Summary
Här presenterar vi ett raffinerat protokoll för att effektivt avslöja biotinylerade dextran amine (BDA) märkning med en fluorescerande färgning metoden genom ett ömsesidigt neural pathway. Den är lämplig för att analysera i fina struktur av BDA märkning och särskilja det från andra neurala element under en confocal laser skanning Mikroskop.
Abstract
Ultrahög molekylvikt biotinylerade dextran amine (BDA) har använts som mycket känsliga neuroanatomiska spårämne för många årtionden. Eftersom kvaliteten på dess märkning påverkades av olika faktorer, här, ger vi en raffinerad protokollet för tillämpning av hög molekylvikt BDA för att studera optimal neurala märkning i centrala nervsystemet. Efter stereotaktisk injektion av BDA i ventrala posteromedial kärnan (VPM) i thalamus i råtta genom ömtåliga glas pipett, var BDA fläckade av fluorescerande streptividin-Alexa (AF) 594 och counterstained med fluorescerande Nissl fläck AF500/525. På bakgrund av gröna Nissl färgning, visades röda BDA märkning, inklusive neuronala cell organ och axonal terminaler, mer tydligt i somatosensoriska cortex. Dessutom dubbla fluorescerande färgning för BDA och den kalcium-bindande protein parvalbumin (PV) genomfördes för att iaktta korrelationen av BDA etiketterings- och PV-positiv interneuroner i kortikala målet, som ger möjlighet att studera lokalen neurala kretsar och deras kemiska egenskaper. Således, raffinerade metoden passar inte bara för att visualisera hög kvalitet neurala märkning med hög molekylvikt BDA genom ömsesidiga nervbanor mellan thalamus och hjärnbarken, men också tillåter samtidiga demonstrationen av andra neurala markörer med fluorescerande histokemi eller immunkemi.
Introduction
Ultrahög molekylvikt BDA (10.000 molekylvikt), en mycket känslig tracer, har använts för att spåra nervbanor i det centrala nervsystemet för över 20 år1. Även om användningen av BDA är en gemensam neurala tarmkanalen spårning teknik, kan kvaliteten på BDA märkning påverkas hos djur av olika faktorer1,2,3. Vår senaste studie visade att optimal struktur BDA märkning är inte bara förknippas med en ordentlig efter injektion överlevnadstid, men också korrelerade med färgning metod4. Tills nu, konventionella metoden-biotin-peroxidas komplex (ABC), streptividin-fluorescein isotiocyanat och streptividin-AF594 användes färgning metoder för att avslöja BDA märkning i tidigare studier2,3, 4,5. I jämförelse, kan fluorescerande färgning för BDA enkelt utföras.
För att förlänga tillämpningen av hög molekylvikt BDA, infördes ett raffinerat protokoll i den aktuella studien. Efter injektion av BDA till VPM i thalamus i råtthjärna var BDA märkning avslöjade av den vanliga metoden för standard ABC färgning samt dubbel fluorescerande färgning, som genomfördes för att observera korrelationen av BDA märkning och grundläggande neurala element eller interneuroner i kortikala målet med streptividin-AF594 och fluorescerande Nissl histokemi eller PV-immunkemi, respektive. Genom de ömsesidiga nervbanor mellan VPM och den primära somatosensoriska cortex (S1)6,7,8fokuserat vi vår observation på BDA märkning i thalamocortical projiceras axoner och corticothalamic projicerade cell somas i S1. Genom denna process förväntas vi ge inte bara ett detaljerat protokoll för att få den höga kvaliteten på neurala märkning med hög molekylvikt BDA, men också en raffinerad protokollet om kombinationen av fluorescerande BDA märkning och andra fluorescerande neurala markörer med histokemi eller immunkemi. Detta tillvägagångssätt är att föredra att studera de lokala neurala kretsarna och deras kemiska egenskaper enligt en confocal microscopy laserscanning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denna studie godkändes av den etiska kommittén vid China Academy för kinesiska medicinska vetenskaper (referensnummer 20160014). Alla förfaranden genomfördes i enlighet med den nationella institut för hälsa Guide för skötsel och användning av försöksdjur (National Academy Press, Washington, D.C., 1996). Fyra vuxna hanråttor (vikt 250-280 g) användes i denna studie. Alla djur var inrymt i en 12 h ljus/mörk cykel med kontrollerad temperatur och fuktighet, och får gratis tillgång till mat och vatten. Instrument och material som används i den aktuella studien visades i figur 1. Innan operationen rengjordes alla instrument, såsom stereotaxic ram och glas pipett med 70% etanol.
1. kirurgiska ingrepp
- Bestämma området samordna intresset VPM använder en stereotaxic atlas9 (figur 2A).
- Förbereda en 1 µL mikro-spruta försedd med en glas mikropipett (med en spets diameter cirka 10-20 µm) (figur 1 d) och testa den med flytande paraffin.
- Söva råttorna med 7% chloral hydrat (0,7 mL/100 g) av intraperitoneal injektion.
- När djup anestesi har bekräftats med svans nyp och pedal tillbakadragande reflexen, raka toppen av djurets huvud med en rakapparat och skrubba operationsområdet 3 gånger med 10% povidon jod följt av 70% etanol respektive.
- Placera råtta i stereotaxic enheten genom att placera trubbiga öra barer i öronen och placera råttans övre framtänderna i munnen hållaren (figur 1E), och sedan tillämpa oftalmologiska salva på ögonen.
- Rensa huvudet huden i operationsområdet igen med 70% etanol. Använd sterila operationshandskar och handdukar för att underhålla operationen under de sterila förhållandena.
- Göra ett sagittalt snitt i huden med en skalpell längs sagittal suturen (figur 1F).
- Skrapa muskler och periostet från skallen med steril bomull spets applikatorer under hela operationen att kontrollera blödning (figur 1F).
- Använda fördefinierade koordinater från en atlas (figur 2A), ta reda på var (-3,3 mm Bregma punkt, 2.6 mm höger mittlinjen) kraniotomi (figur 1 g).
- Utföra en kraniotomi använder en burr borr med lite runda-tip (nr 106) (figur 1 H), och fortsätta borrning till omkring en 1 mm djup inom några minuter tills de når hjärnhinnorna (figur 1I).
- Punktskatt dura mater använder microforceps för att exponera hjärnbarken på injektionsstället (bild 1I).
- Ändra flytande paraffin i mikro-sprutan med 10% BDA (10.000 molekylvikt, i destillerat vatten) lösning (figur 1J).
- Montera sprutan in i Mikroskop apparaten och Anslut en micro-pumpen (figur 1 K).
Obs: Den volym som injiceras är beroende av hastigheten på micro-pumpen. Här justerades det till 30 nL/min (figur 1 L). - Under ett stereomikroskop, infoga en glas mikropipett manuellt med Mikroskop apparaten i VPM genom kortikala ytan av hjärnan på djupet av 5.8 mm (figur 1 M).
- Tryck-injicera en 100 nL 10% BDA till VPM över en period på 3 min (35 nL/min) med en mikro-pump (figur 1 L, M).
- Efter injektionen, Håll pipetten på plats för en ytterligare 5 min och sedan dra tillbaka långsamt.
- Sutur såret med steril tråd (figur 1N). Följ dina lokala djurvård kommitténs riktlinjer för pre- och postoperativ analgesi.
- Placera råtta i en varm återvinning område tills det återfår medvetandet och är helt återställd.
- Tillbaka återvunna råtta till sin bur.
2. perfusioner och sektioner
- Efter en överlevnadstid på vanligen 10 dagar, injicera djuret med en överdos av 10% uretan (2 mL/100 g) av intraperitoneal injektion att inducera dödshjälp.
- BEGJUTA experimentella råttorna i huven (figur 1).
- När andningen slutar, öppna med sax och pincett, brösthålan råttans tillgång till hjärtat. Infoga en intravenös kateter in i vänster kammare mot aorta, och öppna sedan rätt hjärtörat.
- Först BEGJUTA med 0,9% fosfatbuffrad saltlösning (PBS) vid fysiologisk temperatur (37 ° C) ca 1-2 min tills blodet spännande från hjärtat är klart, och sedan fortsätta med 250-300 mL 4% PARAFORMALDEHYD i 0,1 M fosfatbuffert (PB, pH 7,4).
- Efter perfusionen, incisionsfilm huvud huden och öppna skallen, och sedan dissekera ut råtthjärna. Efter fixa dissekerade hjärnan i 4% PARAFORMALDEHYD för 2 h i rumstemperatur (26 ° C), sedan cryoprotect i 30% sackaros i 0,1 M fosfatbuffrad Koksaltlösning (pH 7,4) i 3 dagar vid 4 ° C tills hjärnan är nedsänkt i lösningen (figur 1 P).
- När hjärnan är nedsänkt i lösningen, dela in hjärnan i tre block i den koronala riktningen på hjärnan matriserna (figur 1Q). Centrala blocket innehåller VPM och S1.
- Skär det centrala blocket i hjärnan på 40 µm på en frysning scen glidande mikrotomen system i koronalt riktning. Samla dessa sektioner som är ordnad i en 6-väl maträtt med 0,1 M fosfatbuffrad Koksaltlösning (pH 7,4) (siffror 1R, S).
3. standard ABC färgning
Obs: Fri svävande sektioner från varje tredje koronalt avsnitt av hjärnan användes för att visualisera BDA märkning med standard ABC förfarande10.
- Skölj avsnitt i 0,1 M fosfatbuffrad Koksaltlösning i ca 1 min.
- Inkubera i avsnitt i 1% ABC lösning i 0,1 M PB (pH 7,4) innehållande 0,3% Triton x-100 för 1 h i rumstemperatur.
- Tvätta i avsnitt tre gånger i 50 mM Tris buffert (pH 7,4).
- Fläcken avsnitten i en lösning som innehåller 0,02% 3, 3'-Diaminobenzidin tetrahydrochloride (DAB) och 0,01% H2O2 i 50 mM Tris buffert för ca 2-5 min i rumstemperatur.
- Tvätta i avsnitt tre gånger i 50 mM Tris buffert (pH 7,4).
- Montera avsnitten på objektglas med standard histochemical metoder (figur 1T; se Kompletterande Video fil III, perfusion och sektioner).
- Torka avsnitten i luften över natten i rumstemperatur.
- Torkar ut avsnitten kort i en serie av alkohol (50%, 70%, 95%, 100%) lösningar. Dränka bilder i varje lösning för ca 15 s. Låt inte bilderna ska torka ut mellan varje steg.
- Avmarkera avsnitten i xylen tre gånger, ca 20 min.
- Sätta 2 eller 3 droppar av balsam på skivor sedan placera coverslips på avsnitten.
4. dubbel fluorescerande färgning för BDA och grundläggande neurala element i hjärnbarken
Obs: däremot dubbla fluorescerande färgning genomfördes för att observera korrelationen av BDA märkning och grundläggande neurala element på den intilliggande delar ovanstående används med streptividin-AF594 och counterstained med fluorescerande Nissl fläck AF500/525.
- Skölj avsnitt i 0,1 M fosfatbuffrad Koksaltlösning i ca 1 min.
- Inkubera i avsnitt i en blandad lösning av streptividin-AF594 (1: 500) och AF500/525 grön fluorescerande Nissl fläcken (1:1, 000) i 0,1 M fosfatbuffrad Koksaltlösning (pH 7,4) innehållande 0,3% Triton x-100 för 2 h i rumstemperatur.
- Tvätta i avsnitt tre gånger i 0,1 M PB (pH 7,4).
- Montera avsnitten på objektglas med standard histochemical metoder. Torka avsnitten i luften för ca 1 h.
- Gälla de fluorescerande avsnitten med 50% glycerin i destillerat vatten innan observation coverslips.
5. dubbel fluorescerande färgning för BDA och interneuroner i hjärnbarken
Obs: Dubbel fluorescerande färgning genomfördes för att observera korrelationen av BDA märkning och interneuroner på representativa delar i kortikala målet med streptividin-AF594 och PV-immunkemi.
- Skölj de representativa avsnitten i 0,1 M fosfatbuffrad Koksaltlösning (pH 7,4) för ca 1 min.
- Inkubera i avsnitt en blockerande lösning innehållande 3% normala get serum och 0,3% Triton x-100 i 0,1 M fosfatbuffrad Koksaltlösning i 30 min.
- Överföra avsnitten i en lösning av mus monoklonal anti-PV IgG (1:1, 000) i 0,1 M PBS (pH 7,4) innehållande 1% normala get serum och 0,3% Triton x-100 för övernattning vid 4 ° C.
- Följande dag, tvätta i avsnitt tre gånger i 0,1 M fosfatbuffrad Koksaltlösning (pH 7,4).
- Exponera avsnitten till en blandad lösning av get-anti-mouse-AF488 sekundär antikropp (1: 500), streptividin-AF594 (1: 500), och 4', 6-diamidin-2-fenylindol dihydroklorid (DAPI, 1:40, 000) i 0,1 M PBS (pH 7,4) innehållande 1% normala get serum och 0,3% Triton X-100 för 1 h.
- Upprepa steg 4,3-4,5.
6. observation
- Ta bilder av VPM, thalamocortical axoner och corticothalamic nervceller.
- Observera de fluorescerande proverna med en confocal imaging system utrustade med mål linser (4 x, NA: 0,13; 10 x, NA: 0,40; och 40 x, NA: 0,95). Använd excitation och utsläpp våglängder av 405 (blått), 488 (grön) och 559 (röd) nm.
Obs: Här confocal pinhole är 152 µm (4 x, 10 x) och 105 µm (40 x). Bildinsamling rumslig upplösning är 1024 × 1024 pixel (4 x, 10 x) och 640 × 640 pixel (40 x). - Ta tjugo bilder i successiva ramar 2 µm från varje sektion på tjockleken 40 µm (Z-serien).
- Integrera bilder i en enda bild i fokus med confocal bildbehandling programvarusystem för tredimensionell analys enligt följande: Ange starta fokalplan → Ställ in slutet fokalplan → ange steg storlek → Välj djup mönster → bild fånga → Z series.
- Observera de fluorescerande proverna med en confocal imaging system utrustade med mål linser (4 x, NA: 0,13; 10 x, NA: 0,40; och 40 x, NA: 0,95). Använd excitation och utsläpp våglängder av 405 (blått), 488 (grön) och 559 (röd) nm.
- Ta brightfield bilder av ett ljusmikroskop utrustad med en digital kamera (4 x, NA: 0,13; 10 x, NA: 0,40; och 40 x, NA: 0,95 linser). Använd en exponeringstid på 500 ms användning fotoredigeringsprogram att justera ljusstyrka och kontrast av bilder och lägga till etiketter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Överlevnad av 10 dagar post injektion av BDA i VPM var tillräcklig för att producera intensiv neurala märkning på motsvarande kortikala områden ipsilaterala injektion sida (figur 2). Både konventionella ABC och fluorescerande färgning förfaranden för BDA avslöjade det liknande mönstret av neurala märkning på S1, inklusive anterogradely märkt thalamocortical axoner och retrogradely märkt corticothalamic nervceller (figur 2 c, D ).
För den anterogradely märkt axoner, de observerades från lager 2 till lager 6 med högre densitet på lagret 4, och den typiska typ av thalamocortical axoner observerades i området fat (figur 2 c, D). I vyn högre förstoring presenterade BDA märkning tydligt på axonal stam, grenar, säkerheter och små varicosities (figur 3A). Retrogradely märkt kortikala pyramidala nervceller visades under märkta thalamocortical axoner som ska visas, och deras cell organ utdelat på lager 5/6, men deras apikala dendriter utvidgas till lager 2 (figur 2 c, D). BDA märkning inte bara presenteras i de neuronala cell organ och dendriter, men också i Dendritutskotten, som visas som Golgi-liknande upplösning (figur 3B).
Dessutom utfördes dubbla fluorescerande färgning också för att observera korrelationen av BDA märkning och interneuroner i kortikala målet med streptividin-AF594 och PV-immunkemi. Runt BDA märkning i kortikala målet, distribuerades PV-positiv nervceller från lager 2 till 6 lager med hög koncentration i nivå 4 (figur 4A). Det fanns ingen PV-positiv nervceller ska förses med BDA, dock BDA-märkt axonal terminaler hittades runt ytan av PV-positiv cell organ och PV-positiv axonal terminaler runt BDA-märkt kortikala pyramidala nervceller (figur 4B, C ).
Figur 1. Fotografier av viktiga kirurgiska steg och huvudsakliga instrument som ska användas i detta experiment.
A: stereotaxic enheten. B: dental borren. C: kirurgiska verktyg (skalpell, microforceps och etc.) D: Micro-spruta försedd med en glas mikropipett. E: placera råtta huvudet i stereotaxic enheten. F: Rengör operationsområdet. G: bekräfta den Bregma punkten. H: borra skallen. Jag: exponera hjärnbarken. J: Ladda 10% BDA i mikro-sprutan. K: montera sprutan in i apparaten för mikro-injektion. L: justera hastigheten på micro-pumpen. M: Infoga glas mikropipett i VPM. N: sutur såret med steril tråd. O: BEGJUTA råtta i huven. P: dissekera ut hjärnan. Q: dela in hjärnan i tre block med hjärnan matriserna. R: skär hjärnan på en frysning scen glidande mikrotomen system. S: samla hjärnan sektioner ordnad i en 6-väl maträtt. T: montera avsnitten på objektglas. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. Injektionsstället och typiska neurala märkning med hög molekylvikt BDA i somatosensoriska cortex.
A: injektionsstället bestämdes på en stereotaxic atlas. B: representativa photomicrograph visar injektionsstället av BDA (röd) i ventrala posteromedial kärnan i thalamus (VPM) på bakgrunden av gröna Nissl färgning. C: Photomicrograph fluorescerande BDA märkning, inklusive thalamocortical axoner i lager 4 och corticothalamic nervceller i lager 5/6. D: Photomicrograph konventionella BDA märkning med ett standardförfarande för avidinen-biotin-peroxidas som visar liknande mönster av neurala märkning till fluorescerande BDA märkning. VPL, ventrala posterolateral kärnan i thalamus. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. Hög kvalitet på neurala märkning med hög molekylvikt BDA på bakgrunden av gröna Nissl färgning.
A: högre förstoring utsikt över anterogradely märkt axonal arbors (röd) i detalj. B: högupplösta fotografier visar retrogradely märkt neuronala cellkroppen, dendriter, och Dendritutskotten (röd) i detalj. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4. Korrelationen av BDA etiketterings- och kalcium-bindande protein PV-positiv interneuroner i kortikala målet.
A: distribution av BDA märkning (röd) och PV-positiv interneuroner (grön) i somatosensoriska cortex. B: högre förstoring Visa fördelningen av BDA-märkt axoner och PV-positiv interneuroner i lager 4. C: högupplöst fotografi av BDA-märkt kortikala pyramidala cell (röd) och PV-positiv interneuroner (grön) i lager 5/6. Alla prover var counterstained med DAPI (blå). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Kompletterande Video filer: Kompletterande videor visar kortfattat de kirurgiska ingreppet, injektion av BDA till VPM, perfusion och snittning och resultat. I videofilen heter ”IV. Representativa resultat ”, tredimensionella confocal laser scanning mikroskopi och analys system resultaten visas. Hög upplösning animation visar retrogradely märkt neuronala cellkroppen, dendriter och Dendritutskotten (röd) i detalj. Vänligen klicka här för att hämta den här filen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Välja en ordentlig tracer är ett kritiskt steg för en framgångsrik neurala spårning experiment. I familjen av BDA, hög molekylvikt BDA (10.000 molekylvikt) rekommenderades att transporteras företrädesvis via anterograd neurala vägen i motsats till låg molekylvikt BDA (3.000 molekylvikt)2,3 , 11 , 12 , 13. men många studier föreslog också att hög molekylvikt BDA kan också potentiellt användas för retrograd väg spårning parallellt med anterograd spårning1,2,3. Genom de ömsesidiga nervbanor mellan VPM och S1 gav vi ytterligare bevisning till stöd för tanken att höga molekylär vikt BDA är lämplig för dubbelriktad tarmkanalen spårning4. På ett liknande sätt i den här domänen, hög molekylvikt BDA användes också i visuella och auditiva systemet för prövningen ömsesidiga anslutningarna mellan dorsala laterala geniculate kroppen och syncentrum som mediala geniculate kroppen och auditiva cortex 3 , 14.
I neurala spårning experimentet är de andra viktigt överväganden valet av färgning metod för neurala märkning. I de flesta tidigare studier, både konventionella ABC protokoll och fluorescerande streptividin färgning metoden har används för att undersöka BDA märkning och avslöjade den liknande morfologiska mönster1,2,3 , 4 , 5. här, Vi hittade att streptividin-AF594 inte var bara ett rätt val för BDA-märkning, men passar även att kombinera med andra neurala markör, till exempel fluorescerande Nissl och PV-antigen, som ger en ny möjlighet för observation av sambandet mellan BDA märkning och andra neurala element. Även om den konventionella metoden för dubbel-färgning för BDA och andra neurala markörer genomfördes också ofta med tvåfärgad DAB förfarande14,15, det är inte lämpligt för att använda en tredimensionell analyssystem under en Confocal laser scanning mikroskopi. Ur en teknisk synvinkel ger vår nuvarande studie en värdefull referens till tydligt jämföra mellan BDA märkning och annan märkning.
Den neurala tarmkanalen spårning tekniken användes ursprungligen för att avslöja neuronala kopplingar mellan injektionsstället och dess mål i nervsystemet; forskare var emellertid fortfarande i jakten idealisk struktur neurala märkning med en ordentlig tracer16,17. I motsats till andra spårämnen, såsom pepparrotsperoxidas och subenhet B av kolera toxin, producerar hög molekylvikt BDA högre kvalitet neurala märkning för att kvantifiera antalet axonal arbors och nervcellernas dendriter16,17 . Även om kvantitativ analys av BDA märkning inte genomfördes i den aktuella studien, ger högre kvalitet neurala märkning med BDA mer möjligheter nära förstå de morfologiska kännetecken på märkta axonal arbors och neuronala dendriter.
Liknar programmet av många andra spårämnen, en rad viktiga frågor bör övervägas för denna experimentella förfarandet, inklusive: koncentration och volymen av BDA används för injektion, rätta platsen för injektionen, spets diameter glas pipetten, kirurgiska processen, optimal överlevnadstid, perfusion, avsnitt och observation i Mikroskop. Det är direkt associerade med kvaliteten på BDA märkning vad vi förväntat. Förutom de kritiska steg som nämns ovan, finns det tekniska begränsningar som kräver uppmärksamhet, såsom avståndet från webbplatsen injicerade märkt målet, som är beroende av vilken modell djurart som används i experiment3, 5 , 18. i ett ord, en lyckad spårning studie beror på varje steg i förfarandet för hela experimentella.
I den aktuella studien, har vi tillhandahållit en raffinerad protokoll för att visa att den fluorescerande BDA färgning metoden är ett effektivt sätt för att få den höga kvaliteten på neurala märkning, vilket samtidigt kan kombineras med andra neurala markörer med hjälp av fluorescerande histokemi eller immunkemi. Jämföra konventionella BDA färgningen med förfarandet för DAB, kan vi enkelt analysera i fina struktur av BDA märkning och skilja den från andra neurala element i målet spårning under en confocal microscopy för laserscanning av den nuvarande lysrör tillvägagångssätt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har något att avslöja.
Acknowledgments
Studien finansierades av den National Natural Science Foundation Kina (projektet kod nr 81373557, nr 81403327).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Biotinylated dextran amine (BDA) | Molecular Probes | D1956 | 10,000 molecular weight |
| Streptavidin-Alexa Fluor 594 | Molecular Probes | S32356 | Protect from light |
| 500/525 green fluorescent Nissl stain | Molecular Probes | N21480 | Protect from light |
| Brain stereotaxis instrument | Narishige | SR-50 | |
| Freezing microtome | Thermo | Microm International GmbH | |
| Confocal imaging | Olympus | FV1200 | |
| system | |||
| Micro Drill | Saeyang Microtech | Marathon-N7 | |
| Sprague Dawley | Institute of Laboratory Animal Sciences, Chinese Academy of Medical Sciences | SCKX (JUN) 2012-004 | |
| Vectastain ABC Kit | Vector Laboratories | PK-4000 | |
| superfrost plus microscope slides | Thermo | #4951PLUS-001 | 25x75x1mm |
| Photoshop and Illustration | Adobe | CS5 |
References
- Veenman, C. L., Reiner, A., Honig, M. G. Biotinylated dextran amine as an anterograde tracer for single- and double-labeling studies. J Neurosci Methods. 41, 239-254 (1992).
- Reiner, A., Veenman, C. L., Medina, L., Jiao, Y., Del Mar, N., Honig, M. G. Pathway tracing using biotinylated dextran amines. J Neurosci Methods. 103, 23-37 (2000).
- Ling, C., Hendrickson, M. L., Kalil, R. E. Resolving the detailed structure of cortical and thalamic neurons in the adult rat brain with refined biotinylated dextran amine labeling. PLoS One. 7, e45886 (2012).
- Zhang, W. J., et al. Anterograde and retrograde tracing with high molecular weight biotinylated dextran amine through thalamocortical and corticothalamic pathways. Microsc Res Tech. 80, 260-266 (2017).
- Han, X., et al. Biotinylated dextran amine anterograde tracing of the canine corticospinal tract. Neural Regen Res. 7, 805-809 (2012).
- Armstrong-James, M., Callahan, C. A. Thalamo-cortical processing of vibrissal information in the rat. II. spatiotemporal convergence in the thalamic ventroposterior medial nucleus (VPm) and its relevance to generation of receptive fields of S1 cortical "barrel" neurones. J Comp Neurol. 303, 211-224 (1991).
- Armstrong-James, M., Callahan, C. A., Friedman, M. A. Thalamo-cortical processing of vibrissal information in the rat. I. Intracortical origins of surround but not centre-receptive fields of layer IV neurones in the rat S1 barrel field cortex. J Comp Neurol. 303, 193-210 (1991).
- Agmon, A., Yang, L. T., Jones, E. G., O'Dowd, D. K. Topological precision in the thalamic projection to neonatal mouse barrel cortex. J Neurosci. 15, 549-561 (1995).
- Paxinos, G., Watson, C. The rat brain in stereotaxic coordinates. , Academic Press. San Diego. (1998).
- Davidoff, M., Schulze, W. Standard avidin-biotin-peroxidase complex (ABC) staining combination of the peroxidase anti-peroxidase (PAP)-and avidin-biotin-peroxidase complex (ABC)-techniques: an amplification alternative in immunocytochemical staining. Histochemistry. 93, 531-536 (1990).
- Fritzsch, B. Fast axonal diffusion of 3000 molecular weight dextran amines. J Neurosci Methods. 50, 95-103 (1993).
- Kaneko, T., Saeki, K., Lee, T., Mizuno, N. Improved retrograde axonal transport and subsequent visualization of tetramethylrhodamine (TMR) -dextran amine by means of an acidic injection vehicle and antibodies against TMR. J Neurosci Methods. 65, 157-165 (1996).
- Medina, L., Reiner, A. The efferent projections of the dorsal and ventral pallidal parts of the pigeon basal ganglia, studied with biotinylated dextran amine. Neuroscience. 81, 773-802 (1997).
- DE Venecia, R. K., Smelser, C. B., McMullen, N. T. Parvalbumin is expressed in a reciprocal circuit linking the medial geniculate body and auditory neocortex in the rabbit. J Comp Neurol. 400, 349-362 (1998).
- Ojima, H., Takayanagi, M. Use of two anterograde axon tracers to label distinct cortical neuronal populations located in close proximity. J Neurosci Methods. 104, 177-182 (2001).
- Kobbert, C., Apps, R., Bechmann, I., Lanciego, J. L., Mey, J., Thanos, S.
- Vercelli, A., Repici, M., Garbossa, D., Grimaldi, A. Recent techniques for tracing pathways in the central nervous system of developing and adult mammals. Brain Res Bull. 51, 11-28 (2000).
- Liao, C. C., Reed, J. L., Kaas, J. H., Qi, H. X. Intracortical connections are altered after long-standing deprivation of dorsal column inputs in the hand region of area 3b in squirrel monkeys. J Comp Neurol. 524, 1494-1526 (2016).
