Summary
Wir präsentieren ein EKG-Protokoll, das technisch einfach, kostengünstig, schnell und erschwinglich bei kleinen Mäusen ist und mit erhöhter Empfindlichkeit durchgeführt werden kann. Wir schlagen diese Methode als Screening-Ansatz für die Untersuchung von pharmakologischen Wirkstoffen, genetischen Modifikationen und Krankheitsmodellen bei Mäusen vor.
Abstract
Das Elektrokardiogramm ist ein wertvolles Werkzeug zur Beurteilung des Herzleitsystems. Die Tierforschung hat dazu beigetragen, neuartige genetische und pharmakologische Informationen über das Elektrokardiogramm zu generieren. Elektrokardiogrammmessungen bei Kleintieren in vivo, wie Mäusen, waren jedoch eine Herausforderung. Zu diesem Zweck haben wir bei anästhesierten Mäusen ein Elektrokardiogramm-Aufnahmeverfahren mit vielen Vorteilen angewandt: Es ist ein technisch einfaches Verfahren, ist kostengünstig, hat kurze Messzeit und ist auch bei jungen Mäusen erschwinglich. Trotz der Einschränkungen bei der Verwendung von Anästhesie können Vergleiche zwischen Kontroll- und Versuchsgruppen mit erhöhter Empfindlichkeit durchgeführt werden. Wir behandelten Mäuse mit Agonisten und Antagonisten des autonomen Nervensystems, um die Gültigkeit dieses Protokolls zu bestimmen und verglichen unsere Ergebnisse mit früheren Berichten. Unser EKG-Protokoll erkannte erhöhte Herzfrequenzen und QTc-Intervalle bei der Behandlung mit Atropin, verminderte Herzfrequenzen und QTc-Intervalle nach der Carbachol-Behandlung sowie höhere Herzfrequenzen und QTc-Intervalle mit Isoprenalin, bemerkten jedoch keine Änderung der EKG-Parameter bei der Verabreichung von Propranolol. Diese Ergebnisse werden durch frühere Berichte unterstützt, die die Zuverlässigkeit dieses EKG-Protokolls bestätigen. Daher kann diese Methode als Screening-Ansatz für EKG-Messungen verwendet werden, die sonst aufgrund hoher Kosten und technischer Schwierigkeiten nicht versucht würden.
Introduction
Das Elektrokardiogramm (EKG), ein Test, der die elektrische Aktivität des Herzschlags misst, ist ein wertvolles Werkzeug zur Bewertung des Herzleitsystems. Zu den Parametern, die mit einem EKG gemessen werden, gehören Herzfrequenz, PR-Intervall, QRS-Dauer und QT-Intervall. Kurz gesagt, PR-Intervall entspricht der Zeit, die für einen elektrischen Impuls benötigt wird, um vom Atrial-Sinusknoten durch den atrioventrikulären Knoten zu den Purkinje-Fasern zu reisen; QRS-Dauer ist die Zeit für die ventrikuläre Depolarisation durch das Purkinje-System und das ventrikuläre Myokard; und QT-Intervall ist die Dauer der ventrikulären Repolarisation.
EKG-Aufnahmen bei Mäusen haben Forschern geholfen, die Herzfunktion zu untersuchen und die physiologischen und pathophysiologischen Mechanismen von Herzphänotypen wie Herzrhythmusstörungen, Vorhofflimmern und Herzinsuffizienz zu bestimmen. Die meisten kardiovaskulären Forschungen haben Studien mit gentechnisch veränderten Mausmodellen durchgeführt. Es ist oft eine Herausforderung, aussagekräftige Daten über EKG-Aufnahmen von kleinen Mäusen zu erhalten, die genetisch manipuliert wurden.
Es gibt mehrere Methoden zur Durchführung von EKGs bei Mäusen1. Studien deuten darauf hin, dass EKG-Aufnahmen bei bewussten Tieren nach Möglichkeit gegenüber anästhesierten Tieren bevorzugt werden, da die Auswirkungen der Anästhesie auf die Herzfunktion gut etabliert sind2. Zwei Protokolle, die EKG bei bewussten Mäusen aufzeichnen, sind von Anmerkung1. Das EKG-Radiotelemetriesystem ist der Goldstandard für die kontinuierliche Langzeitüberwachung von EKG bei bewussten Mäusen1,3. Trotz ihrer Stärke, in einem bewussten Zustand aufgezeichnet zu werden, haben radiotelemetriegekoppelte EKG-Messungen mehrere Einschränkungen, einschließlich des hohen Aufwands für den Aufbau und für das Implantat, seine Anforderung an einen erfahrenen Bediener, eine Stabilisierungszeit von über 1 Woche, seinen Bedarf an großen Mäusen (> 20 g) und die Erfassung von nur einer einzigen Leitung der EKG-Aufnahme1. Ein anderes System, das in einer Plattform eingebettete leitfähige Elektroden in Pfotengröße verwendet, ermöglicht EKG-Aufnahmen bei bewussten Mäusen ohne Anästhesie oder Implantate1,4. Dieses nicht-invasive System ist eine alternative Methode in Situationen, in denen Radiotelemetriesysteme nicht verfügbar sind, da es viele Vorteile hat: keine Notwendigkeit der chirurgischen Behandlung, keine Notwendigkeit der Anästhesie, niedrige Kosten pro Maus (nur die Ersteinrichtung ist teuer), kurze Zeit für die Messung und erschwingliche Neonate1,4. Der Hauptnachteil dieses Systems ist, dass es nicht für eine kontinuierliche Langzeitüberwachung geeignet ist1.
Hier führen wir eine weitere kostengünstige, einfache und schnelle EKG-Aufnahmemethode bei anästhesierten Mäusen ein und demonstrieren deren Gültigkeit und Empfindlichkeit durch die Durchführung eines EKG nach autonomer Blockade/Stimulation des Herzleitsystems. Wir schlagen diese EKG-Methode zum Screening der Auswirkungen von pharmakologischen Wirkstoffen, genetischen Modifikationen und Krankheitsmodellen bei Mäusen vor.
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Protocol
Alle tierischen Verfahren wurden vom lokalen Komitee für die Pflege und Verwendung von Labortieren, Kyung Hee University (Lizenznummer: KHUASP(SE)-18-108) genehmigt und entsprachen dem US National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.
1. Versuchstiere
- Halten Sie alle Mäuse (39 Mäuse, Balb/c, männlich, 7-u20129 Wochen alt) in einer pathogenfreien Anlage gemäß dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren.
- Halten Sie die Mäuse auf einem 12 h Licht/Dunkel-Zyklus bei konstanter Temperatur mit freiem Zugang zu Nahrung und Wasser.
2. Vorbereitung von Anästhetika
HINWEIS: Tribromethanol wird über Ketamin-Kombinationen und Isofluran verwendet, basierend auf der Stabilität der Herzfrequenz und der Reproduzierbarkeit der Echokardiographie bei tribromoethanol-anästhesierten Mäusen1,5,6
- Machen Sie eine Lagerlösung von 2,2,2-Tribromethanol in einer Konzentration von 1 g pro 1 ml tertiärem Amylalkohol. Bei 40-u201245 °C für 24 h erwärmen. 12 Monate bei 4 °C lagern.
- Für arbeitslösungslösungslösungslösungslösungswert 0,5 ml Stammlösung in 19,5 ml Saline (0,9% NaCl) bis 25 mg/ml verdünnen. 1 H bei 4 °C aufwärmen. 1 Monat bei 4 °C lagern.
3. Einrichtung des EKG-Systems
- Stellen Sie sicher, dass das System so eingerichtet wird, dass es innerhalb von 2 m zu keinen Geräuschen oder Vibrationen kommt, da EKG-Signale in einer Maus empfindlich auf Umgebungsgeräusche und -bewegungen reagieren.
- Bereiten Sie die Hardware-Einrichtung vor: ein Datenerfassungssystem, ein Bioverstärker und ein Computer, der mit einer EKG-Datenanalysesoftware installiert ist.
- Schließen Sie das Datenerfassungssystem über das Netzkabel an das Netz (AC) an.
- Schließen Sie das Datenerfassungssystem über ein USB-Kabel an den Computer an.
- Schließen Sie den Signalausgang auf der Rückseite des Bioverstärkers über ein Kabel an einen analogen Eingang an der Frontplatte des Datenerfassungssystems an.
- Schließen Sie den I2C-Ausgang des Datenerfassungssystems über dasI2C-Kabel an denI2C-Eingang des Bioverstärkers an.
- Schließen Sie das 3-Leiter-Bioverstärkerkabel an die 6-polige Eingangsbuchse an der Frontplatte des Bioverstärkers an.
- Schalten Sie das Datenerfassungssystem über den Schalter auf der Rückseite ein.
HINWEIS: Kurz gesagt, die Signale werden durch einen Bioverstärker verstärkt und mit einem computergestützten Datenerfassungs- und Analysesystem mit den folgenden Kanaleinstellungen aufgezeichnet: Abtastrate von 2 k/s, Reichweite von 20 mV und Tiefpassfiltereinstellung von 200 Hz.
- Öffnen Sie das Analysesoftwareprogramm und richten Sie es für die EKG-Datenerfassung ein.
- Gehen Sie zu Setup | Kanaleinstellungen. Stellen Sie die Abtastrate auf 2 k/s ein. Stellen Sie den Bereich auf 20 mV ein. Stellen Sie den Eingangsverstärker auf 200 Hz von Low Pass ein.
- Zur EKG-Analyse | EKG-Einstellungen. Wählen Sie "Maus" in der Voreinstellung der Erkennungs- und Analyseeinstellungen.
- Wählen Sie im Mittelungsfenster aus, um N (z. B. 4 Schläge oder 60 s) aufeinander folgende Herzzyklen zu einem einzigen durchschnittlichen Signal für die Mittelungs- und Tabellenansicht zu verketten.
- Wählen Sie im QTc-Panel die "Bazett"-Methode aus, die als herzfrequenzkorrigierter Wert des QT-Intervalls definiert ist: QTc = QT / (RR/100)0,5, RR-Intervall = 60 / Herzfrequenz7.
4. EKG-Messung
- Platzieren Sie eine Maus auf einer Präzisionsskala und zeichnen Sie ihr Gewicht auf.
- Induzieren Anästhesie in der Maus durch intraperitoneale (i.p.) Injektion einer Arbeitslösung von Tribromoethanol (18 ml Arbeitslösung pro kg Körpergewicht (b.w.)).
- Platzieren Sie eine anästhesierte Maus in Supine-Position. Stellen Sie sicher, dass die Maus vollständig beästhesiert ist (weniger als 2 min).
- Setzen Sie die Elektroden mit Akupunkturnadeln subkutan in die rechte und linke Vorderbeine und das linke Hinterglied nach dem Blei-II-EKG-Schema ein und fixieren Sie sie mit Klebeband (Abbildung 1). Stellen Sie sicher, dass die Tiefe und Position der eingesetzten Elektroden während der Experimente konsistent sind.
- Schließen Sie die anderen Enden der Elektroden an, indem Sie sie in die drei Schnappverbinder am anderen Ende der Bleidrähte des 3-Leiter-Bioverstärkerkabels klicken.
- Injektion von Medikamenten (i.p.) 3 min nach Derentäubung der Anästhetika geliefert wurden (Abbildung 2).
- Beginnen Sie mit der Aufnahme des EKG 10 min nach der Injektion von Anästhetika. Sobald die Aufzeichnung abgeschlossen ist, verwenden Sie die EKG-Daten von 12 bis 17 min nach Injektion von Anästhetika für die Analyse.
- Entfernen Sie am Ende der EKG-Aufnahmesitzung die Elektroden vorsichtig.
5. EKG-Datenanalyse
- Zur EKG-Analyse | Mittelwertanzeigen und sicherstellen, dass die Software den Start und das Ende der P-Welle, des QRS-Komplexes und der T-Welle in einzelnen Beats korrekt identifiziert. Bei Bedarf ist eine manuelle Korrektur dieser Wellen und Intervalle möglich, indem falsch platzierte Cursor an die entsprechenden Positionen bewegt werden.
HINWEIS: Wie in Abbildung 3Adargestellt, erstreckt sich das PR-Intervall über den Beginn der P-Welle bis zum DES QRS-Komplexes (meist fehlende Q-Welle in einem Maus-EKG). Die QRS-Dauer erstreckt sich vom Beginn der Q-Welle (hauptsächlich einer R-Welle in einem Maus-EKG) bis zum Ende der S-Welle. Das QT-Intervall umfasst den Beginn der Q-Welle (meist die R-Welle in einem Maus-EKG) bis zum Ende der T-Welle. Beachten Sie die kürzere Dauer und das Fehlen eines Q-Wellen- und ST-Segments im Maus-EKG relativ zum menschlichen EKG8. - Zur EKG-Analyse | Tabellenansicht und wählen Sie die korrekt identifizierten EKG-Daten aus, indem Sie einzelne Beats im Fenster Mittelungsansicht überprüfen.
HINWEIS: Abbildung 3 zeigt mehrere Beispiele für tatsächliche Maus-EKG-Signale. Abbildung 3A stellt ein normales Wildtypsignal dar, das in Bezug auf P-Welle, QRS-Komplex und T-Welle korrekt identifiziert wurde. Die computergestützte Auswahl von PQRS-Wellen kann zu fehlerhaften Fehlstellungen führen, z. B. in Abbildung 3B ein normales Wildtypsignal, das den Beginn der P-Welle verlegt. In Abbildung 3C ein EKG-Signal, das das Ende des QRS-Komplexes verlegt, was zu einer Überschätzung der QRS-Dauer führt. In Abbildung 3D ein EKG-Signal, das das Ende des QRS-Komplexes verlegt, was zu einer Unterschätzung des QRS-Komplexes aufgrund der mehrdeutigen T-Welle und Abbildung 3E eines EKG-Signals mit einer nicht identifizierbaren T-Welle führt. Ohne Ausschluss oder manuelle Korrekturen können PQRS-Intervalle über- oder unterschätzt werden. Achten Sie darauf, die EKG-Signale auszuwählen, die korrekt identifiziert wurden, und die Signale, die die Zielspitzen nicht verfehlen. Folglich sind solche Fälle, einschließlich B, C, D und E (Abbildung 3), bei der genauen Schätzung der EKG-Parameter im Allgemeinen ausgeschlossen. - Wählen Sie die von Interesse sindden EKG-Daten in der Tabellenansicht aus, und kopieren/einfügen Sie sie in eine Tabellenkalkulationsdatei.
6. Statistische Analyse
- Führen Sie die statistische Analyse mithilfe eines Statistikprogramms durch. Analysieren Sie die Daten mit den geblendeten Versuchsbedingungen. Führen Sie Den T-Testund den Mann-Whitney U-Test für 2-Gruppen-Vergleiche durch. Die Zahlen in jeder Abbildung geben die Anzahl der Mäuse an, die für jede Gruppe verwendet wird. Melden Sie die Ergebnisse als Mittelwert - SEM.
- Berücksichtigen Sie die Unterschiede mit p < 0,05 durch U-Test als statistisch signifikant: *, p < 0,05; **, p < 0,01; und ***, p < 0.005 im Vergleich zu den jeweiligen Steuerelementen.
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Representative Results
Pharmakologische Experimente
Um festzustellen, ob unsere nichtinvasive EKG-Messung den Einfluss der autonomen Modulation auf das Herzleitsystem widerspiegelt, wurden normale Balb/c-Mäuse mit Agonisten und Antagonisten des autonomen Nervensystems (ANS) herausgefordert. Atropin und Carbachol wurden verwendet, um parasympathische autonome Blockade bzw. Stimulation zu bewirken, während Propranolol und Isoprenalin verabreicht wurden, um sympathische autonome Blockade und Stimulation zu entlocken, bzw.9.
Die Herzfrequenz stieg signifikant bei Atropin- (p < 0,05) und isoprenalin behandelten Mäusen(p < 0,05) und fiel mit Carbachol (p < 0,005) im Vergleich zum Fahrzeug (Fahrzeug, 391 x 13 bpm gegenüber Atropin, 487 x 15 bpm gegenüber Carbachol, 158 x 7 bpm; Fahrzeug, 382 x 14 bpm gegenüber Isoprenalin, 548 x 8 bpm; Fahrzeug, 404 x 25 bpm versus Propranolol, 303 x 16 bpm) (Abbildung 4). Darüber hinaus stieg das QTc-Intervall bei Atropin-(p < 0,05) und isoprenalin behandelten Mäusen(p < 0,05) und verringerte sich bei carbachol-behandelten Mäusen(p < 0,005) im Vergleich zu Fahrzeug (Fahrzeug, 46,5 x 0,6 ms im Vergleich zu Atropin, 51,1 x 1,3 ms gegenüber Carbachol, 29,4 x 1,0 ms; Fahrzeug, 41,8 x 1,2 ms gegenüber Isoprenalin, 57,5 x 3,5 ms)(Abbildung 4). Abbildung 5 zeigt repräsentative Diagrammansichten und Mittelungsansichten für die EKG-Signale bei Atropin-, Carbachol- und fahrzeugbehandelten Mäusen.
Abbildung 1: EKG-Leitungsplatzierung.
Akupunkturnadelelektroden werden nach dem Blei-II-EKG-Schema (rechte und linke Vorderbeine und linke hintere Glieds) subkutan eingesetzt und mit Klebeband fixiert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Schema der Anästhesie- und Arzneimittelbehandlungen.
Drei Minuten nach Injektion von Anästhetika (z. B. Tribromethanol) Medikamente (z. B. Atrotpine, Carbachol, Isoprenalin und Propranolol; z. B.) zu verabreichen. Zehn Minuten nach der Anästhesie beginnen Sie mit der Aufzeichnung des EKG. Sammeln Sie EKG-Daten von 12-u201217 min nach der Injektion von Anästhetika. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Beispiele für Maus-EKG-Signale.
(A) Ein normales Wildtypsignal, das in Bezug auf die P-Welle, den QRS-Komplex und die T-Welle korrekt identifiziert wird. (B) Ein normales Wildtypsignal, das den Beginn der P-Welle falsch platziert. (C) Ein EKG-Signal, das das Ende des QRS-Komplexes verlegt. (D) Ein EKG-Signal, das das Ende des QRS-Komplexes aufgrund einer mehrdeutigen T-Welle verlegt. (E) Ein EKG-Signal mit einer nicht identifizierbaren T-Welle. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: EKG-Messungen an Mäusen, die mit Agonisten und Antagonisten des autonomen Nervensystems behandelt wurden.
(A) Die Verabreichung von Atropin (1 mg/kg) erhöht die Herzfrequenz und das QTc-Intervall. (B) Carbachol (0,5 mg/kg) verringert die Herzfrequenz und das QTc-Intervall. (C) Isoprenalin (1 mg/kg) erhöht die Herzfrequenz und das QTc-Intervall. (D) Propranolol (1 mg/kg) ändert keine EKG-Parameter. *, p < 0,05; , p < 0,005. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Repräsentative EKG-Signale von Mäusen, die mit Agonisten und Antagonisten des parasympathischen Nervensystems behandelt werden.
(A) EKG-Signale von fahrzeugbehandelter Maus, die aus Diagrammansichten und Mittelungsansichten (ein Datenanalyseprogramm) erfasst wurden. (B) Signale der mit Atropin behandelten Maus. (C) Signale der mit Carbachol behandelten Maus. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Es gibt mehrere wichtige Schritte im Protokoll. Die Umgebung sollte frei von Lärm und Vibrationen sein. Die EKG-Elektroden müssen stabil und konsequent unter die Haut eingeführt werden, deren Einfügeschritt Vorversuche erfordert, bis der Forscher technisch erfahren ist. Darüber hinaus sollte das Anästhetikum entsprechend zubereitet und gelagert und in der richtigen Dosis verwendet werden. Schließlich sollten die PQRS-Wellen in den einzelnen EKG-Beats im Fenster Mittelungsansicht entsprechend lokalisiert werden.
Unsere Studien umfassten Tests von Medikamenten. Wenn jedoch pharmakologische Tests weggelassen werden, kann der Schritt 4.7 durch Beginn der Aufzeichnung 5 min nach der Injektion von Anästhetika modifiziert werden, und die EKG-Daten können von 10 bis 15 min verwendet werden. EKG-Werte sind relativ stabil über 15 min Postanästhesie und wurden in der gleichen Maus 6 h nach der ersten Messung5repliziert.
Autonome Blockade und Stimulation durch Drogen lösen unterschiedliche Reaktionen in Bezug auf die Herzfrequenz aus. In der EKG-Forschung wurden mehrere Protokolle verwendet. Basierend auf telemeterierten EKG-Aufnahmen bei Mäusen Atropin, Isoprenalin und Propranolol veränderten die Herzfrequenz nicht signifikant, während Carbachol sie signifikant verringerte (Wildtyp, 739 x 33 bpm; Atropin, 726 x 5 bpm; Carbachol, 205 x 54 bpm; Isoprenalin, 722 x 32 bpm; Propranolol, 560 x 21 bpm)9. Basierend auf EKG-Aufnahmen des nichtinvasiven Systems, das in einer Plattform eingebettete leitfähige Elektroden in Pfotengröße verwendet, Atropin und Isoprenalin signifikant erhöhte Herzfrequenz bei Mäusen (p < 0,05), während Propranolol es nicht änderte(p = NS) (Wildtyp, 706 x 13 bpm; Atropin, 727 x 12 bpm; Isoprenalin, 12 x 2% Erhöhung versus Kontrolle; Propranolol, 584 x 53 bpm)4,10. Mit diesem nichtinvasiven EKG-System, Isoprenalin induzierte ST-Segment-Depression4.
Oberflächen-EKG-Signale (Leitung II über Gliedmaßenelektroden) werden unter Isoflurananästhesie bei hochauflösender transthorakaler Echokardiographie (TTE) mit Ultraschallsystem11erfasst. EKG-Aufnahmen der TTE legten nahe, dass die Herzfrequenz nach Verabreichung von Atropin11um 15 min stieg. Ähnlich wie unser Protokoll werden 6-Leiter-EKG-Aufnahmen unter Anästhesie mit Tribromoethanol mit 5-Nadel-Elektroden (1 Elektrode subkutan in jeder Gliedmaße und 1 in der präcordialen Position platziert), die mit einem Datenerfassungssystem mit verstärkersatz12verbunden sind. Bei dieser Methode senkte Carbachol mit 6-Leiter-EKG die Herzfrequenz(p < 0,001) und erhöhte qT-Intervall(p < 0,001), aber Propranolol änderte keinen der beiden Parameter signifikant (Wildtyp, 395 x 65 bpm; Carbachol, 177 x 36 bpm; Propranolol, 351 x 30 bpm)12. Ein weiterer Bericht, der 3-Blei-EKG-Messungen unter Anästhesie mit Tribromoethanol durchführte, zeigte, dass Isoprenalin die Herzfrequenz bei Wildtypmäusen signifikant erhöhte(p < 0,01) (Wildtyp, 422 x 17 bpm; Isoprenalin, 503 x 27 bpm)13. 14 Insgesamt ist die Herzfrequenz bei EKG-Messungen unter Anästhesie niedriger als bei einer bewussten Maus. Unterschiede zwischen Kontroll- und medikamentös behandelten Gruppen spiegeln sich gut in EKG-Aufnahmen unter Narkose und durch das System wider, das in einer Plattform eingebettete leitfähige Elektroden in Pfotengröße verwendet, in einer bewussten Maus, da Veränderungen der Herzfrequenz und des QT-Intervalls bei der Behandlung mit Atropin, Carbachol und Isoprenalin, aber nicht propranolol allein10,11,12,13, erkannt werden. Im Gegensatz dazu erkennen telemeterierte EKG-Aufnahmen nur Veränderungen der Herzfrequenz durch Carbachol9.
Diese EKG-Methode unter Narkose mit Tribromoethanol stellt auch Unterschiede in der Herzfrequenz und QTc-Intervall bei der Verabreichung mit Atropin, Carbachol, und Isoprenalin, aber nicht Propranolol, was seine hohe Empfindlichkeit impliziert. Hier mit autonomen Störungen zeigten wir Veränderungen der Herzfrequenz und des QTc-Intervalls. Darüber hinaus haben wir ein Manuskript mit unserer EKG-Methode veröffentlicht, das eine Änderung des PR-Intervalls beschreibt, und ein weiteres, das Änderungen der QRS-Dauer und des QTc-Intervalls behandelt und die Empfindlichkeit in allen PQRS-Wellen15,16teilweise unterstützt.
Das Protokoll hat viele Vorteile vergleichbar mit der nicht-invasiven Methode, die EKG-Aufzeichnung in einer bewussten Maus mit pfotengroßen Elektroden in einer Plattform eingebettet ermöglicht. Die Hauptbeschränkung unseres Protokolls ist jedoch die Verwendung von Anästhetika wie Tribromethanol. Tribromoethanol wird über Ketamin-Kombinationen und Isofluran verwendet, basierend auf der Stabilität der Herzfrequenz und der Reproduzierbarkeit der Echokardiographie bei tribromoethanol-anästhetisierten Mäusen1,5,6 Obwohl EKG-Aufnahmen bei einem bewussten Tier denen unter Anästhesie vorgezogen werden, machen Variationen im sympathischen und parasympathischen Ton und relativ hohe Herzfrequenz manchmal Messungen bei bewussten Mäusen weniger als ideal für alle Anwendungen der Echokardiographie6.
Insgesamt hat unsere EKG-Methode trotz ihrer Einschränkungen (z.B. die Verwendung von Anästhesie) viele Vorteile: (i) Es handelt sich um ein technisch einfaches Verfahren, das nur ein stabiles Einsetzen von EKG-Elektroden unter die Haut erfordert, (ii) geringe experimentelle Kosten hat – der Aufwand ist in erster Linie für den anfänglichen Hardware-Setup; (iii) hat kurze Messzeiten von weniger als 20 min pro Maus und kann an jungen Mäusen (>15 g Körpergewicht, unserer Erfahrung nach)16 und sogar Neugeborenen (postnatale Tage 2-u20124)17durchgeführt werden. So können Screening-Experimente für Medikamente und verschiedene Arten von Mäusen (z. B. genetisch veränderte Krankheitsmodelle) schnell und ohne große Kosten pro Maus durchgeführt werden, was eine zuverlässige und sensible Analyse darstellt und als zusätzliche unterstützende Daten über telemeterierte EKG-Aufnahmen hinaus verwendet werden kann.
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Disclosures
Von den Autoren werden keine finanziellen oder anderweitigen Interessenkonflikte erklärt.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von den Basic Science Research Programs unterstützt, die von der National Research Foundation of Korea (NRF) (2015R1C1A01052419 und 2018R1D1A1B07042484) verwaltet werden.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2,2,2-tribromoethanol | Sigma-Aldrich | T48402-25G | anesthetics, Avertin |
| Animal | Japan SLC, Inc., Shizuoka, Japan | Balb/c mice, male, aged 7-9 weeks | |
| Atropine | Sigma-Aldrich | A0123 | parasympathetic antagonist |
| BioAmp | AD Instruments, Bella Vista, Australia | ML132 | bio amplifier |
| Carbachol | Sigma-Aldrich | C4382 | parasympathetic agonist |
| Electrodes with acupuncture needles | DongBang Acupuncture Inc., Sungnam, Korea | DB106 | 0.20 x 15 mm |
| Isoprenaline | Sigma-Aldrich | I2760 | sympathetic agonist |
| LabChart 8 | AD Instruments, Bella Vista, Australia | data analysis software | |
| Mouse food | LabDiet, St. Louis, MO, USA | 5L79 | Mouse diet |
| PowerLab 2/28 | AD Instruments, Bella Vista, Australia | data acquisition system | |
| Propranolol | Sigma-Aldrich | P0884 | sympathetic antagonist |
| SPSS Statistics program | SPSS | SPSS 25.0 | statistics program |
References
- Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1, 123-139 (2011).
- Vatner, S. F., Takagi, G., Asai, K., Shannon, R. P. Cardiovascular physiology in mice: Conscious measurements and effects of anesthesia. Cardiovascular Physiology in the Genetically Engineered Mouse. , 257-275 (2002).
- Cesarovic, N., Jirkof, P., Rettich, A., Arras, M. Implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice. Journal of visualized experiments : JoVE. (57), (2011).
- Chu, V., et al. Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6 (2001).
- Kim, M. J., Lim, J. E., Oh, B. Validation of non-invasive method for electrocardiogram recording in mouse using lead ii. Biomedical Science Letters. 21, 135-143 (2015).
- Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., Ross, J. Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 282 (6), 2134-2140 (2002).
- Mitchell, G. F., Jeron, A., Koren, G. Measurement of heart rate and q-t interval in the conscious mouse. The American Journal of Physiology. 274 (3), 747-751 (1998).
- Farraj, A. K., Hazari, M. S., Cascio, W. E. The utility of the small rodent electrocardiogram in toxicology. Toxicological sciences : an official journal of the Society of Toxicology. 121 (1), 11-30 (2011).
- Gehrmann, J., et al. Impaired parasympathetic heart rate control in mice with a reduction of functional g protein betagamma-subunits. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 282 (2), 445-456 (2002).
- Chu, V., et al. Electrocardiographic findings in mdx mice: A cardiac phenotype of duchenne muscular dystrophy. Muscle & Nerve. 26 (4), 513-519 (2002).
- Merentie, M., et al. Mouse ecg findings in aging, with conduction system affecting drugs and in cardiac pathologies: Development and validation of ecg analysis algorithm in mice. Physiological Reports. 3 (12), (2015).
- Calvillo, L., et al. Propranolol prevents life-threatening arrhythmias in lqt3 transgenic mice: Implications for the clinical management of lqt3 patients. Heart Rhythm : the Official Journal of the Heart Rhythm Society. 11 (1), 126-132 (2014).
- Zhang, Y., et al. Acute atrial arrhythmogenicity and altered ca(2+) homeostasis in murine ryr2-p2328s hearts. Cardiovascular Research. 89 (4), 794-804 (2011).
- Kmecova, J., Klimas, J. Heart rate correction of the qt duration in rats. European Journal of Pharmacology. 641 (2-3), 187-192 (2010).
- Kim, H. O., et al. Garem1 regulates the pr interval on electrocardiograms. Journal of Human Genetics. 63 (3), 297-307 (2018).
- Nam, J. M., Lim, J. E., Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. Cardiac-specific inactivation of prdm16 effects cardiac conduction abnormalities and cardiomyopathy-associated phenotypes. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 318 (4), 764-777 (2020).
- Knollmann, B. C., et al. Isoproterenol exacerbates a long qt phenotype in kcnq1-deficient neonatal mice: Possible roles for human-like kcnq1 isoform 1 and slow delayed rectifier k+ current. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 310 (1), 311-318 (2004).
