December 21st, 2017
이 원고 붙일 표시 된 DNA 프로브, 대장균에 있는 단일 분자 형광 제자리에서 교 잡 (smFISH) 실험에 사용 하기 위해 개별 메신저 RNA (mRNA) 성적표를 라벨에 대 한 방법을 설명 합니다. smFISH 동시 탐지, 지역화, 고 고정된 개별 셀에 단일 mRNA 분자의 정량화를 허용 하는 시각화 방법입니다.
이 프로토콜의 전반적인 목표는 단일분자 FiSH 실험에서 시각화하기 위해 형광 표지된 DNA 프로브를 위해 대장균의 개별 전사체를 라벨링하는 것입니다. 이 방법은 관심 분야의 전사체 세포 대 세포 능력을 특성화하는 것과 같은 시스템 생물학 분야의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 뿐만 아니라 세포벽 국소화의 전사체.
이 기술의 주요 장점은 전사 과정의 통계에 대한 많은 정보를 제공한다는 것입니다. 프로토콜을 시작하려면 260RPM 및 37°C의 오비탈 셰이커에서 밤새 LB 배지에서 E.Coli MG1655를 배양합니다. 다음날, 하룻밤 배양을 신선한 배지에서 1에서 100으로 희석하고 분광 광도계에서 광학 밀도를 0.2에서 0.4까지의 값까지 측정합니다.
다음으로, 섭씨 4도에서 4, 500G에서 5분 동안 원심분리하여 세포를 펠렛화합니다. 모든 튜브에서 상등액을 제거합니다. 각 튜브에 1mL의 1XPBS를 추가하고 펠릿을 다시 현탁시켜 세포 간 응집을 최소화합니다.
그런 다음 4ml의 고정 완충액을 추가하고 튜브를 부드럽게 와류로 만듭니다. 오비탈 쉐이커(orbital shaker)에서 샘플을 배양합니다. 세포 이미징을 방해할 수 있는 세포 간 응집을 최소화하기 위해 펠릿을 다시 현탁합니다.
배양 후 세포를 펠렛화하고 상층액을 제거한 다음 1XPBS 1ml를 첨가합니다. 현탁액을 1.8ml 원추형 바닥 마이크로 원심분리기 튜브로 옮깁니다. 원심분리로 세포를 펠렛화합니다.
상층액을 조심스럽게 제거하여 박테리아 투과화를 시작합니다. 소량의 피펫을 사용하여 펠릿 외부의 모든 액체를 제거합니다. 다음으로, 펠릿을 300 마이크로 리터의 DEPC 처리 수에 다시 현탁시킵니다.
350마이크로리터의 고급 앱솔루트 에탄올을 넣고 튜브를 뒤집어 용액을 부드럽게 혼합합니다. 350마이크로리터의 에탄올을 더 넣고 다시 섞습니다. 그런 다음 튜브 로테이터를 사용하여 실온에서 1시간 동안 20RPM으로 샘플을 회전시킵니다.
투과성화에서 세포를 펠렛화합니다. 원심분리 후 상층액을 제거합니다. 샘플에 1ml의 20% 세척 버퍼를 추가합니다.
몇 분 동안 그대로 두십시오. 다음으로, 750G 및 섭씨 4도에서 7분 동안 원심분리하여 펠렛 세포를 만듭니다. 상층액을 매우 부드럽게 제거하고 소량의 피펫을 사용하여 펠릿 외부의 모든 액체를 제거합니다.
그런 다음 올리고뉴클레오티드 프로브 세트 스톡 용액을 혼성화 완충액 분취액에 첨가하여 최종 올리고뉴클레오티드 농도가 250나노몰이 되도록 하고 튜브를 격렬하게 와류화합니다. 올리고뉴클레오티드 프로브를 포함하는 50마이크로리터의 혼성화 완충액에 샘플을 현탁시키면서 기포 생성을 방지합니다. 샘플을 밤새 어두운 곳에서 섭씨 30도의 열 블록에 그대로 두십시오.
세척을 준비하려면 이미징할 각 샘플에 대해 하나의 새로운 마이크로 원심분리 튜브를 구하십시오. 각 튜브에 1밀리리터의 세척 버퍼를 추가합니다. 혼성화된 샘플에서 10-15마이크로리터를 세척 버퍼가 포함된 새 튜브에 추가합니다.
원심분리로 세포를 펠렛화합니다. 그런 다음 상층액을 제거합니다. 샘플을 두 번 더 세척하십시오.
펠릿을 25마이크로리터 세척 버퍼에 다시 현탁시킵니다. 10mL의 2X SSC 완충액에 150mg의 아가로스를 추가하여 아가로스 젤을 준비합니다. 아가로스가 완전히 녹을 때까지 매번 10-15초 동안 용액을 전자레인지에 돌립니다.
그런 다음 튜브를 따로 보관하여 몇 분 동안 식힙니다. 다음으로, 슬라이드의 중심이 노출된 상태로 유지되도록 슬라이드에 별도의 실리콘 프레임을 놓습니다. 너비 10mm, 두께 1-2mm의 단단한 링을 슬라이드 중앙에 놓습니다.
밀봉을 위해 중앙에 소량의 젤을 예치하고 젤이 굳을 때까지 몇 분 동안 기다립니다. 그런 다음 높은 돔 모양이 형성될 때까지 젤을 더 추가합니다. 젤이 굳을 때까지 약 10분 정도 기다렸다가 링을 제거합니다.
10마이크로리터의 세척 박테리아 세포를 젤에 넣고 숫자 0 커버 슬립 슬라이드로 밀봉합니다. 광표백을 방지하기 위해 샘플을 어두운 곳에 보관하십시오. E.coli 세포의 smFiSH 측정은 다양한 세포 외 D-fucose 농도에 대한 반응으로 galK 유도 수준을 보여줍니다.
배경 신호는 galK 결실 균주 또는 델타 galK JW0740을 음성 대조군으로 표시합니다. 대부분의 세포에서 수많은 반점이 보입니다. 2개의 밀리몰 D-fucose가 박테리아 배양에 첨가될 때 단일 또는 몇 개의 galK 전사체에 해당합니다.
반면, 세포 외 D-fucose가 없는 경우 몇 가지 반점이 보입니다. 이 프로토콜의 적용을 위한 또 다른 예는 야생형 또는 JW1648 sodB 삭제 균주에서 smFiSH의 형광 및 위상차 이미지와 함께 sodB 유전자에 의해 제공됩니다. 이 프로토콜로 준비된 샘플은 세포 내 전사체의 정확한 정밀도를 허용하는 STORM을 사용하여 이미지화할 수도 있습니다.
개발 후 이 기술은 시스템 생물학 분야의 연구자들이 개별 세포의 전사 이벤트 통계를 탐구할 수 있는 길을 열었습니다.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
이 원고는 E. coli에서 단일 분자 형광 in situ 하이브리드화(smFISH) 실험에 사용하기 위해 형광 표지 DNA 프로브로 개별 메신저 RNA(mRNA) 전사체를 표지하는 방법을 설명합니다. 이 기술을 통해 고정된 개별 세포에서 단일 mRNA 분자의 동시 탐지, 국소화 및 정량화가 가능합니다.
Single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) in E. coli enables direct quantification and spatial mapping of mRNA transcripts at single-cell resolution, addressing key challenges in understanding transcriptional heterogeneity. This capability supports predictive confidence in early discovery by revealing cell-to-cell variability and subcellular transcript localization. The method is strategically positioned for target validation and mechanistic de-risking in microbial systems biology and synthetic biology pipelines.
This smFISH labeling method integrates into the discovery-to-preclinical continuum for microbial systems, supporting both hypothesis testing and quantitative analytics.