilitersで30分間、2回洗浄します。その後、本手順の記述部分に記載されている通り、0.4 molar 水酸化ナトリウムを用いた下方アルカリ転写システムを使用して、ゲル内のDNAを高結合nプラスナイロンメンブレンに転写します。DNAの転写を6〜12時間行い、転写完了後に記述プロトコルに従ってプローブハイブリダイゼーションを継続します。メンブレンのプローブおよび洗浄が完了したら、液体が目に見えて消失するまで、メンブレンをペーパータオル上に置いておきます。次に、メンブレンをポリ塩化ビニル（PVC）製ラップで包み、ホスホイメージャースクリーンに密着させます。最後に、Storm 840および付属のImageQuantを用いて、放射活性の可視化および定量を行います。2Dアガロースゲル分析により観察された、制限酵素で消化したPBR 3 22プラスミドの移動パターンを図示します。非複製の線状プラスミドは4.4 KBの線状断片として移動し、複製プラスミドはY字型の構造を形成します。複製プラスミドは、そのサイズが大きく非線形な形状であるため、非複製断片よりも移動速度が遅くなります。この移動パターンは、UV照射後、線状領域からウェルに向かって伸びる弧を描きます。二重Y字型またはX字型の分子がコーン領域で観察され、Y字型分子のアークよりも緩やかに移行します。P 32標識PBR 3 22でプローブした2Dゲルのサザン解析の例を、UV照射直後の細胞およびUV照射15分後の細胞について示します。放射線照射後、細胞が対数増殖期で急速に成長しているとき、全プラズマDNAの約1%がYアークに認められます。損傷部位に停止した複製フォークが蓄積するにつれて、YS形状の分子の一時的な増加が観察されます。また、L字型の複製中間体も一時的に蓄積し、病変が修復される時期と相関して持続します。以上で、二次元ゲル電気泳動を用いてDNA修復中間体を可視化する方法を解説しました。この手順を行う際は、収量を低下させる原因となるせん断力に注意し、すべてのサンプルとゲルを慎重に取り扱うことが重要です。以上となります。ご視聴ありがとうございました。実験の成功をお祈りいたします。

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Research

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