October 27th, 2011
DT40、モデル脊椎動物の遺伝学的システムは、タンパク質の機能を解析する強力なツールが用意されています。ここでは、単一分子レベルでのDT40細胞におけるS期の間にDNA合成に影響を与えるパラメータの定性的な分析を可能にするシンプルな方法を説明します。
この手順の全体的な目標は、DNA複製を単一分子レベルで視覚化することです。まず、新たに合成したDNAにハロゲン化ヌクレオチド類似体を組み込むことから始めます。生細胞では、標識されたDNAを持つ細胞を顕微鏡で見つけます。
次に、スライドは細胞を置き、DNAを顕微鏡スライド上に伸ばします。その後のDNAファイバーの免疫染色と蛍光顕微鏡画像の解析により、全体的な複製フォークのダイナミクスを明らかにし、全体的な複製プログラムに影響を与えるパラメータの定量分析が可能になります。過去数年にわたり、生細胞内の個々の複製フォークの動きを視覚化するために、さまざまなバージョンのDNAファイバーFluor技術が開発されました。
これから目の当たりにするDT40細胞のin vivo実験は、1日で完了でき、一般的な実験装置と蛍光顕微鏡だけでその手順を実証できるのは、私の研究室のポスドクであるレベッカ・シュワブ博士です。in vivoでDT 40細胞を標識するには、指数関数的に増殖する培養から始めます。IDUラベルを最終濃度25マイクロモルに添加し、細胞懸濁液を混合します。
細胞を摂氏38度と二酸化炭素5%で20分間よくインキュベートします。次に、CLDUラベルを最終濃度250マイクロモルに添加します。細胞懸濁液を混合してインキュベートします。
次に、DT 40セルを氷冷PBS reusで洗浄します。細胞ペレットを冷たいPBSに懸濁し、標識した細胞を氷上に保ちます。スライドガラスの一方の端に2マイクロリットルの細胞懸濁液を見つけ、液滴の量が大幅に減少するまで空気乾燥させますが、完全には乾きません。
次に、細胞懸濁液の上に7マイクロリットルの繊維溶解溶液を加え、ピペットチップで2分間インキュベートして溶液を穏やかに混合します。次に、スライドを15度傾けて、繊維がスライドに沿って広がるようにします。繊維溶液がスライドの底に達したら、水平に置いて風乾します。
この時点で、スライドに沿って細い不透明な線が見えるはずです。伸ばした繊維の始まりを鉛筆でマークします。まず、スライドを3〜1メタノールに酢酸に10分間浸します。
スライドを蒸留水で洗い、2.5モルの塩酸に80分間浸します。スライドをPBSで3回5分間軽くたたいます。余分なPBSをペーパータオルに集めます。
次に、スライドを水平に向けます。次に、各スライドの上にPBS中の5%BSAをピペットで固定し、カバースリップを20分間インキュベートします。カバースリップをスライドガラスにそっと動かします。
余分なBSAをペーパータオルで取り除きます。次に、抗BRDU一次抗体溶液の50マイクロリットルをピペットで吸います。各スライドに。
ゲームをカバースリップで覆い、加湿チャンバーで2時間インキュベートします。カバースリップを取り外した後、スライドをPBSで5分間3回洗浄します。二次抗体溶液ポジションカバースリップを50マイクロリットル塗布し、スライドを光から保護します。
その後、1時間インキュベートします。カバースリップを取り外し、スライドをPBSで5分間3回洗います。最後に、各スライドにベクトルシールド封入剤を一滴加えます。
カバースリップをそっと押して、その周りの余分な液体を取り除きます。ペーパータオルでカバースリップを透明なマニキュアで密封し、風乾します。スライドはマイナス20°Cで保管してください。
鉛筆マークの近くのスライドにイマージョンオイルを一滴垂らし、繊維の位置を特定し始めます。メインバンドルから離れて、ファイバーが互いに明確に分離されている領域を見つけます。一般的な実験では、バイアスを避けるために、1つのカラーチャネルのみを使用して画像を選択します。
次に、各サンプルの写真を約10枚撮ります。スライドに沿って移動して異なる写真を撮ります。スライドの1つの領域では、代表的な繊維長や複製構造が得られない場合があります。画像を画像解析プログラムにインポートします。
100本の繊維路の長さを測定するか、150〜200の異なる複製構造を数えます。ダブルラベリングファイバー技術により、異なる複製構造を区別することができます。新たに複製されたDNAは、抗体標識ヌクレオチドアナログのラインとして視覚化できます。
ここでは、伸びる分岐点が隣接する赤と緑の信号として表されています。新しい開始イベントは、細胞が最初の標識でインキュベートされている間に発火した起源と、インキュベーション中に2番目の標識で発火した起源に分けることができます。前者は隣接する緑、赤、緑の信号で構成され、後者は緑の線で構成されています。唯。
終了イベントは、隣接する赤、緑として現れます。赤い信号が点在しています。原点は、連続する原点と終端信号で構成されます。
実験計画に応じて、失速または崩壊したフォークは、赤のみの信号または赤の線とそれに続く短い緑のトラクトとして定義できます。この実験では、野生型DT 40細胞の平均フォーク速度は毎分0.4ミクロンです。63%の進行中のフォーク、10%のオリジン、16%のストールフォーク、8%のターミネーション、3%のファイバーが散在しています。
このビデオを見れば、DT 40細胞のレプリケーションフォークダイナミクスを可視化し、解析する方法を十分に理解できるはずです。これにより、DNA複製の欠陥を調査するための重要なツールが提供されます。
この記事では、モデル脊椎動物遺伝系であるDT40細胞において、単分子レベルでのDNA複製を可視化する手法について説明します。この技術により、S期におけるDNA合成パラメータの定性的分析が可能になります。
Single-molecule visualization of DNA replication in DT40 cells enables precise interrogation of replication fork dynamics, supporting mechanistic de-risking in early discovery. This approach provides quantitative and qualitative insights into genome stability mechanisms, directly informing target validation and pathway analysis. The method's rapid turnaround and accessibility facilitate integration into high-throughput discovery pipelines for portfolio triage and risk-adjusted advancement.
This DNA fiber technique positions within the early discovery to lead identification continuum, enabling hypothesis testing and mechanistic validation before preclinical studies.