Summary
Ce protocole décrit un moyen efficace de contrôler la persistance de la cellule et la biodistribution des dérivés adipeux mésenchymateuses des cellules souches humaines (haMSCs) par fluorescence rouge sombre étiquetage dans un modèle de l’arthrose (KOA) de genou de rat par injection intra-articulaire de (IA).
Abstract
Afin de soutenir l’application clinique de thérapie dérivée adipeux mésenchymateuses cellules souches humaines (haMSC) pour l’arthrose du genou (KOA), nous avons examiné l’efficacité de la persistance de cellules et de biodistribution des haMSCs dans des modèles animaux. Nous avons démontré une méthode pour étiqueter la membrane cellulaire de haMSCs avec un colorant fluorescent lipophile. Par la suite, une injection intra-articulaire des cellules marquées chez les rats avec KOA induite chirurgicalement surveillait dynamiquement par un in vivo système d’imagerie. Nous avons utilisé les lipophiles carbocyanines (DilC18 (5)), un analogue de Dil (dialkylcarbocyanines) fluorescent rouge sombre, qui utilise un laser rouge pour éviter l’excitation de l’autofluorescence verte naturelle des tissus environnants. Par ailleurs, les spectres d’émission décalée vers le rouge d’autorisé imagerie profonde des tissus animaux vivants et la procédure d’étiquetage ne causé aucun effets cytotoxiques ou des dommages fonctionnel à haMSCs. Cette approche s’est avérée être une méthode de suivi efficace pour haMSCs dans un modèle de rat KOA. L’application de cette méthode pourrait également être utilisée pour déterminer l’itinéraire optimal d’administration et la posologie de MSCs provenant d’autres sources dans des études précliniques.
Introduction
L’arthrose du genou (KOA) est une affection dégénérative résultant de la perte du cartilage articulaire et de l’inflammation progressive, qui est devenu une maladie chronique importante chez les personnes âgées autour du monde1. Toutefois, les traitements actuels à l’aide d’anti-inflammatoires non stéroïdiens, les suppléments physiques et interventions chirurgicales ne peuvent fournir un soulagement temporaire pour douleur symptomatique2.
Dérivé d’adipeux mésenchymateuses des cellules souches humaines (haMSCs) sont devenus un remède prometteur régénératrice pour l’arthrose du genou, en raison de leur potentiel de régénération du cartilage et de propriétés immunomodulatrices3, la différenciation multipotente 4. Par rapport aux routes pharmacologiques pour étudier les mécanismes d’action, en vivo, suivi haMSCs vivants dans des modèles animaux de petit KOA est actuellement instructif d’établir la raison d’être et de la faisabilité du traitement haMSC avant l’application clinique. Pour les essais précliniques, méniscectomie interne (MM) déstabilise la charge mécanique de l’articulation pour induire KOA chez les rats, qui fournit un modèle relativement faisable avec reproductibilité conforme5. L’apparition de KOA induite par MM est antérieure à la résection du ligament seule ou combinée avec une méniscectomie interne partielle6. Par conséquent, les interactions à long terme entre haMSCs injecté avec le microenvironnement pathologique de KOA sont souvent évaluées chez les rats induits par MM7,8.
Bien que l’efficacité thérapeutique de haMSCs a été largement rapportés, les connaissances sur la persistance en vivo de haMSCs implantés par injection intra-articulaire de (IA) est rare9,10. Par conséquent, différentes méthodes de marquage cellulaires ont été développés, y compris l’immunohistologie11,12de la luciférase, transfection13 protéine fluorescente verte, oxyde de fer d’étiquetage pour l’imagerie par résonance magnétique (IRM)14 et de nombreuses cellules fluorescentes colorants8,15,16. Par rapport aux analyses histologiques à forte main-d'oeuvre, in vivo imagerie non invasive emploie des dispositifs optiques pour détecter la distribution en temps réel et la dynamique de cellules marquées avec signaux fluorescents10,17. Pour l’imagerie de cellules vivantes fonctionnelle, cytocompatible marquage fluorescent est une technique de suivi sophistiqué radioactifs exempt de révéler des activités cellulaires après transplantation de cellules souches18. En outre, multicolores fluorochromes lipophiles possèdent des avantages par rapport aux colorants hydrophiles amino-réactifs ou des protéines fluorescentes, y compris leur perméabilité cellulaire améliorée et la fluorescence accrue de rendements quantiques19.
Ainsi, les protocoles inclus ici utilisent un rouge laser pour exciter des cellules marquées avec carbocyanines lipophiles a fait (DilC18(5)), qui est un rouge sombre fluorescent Dil (dialkylcarbocyanines) analogique20. Les spectres d’excitation et d’émission décalée vers le rouge des évite les interférences auto-fluorescente et permet aux tissus profonds d’imagerie sur une longue période de temps dans les animaux vivants8. Cette méthode de suivi des cellules en vivo étiqueté avec est valide pour la surveillance des cellules souches transplantées, tels que haMSCs, dans des modèles animaux, qui est essentiel pour comprendre et améliorer l’actuel thérapie régénératrice des cellules souches.
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Protocol
procédures portant sur des sujets animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique et de locaux institutionnels animalier avec un effort pour minimiser les souffrances animales. Le protocole suivant a été approuvé par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) à Shanghai neuvième personnes ’ s hôpital affilié à Shanghai JiaoTong University School of Medicine avec le protocole numéro [2017] 063.
1. mise en place d’un modèle de l’arthrose du genou Surgically-Induced Rat
- pour cette intervention chirurgicale, utilisation 8-12 semaines vieux rats Sprague Dawley (SD) mâles pesant entre 250 et 300 g.
- Anesthésier les animaux avec 40 mg/kg tiletamine et zolazepam 40 mg/kg par injection intramusculaire.
- Placer l’animal dans une position latérale gauche sur une platine chauffante. Raser complètement le genou droit avec un rasoir. Désinfecter la zone chirurgicale avec solution 10 % providone-iode, suivie de l’éthanol à 70 %, répéter deux fois et puis peindre avec une solution providone-iode 10 % et couvre la zone non chirurgical avec un tampon chirurgical.
- à l’aide d’un bistouri, pratiquer une incision de 2 cm latéralement le long du tendon rotulien pour exposer le jointcapsules.
- Utiliser un bistouri pour le ligament collatéral médial du transect. Reflètent le ménisque vers le fémur.
- Goutte de solution de chlorure de sodium 0,9 % stérile sur la surface du cartilage articulaire pendant l’opération afin d’éviter le cartilage ne se dessèchent pas.
- Prenez le ménisque interne avec une pince et couper à travers le ménisque au niveau du col de la fixation tibiale avec un scalpel ( Figure 1 a). Ne pas blesser le cartilage.
- Fermer la capsule articulaire avec une suture résorbable 4-0.
- Suivre les rats chirurgicales jusqu'à ce qu’ils reprennent conscience.
- Injecter 20 mg/kg de gentamicine pour prévenir l’infection et la buprénorphine de 0,05 mg/kg par voie intramusculaire pour soulager la douleur après la chirurgie.
- Maintenir le rat dans une animalerie température contrôlée suivant un cycle de lumière/obscurité de 12 h pendant 3 à 8 semaines et l’apparition KOA. Animaux continue de recevoir des médicaments contre la douleur, y compris mais non limité à la buprénorphine (0,05 mg/kg, i.m.) et de la gentamicine (20 mg/kg, i.m.), si les symptômes persistent.
2. Histologie du Rat KOA modèle d’évaluation des
- sacrifier les rats avec l’inhalation excessive de 2 CO (ajouter un taux de remplissage d’environ 30 % du volume par minute avec le dioxyde de carbone de l’air existant dans la chambre de chambre pour faire l’inconscience animale dans 2-3 min. débit de CO2 de maintenir pendant un minimum de 1 min après la respiration cesse.) à indiqué points dans le temps (représentant résultats figurent à 8 semaines d’induction de KOA allant de 3 à 8 semaines) après la chirurgie.
- disséquer la peau et des muscles autour des articulations du genou et coupée de l’articulation du genou avec un scalpel.
- Fixer les articulations de genou à 4 % de paraformaldéhyde (PFA) pour 3 jours à température ambiante. Par la suite, détartre les échantillons à 20 % d’acide tétraacétique (EDTA) pendant environ 4 semaines à 4 ° C et changer tous les 3 jours de l’EDTA.
ATTENTION : Paraformaldéhyde est toxique, usure approprié équipement de protection individuelle (EPI), comme des gants et des lunettes. - Déshydrater les échantillons à l’aide d’un processeur de tissu automatique. Définissez le menu pour lancer un cycle de chasse comme suit : l’éthanol à 70 % pendant 1 h ; puis l’éthanol à 80 % et 95 % d’éthanol pendant 1 h respectivement ; suivie de 2 cycles d’éthanol à 100 % pendant 1 h ; par la suite, xylène deux fois pendant 1 h chaque fois et chaque fois de paraffine 3 fois à 58 ° C pendant 1 h.
ATTENTION : Xylène est toxique, donc porter les EPI approprié, tels que des gants et des lunettes.
Remarque : Utilisez Coplin Jars pour déshydratation manuelle avec la même mise en place du traitement des tissus automatique. - Poser la face médiale de la face commune intacte et incorporez-le dans le bloc de paraffine avec mouchoir incorporé dans le centre de.
Remarque : Utilisez pince pour incorporer les échantillons dans le bloc de paraffine manuellement. - Commence à diminuer de 5 µm coupes sagittales de la marge médiale de l’articulation des intervalles de 30 µm avec 2 coupes sériées par microtome à.
- Monter sections sur lames de verre et Déparaffiner les diapositives dans le xylène. Entre les 2 coupes sériées, détachant une diapositive avec l’hématoxyline & éosine (H & E) coloration : 0,1 % hématoxyline pendant 15 min, 1 % Solution pour 10 s et 0,5 % d’acide acétique éosine pendant 10 min. Et tacher les autres diapositives avec coloration de safranine O/Fast Green : 0,1 % hématoxyline pendant 15 min, 0,02 % Fast Green pendant 3 min, 1 % Solution d’acide acétique pour 10 s et 0,1 % safranine O pendant 3 min.
ATTENTION : Xylène est toxique, porter les EPI approprié, tels que des gants, lunettes. - Score les teinté de diapositives à Osteoarthritis Research Society International (OARSI) Histopathologie du système d’évaluation rats 6.
3. Étiquetage des humain cellules souches mésenchymateuses avec le colorant Fluorescent n’a
- préparer n’a pas de solution de marquage cellulaire dans l’éthanol à 100 % à une concentration de 1 mM. Protéger la solution de marquage cellulaire de la lumière et conserver à température ambiante pendant 6 mois.
- Grow haMSCs avec les méthodes de culture cellulaire standard en Dulbecco ' s modified Eagle ' s de moyenne (DMEM) additionné de 1 % la pénicilline et de streptomycine et de 10 % sérum de veau foetal (FCS) dans un plat de Pétri de 10 cm.
- Détacher haMSCs avec de la trypsine 0,25 % 2 mL avec confluence de préalable à environ 80 % EDTA 1 mM.
- Neutraliser la trypsine avec 4 mL de milieu de culture et de faire tourner les cellules à 800 g pendant 3 min à température ambiante.
- Suspendre les cellules à une densité de 1 x 10 6 cellules/mL dans le milieu de culture sans sérum 5 mL.
- Label les cellules en ajoutant 50 µL a solution de marquage cellulaire dans le milieu de culture sans sérum de 5 mL à 37 ° C pendant 50 min.
- Faire tourner les cellules marquées à 800 g pendant 3 min.
- Laver les cellules deux fois avec 5 mL phosphate tampon salin (PBS) à 800 g pendant 3 min chaque.
- Vérifier la haMSCs marquée à l’aide d’un microscope à fluorescence avec un jeu de filtres Cy5.
- Compter les cellules avec une coloration bleu trypan et obtenir 2,5 x 10 6 cellules viables dans 100 µL de PBS pour injection.
4. In Vivo Fluorescent d’imagerie à la piste haMSCs
- huit semaines après la chirurgie (étape 1), anesthésier les rats KOA par injection intramusculaire de tiletamine 25 mg/kg et de 25 mg/kg zolazepam.
- Raser complètement le genou droit avec un rasoir pour exposer la zone mixte. Désinfecter la zone du joint avec l’éthanol à 70 %.
- à l’aide d’une aiguille de seringue 26 G, injecter 2,5 x 10 6 marqués de cellules en suspension dans 100 µL PBS au centre de l’aire du triangle formé par la partie médiane du ligament rotulien, le condyle fémoral et le condyle tibial médial ( figure 1 b).
- Ouvrez le logiciel d’imagerie et d’initialiser la bioluminescence in vivo, système d’imagerie.
- Position rats dans le supin position dans la scène centrale du système d’imagerie et fermer la porte de la chambre de.
- Vérifier la " fluorescent " case et sélectionnez filtre fluorescent ensembles de 640 nm pour l’excitation et 680 nm pour l’émission ( Figure 2 a).
- Select de champ à la valeur de D. pixel binning au milieu (8), F/Stop pour l’exposition et 2 fois pour auto. Maintenir l’optimal temps d’exposition cohérente afin d’obtenir des résultats comparables dans l’ensemble de l’étude ( Figure 2 a).
- Retirer l’animal de la scène et le moniteur pour la récupération de l’anesthésie.
NOTE : Place animal sur un coussin chauffant recouvert de 2 ou 3 couches de tissu éponge. - Choisir les unités d’efficacité radiante pour la mesure de la fluorescence ( Figure 2 b). Sélectionnez les régions d’intérêt (ROI) pour analyse et quantifier des signaux fluorescents de chaque image ( Figure 2).
- Répéter la procédure de l’imagerie in vivo pour chaque rat séquentiellement étudier haMSCs rétention longitudinal dans le joint.
NOTE : Nous vous suggérons d’imagerie des animaux ' signaux fluorescents par un appareil d’imagerie in vivo une fois tous les deux jours pendant la première semaine après l’injection et une fois par semaine jusqu'à ce que le signal ne peut pas être détecté.
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Representative Results
Afin d’inciter le modèle KOA, MM a été réalisée dans l’articulation du genou droit de rats SD (Figure 3). Huit semaines après la chirurgie, des rats ont été sacrifiés et les coupes sériées de l’articulation du genou ont été évalués avec les deux H & E et safranine O/Fast Green coloration (Figure 4). H & E coloration, la surface du cartilage articulaire présentait des frontières plus rude dans les genoux de chirurgie à l’articulation normale sans chirurgie. Pour vert de safranine O/EXPRES coloration, nous avons observé une diminution des protéoglycanes (coloration rouge) et augmenté fibrillé collagène (coloration verte) dans la chirurgie mixte par rapport à celle normale, qui indique la progression de la dégénérescence phénotypes KOA induite par la chirurgie. Pour ressembler à la progression de l’humain KOA, les rats ont été sacrifiés à 3 semaines, 6 et 8 semaines après MM pour évaluer la pathogenèse et de déterminer le temps d’interventions thérapeutiques.
Marqué haMSCs a été visualisée dans le modèle de rat KOA par une optique in vivo système d’imagerie. 1 h après étiquetage, étiqueté haMSCs exposées autour de formes in vitro. L’étiquetage de l’efficacité a atteint environ 95 %. Après 24h, cultivées a fait étiquetée haMSCs expose formes tige longue, indiquant DiD did ne modifie pas la capacité d’adhérence de la haMSCs in vitro (Figure 5). Huit semaines après la chirurgie, 2. 5 x 106 marqués n’ont haMSCs ont été injectées dans les joints avec KOA. Ici, étiqueté haMSCs ont été observés dans l’articulation locale du jour 0 (8 semaines après la chirurgie) jusqu'à l’injection de poste de jour 70 (18 semaines après la chirurgie) en utilisant un in vivo d’imagerie système (Figure 6).
Figure 1 : schéma champ chirurgical pour la zone de chirurgie et d’injection de MM pour la livraison de la cellule. (A) ce schéma représente la zone chirurgicale, qui est surlignée en bleu. (B) ce schéma indique le point d’injection dans la zone entouré d’un cercle rouge. Voici les définitions de l’acronyme : MM, ménisque interne ; MCL, ligament collatéral médial ; LM, ménisque externe ; LCL, ligament collatéral latéral ; PL, du ligament rotulien. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : plans de logiciels d’imagerie in vivo de l’écran. (A) les paramètres de clé de paramètres pour l’acquisition d’images fluorescentes sont mises en évidence avec des carrés rouges. (B) l’efficacité radiante est choisie comme unité de mesure de la fluorescence. (C) dans la Palette d’outils, régions d’intérêt (ROI) sont entourées de mesures de rendement de fluorescence. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : les procédures de KOA induite chirurgicalement. (A) l’exposition de l’interligne articulaire du genou. (B) la structure interne de l’articulation du genou, avec une flèche noire indiquant le ménisque interne. (C) le ménisque médial disséqué. (D) l’interligne articulaire et la peau sont fermés.
Figure 4 : les images histologiques représentatifs des articulations du genou et de l’analyse statistique de la musique de l’OARSI de KOA. (A) huit semaines après la chirurgie MM chez le rat, des coupes sériées de l’articulation du genou ont été évalués avec H & E et safranine O/Fast Green coloration. H & E coloration a montré l’épaisseur du cartilage dans le genou de chirurgie a été réduite. Safranine O/Fast Green coloration a montré a diminué de protéoglycanes (coloration rouge) et augmenté fibrillé collagène (coloration verte) en chirurgie genou contre genou normal. Echelle = 500 µm. (B) analyse statistique pour la partition de l’arthrose dans les articulations normales et joints de KOA (n = 3). Les données sont exprimées en ±SEM. * indique p < 0,05. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : morphologie des haMSCs marqués n’a. Champ lumineux, fluorescente et fusionnée image de haMSCs à 1 h après marquage est affichées dans le panneau supérieur. Champ lumineux, fluorescentand fusionné Images de haMSCs at24 h après étiquetage apparaissent dans le panneau de fond. Echelle = 50 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : In vivo imagerie n’a marqué haMSCs. Après l’injection de 2,5 x 106 marqués n’a haMSCs, des images représentant des rats KOA sont indiqués. Avez-vous marqués haMSCs ont été détectés jusqu'à 9 semaines localement dans les articulations des rats KOA. Ce chiffre a été reproduit depuis la publication de Li M et al.8. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Normes de sécurité et les études de biodistribution de thérapie de cellules souches sont urgent avant que nous pouvons apporter le traitement régénérateur des cellules souches pour KOA à l’audience au chevet du malade. Cependant, l’environnement pathologique de la maladie joue un rôle important dans la persistance et la biodistribution des transplantés haMSCs10. Récemment, notre groupe a démontré que les injections intra-articulaires de haMSCs a persisté plus dans un environnement de KOA pathologique que fait injections sous des conditions normales,8. Il est possible que le microenvironnement inflammatoire et dégénératif peut-être recruter des cellules souches mésenchymateuses pour réparation et par la suite favorisent la rétention d’injection haMSCs1,21. En outre, les profils d’innocuité et d’efficacité de haMSCs peuvent être influencées par le calendrier de livraison de la cellule au sujet de la gravité du KOA, afin que l’optimisation de la progression de KOA chez les animaux de laboratoire fournira des données précieuses pour soutenir des essais cliniques. Dans le but de ressemblant à doux de sévérité modérée d’humain KOA, rat induite par MM est autorisés à développer KOA allant de 3 à 8 semaines. Dans cette étude, la modification morphologique du cartilage a été évaluée par histopathologiques notation 8 semaines après la chirurgie, qui offre un modèle relativement faisable avec un degré modéré de KOA pour enquêter sur l’efficacité et la sécurité de haMSCs8. Nous avons démontré ici une méthode simple et réalisable pour le label haMSCs avec le colorant rouge sombre membrane lipophiles fluorescent pour évaluation préclinique de l’efficacité à long terme.
Les inconvénients de cette technique soient que le tissu imagé devrait être près de la peau et une quantité importante de haMSCs étiquetés sont nécessaires pour l’acquisition de signal suffisant en raison de rendements quantiques modeste de. Même si un in vivo système d’imagerie optique permet des études longitudinales non invasif de haMSCs modèles de biodistribution en KOA, tendances nombre de cellules et emplacement peut seulement être discerné en général. L’analyse du destin des cellules souches, notamment prolifération et de différenciation, sera abordée en utilisant également la cartographie sort et imagerie microscopie à haute résolution.
Actuellement, une grande variété de techniques de marquage sont disponibles pour le suivi en vivo cellules souches, y compris les étiquettes radioactifs, nanoparticules et transduction virale du journaliste gènes22,23,24. Toutefois, le marquage radioactif ainsi que de la transduction virale des cellules souches peut interférer avec les propriétés génétiques des cellules, qui par la suite peuvent affecter stem cell la prolifération et la survie en vivo16. En outre, traçant des cellules souches à l’aide de MRI par absorption des nanoparticules comme agent contractuel nécessite une résolution spatiale améliorée via un champ magnétique puissant, qui peut soulever des préoccupations au sujet de la sensibilité de cette technique25. Cellule fluorescente colorants, tels que PKH26, CM-DiI et CFSE présentent des degrés de la cytotoxicité et offrent une durée relativement limitée (jusqu'à 4 semaines) de tissu adipeux l’étiquetage dérivée de cellules15. En revanche, a fait des expositions faible fluorescence dans des solutions aqueuses. Une fois constituée d’une membrane lipidique, diffuse uniformément au sein de la membrane cellulaire et la fluorescence rouge sombre express stables19. Étiquettes des cellules viables et ne pas affecter leur prolifération et fonction18. Plus important encore, les colorants ne transfèrent pas les de cellules marquées aux cellules sans étiquette, à moins qu’il existe une interaction membrane directe entre ces cellules26. L’excitation rouge sombre et les spectres d’émission d’empêche toute perturbation auto-fluorescente tissus environnants et fournit l’imagerie profonde des tissus animaux vivants. Ces caractéristiques permettent a fait comme une technique de suivi à long terme idéale pour étudier le sort des haMSCs implanté intra ici. Par conséquent, nous avons démontré une fiabilité méthodologie pour surveiller a haMSCs marqué pendant 63 jours dans un modèle de rat8.
Au sein du protocole pour le suivi de la haMSCs n’a marqué dans un modèle de rat KOA, les étapes essentielles pour obtenir des résultats fiables et dont sont pour s’assurer que : 1) le ménisque vers le fémur est complètement coupé dans chaque modèle de rat pour début cohérente de KOA, 2) il y a un ratio optimisé de 10 μL se teignait contre 10 cellules de haMSC de6 pour un 50 min de coloration, 3) le seuil de détection in vivo de haMSCs n’a marqué est entre 104 et 105 cellules, alors qu’au-dessus de 106 cellules est recommandé dans le présent protocole.
Une fois que cette technique est maîtrisée, l’application de cette méthode pourrait être utilisée pour déterminer l’itinéraire optimal ou le dosage pour l’administration de MSCs dans des études précliniques. Ce protocole peut être facilement adapté pour l’évaluation préclinique à long terme de la biodistribution in vivo de cellules souches mésenchymateuses (CSM) provenant d’autres sources, y compris le sang du cordon ombilical et de la moelle osseuse. À la lumière de la prospective pour le devenir de cellules souches dans des modèles animaux de KOA, immunohistologie étude de haMSCs xénogénique, tels que Ki67 prolifération8 et collagène II pour le cartilage articulaire différenciation27, peut être combiné avec cela technique.
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Disclosures
Meng Li, Hao Ming et Wang Wen sont employés actuels et les détenteurs de stock-options de groupe de biomédecine cellulaire (Nasdaq : CBMG). Les autres auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
L’étude actuelle a été soutenue par Shanghai Innovation financement (1402H 294300) parrainé par la Science et la technologie Commission de Shanghai municipalité (CN) à m. Wen Wang. Nous tenons à remercier m. Guangdong Zhou (National Tissue Engineering Centre de la Chine) pour son assistance technique et des conseils scientifiques pour ce manuscrit. Nous tenons également à remercier M. Huitang Xia (hôpital du peuple de Shanghai neuvième) pour son aide en matière de bien-être animal.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Matrx VMR animal anesthesia system | Midmark | VIP3000 | |
| 4-0 suture | Shanghai Jinhuan | KC439 | |
| Razor | Pritech | LD-9987 | |
| Gentamicin | Zhejiang Jindakang Animal Health Product Co., Ltd. | None | |
| 0.9% Sodium chloride solution | Hunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd. | H43020455 | |
| Penicillin | Shanghai Kangfu chemical pharmaceutical Co., Ltd. | None | |
| Buprenorphine | Tianjin Pharmaceutical Research Institute Pharmaceutical Co., Ltd. | None | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 16005 | Dilute to final concentration of 10% in PBS |
| EDTA | Sigma-Aldrich | E9884 | Dilute to final concentration of 20% in PBS |
| 0.1% Hematoxylin Solution, Mayer’s | Sigma-Aldrich | MHS16 | |
| 0.5% Eosin Y solution, alcoholic | Sigma-Aldrich | HT110116 | |
| Safranin O | Sigma-Aldrich | S8884 | |
| Fast Green | Sigma-Aldrich | F7258 | |
| Shandon Excelsior ESTM Tissue Processor | Thermo Fisher | A78400006 | |
| Shandon Histocentre™ 3 Tissue Embedding Center | Thermo Fisher | B64100010 | |
| Fully Automated Rotary Microtome | Leica | RM2255 | |
| DiD | Molecular Probes, Life Technologies |
V-22887 | |
| D-MEM High Glucose | Sigma-Aldrich | D5648 | |
| PBS | GIBCO, Life Technologies | 14190-144 | |
| 0.25% Trypsin-EDTA | Invitrogen | 25200-114 | |
| 10 cm Petri Dish | Corning | V118877 | |
| Centrifuge | Beckman | Optima MAX-TL | |
| Fluorescent microscope | Olympus | BX53 | |
| 0.4% Trypan Blue solution | Sigma-Aldrich | 93595 | |
| Titetamme | Virbac (Zoletil 50) | 1000000188 | |
| Zolazepam | Virbac (Zoletil 50) | 1000000188 | |
| Sterile hyposermic syringe for single use 26G | Shanghai Misawa Medical Industry | None | |
| IVIS Spectrum In Vivo Imaging System | PerkinElmer | 124262 | |
| Living Imaging 4.0 software | PerkinElmer | None |
References
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