Name: Analiza pętli ciśnienie-objętość serca za pomocą cewników konduktancyjnych u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Poznaj analizę pętli ciśnienie-objętość serca za pomocą cewników konduktancyjnych u myszy. Ta metoda umożliwia kompleksową ocenę funkcji skurczowej i rozkurczowej komór serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca jest wspierana przez American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) i NIH T32 HL007101-35 (DMA).

1. Przygotowanie cewnika konduktanckiego i kalibracja ciśnienia
<ol>
	<li>Podłącz cewnik przewodzący do modułu cewnika hemodynamicznego. Elektroniczna kalibracja pomiarów ciśnienia i objętości poprzez rejestrowanie wstępnie ustawionego ciśnienia i objętości w module cewnika. Zapisz ślad 0 mm Hg i 25 mm Hg (rysunek 1A) i przypisz napięcia do obu naprowadzania ciśnienia (rysunek 1B i 1C). Podobnie zapisz śledzenie objętości 5 RVU i 25 RVU (rysunek 1D) i przypisz napięcia do obu śledzenia objętości (1E i 1F).</li>
	<li>Potwierdź elektroniczną kalibrację ciśnienia ręczną kalibracją ciśnienia za pomocą ciśnieniomierza kolumny rtęciowej. Zamontuj port mankietu ciśnieniomierza z 3-kierunkowym kranem. Napełnij 3-portowy system zastawek hemostazy, często używany do angioplastyki wieńcowej, wodą RT za pomocą bocznego portu.
	<ol>
		<li>Umieść końcówkę cewnika konduktanckiego w wypełnionej płynem zastawce hemostazy i delikatnie zabezpiecz bez załamywania się cewnika. Podłącz zawór hemostazy do ciśnieniomierza i napompuj do 200 mmHg i zablokuj 3-drogowy kurek. Sprawdź, czy zmierzone ciśnienie odpowiada ciśnieniu napompowanemu na ciśnieniomierzu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieścić cewnik w roztworze soli fizjologicznej podgrzanym do temperatury 37 °C, czyli na poziomie pola operacyjnego i zmierzyć ciśnienie. Dostosuj kontrolę ciśnienia, aż zarejestrowane ciśnienie spadnie do zera.</li>
</ol>
2. Znieczulenie/Intubacja
<ol>
	<li>Podawać ketaminę/ksylazynę (80-100/10 mg kg-1) we wstrzyknięciu dootrzewnowym. 
	Uwaga: Można stosować alternatywne środki znieczulające. Obszerna lista środków znieczulających znajduje się w poprzednich recenzjach tej techniki 11,12. Prawidłowe znieczulenie można potwierdzić delikatnym uszczypnięciem ogona. </li>
	<li>Po znieczuleniu ogol szyję i klatkę piersiową maszynką do strzyżenia włosów i umieść na podgrzewanej podkładce. Utrzymuj temperaturę odbytu myszy na poziomie 36,5-37,5 ºC. Niskie temperatury ciała spowodują obniżenie tętna. Nałóż maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej szyi i odetnij mięśnie tchawicy, aby odsłonić tchawicę. Umieść rurkę dotchawiczą w ustach, wizualizując tchawicę, aby zapewnić intubację, i podłącz do respiratora.</li>
	<li>Utrzymuj mysz na respiratorze podczas zabiegu. Ustaw ustawienia respiratora na podstawie wagi zwierzęcia, jak opisano wcześniej 11. Objętość oddechowa (ml) = 6,2 x (masa zwierzęcia w kilogramach) 1,01 i częstość oddechów = 53,5 x (waga zwierzęcia w kilogramach) -0,26.</li>
</ol>
3. Umieszczenie cewnika konduktanckiego w komorze niskiego napięcia
<ol>
	<li>Dostęp szyjny
	<ol>
		<li>Aby zapewnić sterylność, stosuje się dwa zestawy sterylnych narzędzi chirurgicznych – jeden do wstępnego nacięcia skóry, a drugi do operacji w torakotomii. Narzędzia powinny być odkażane za pomocą suchego sterylizatora między zwierzętami podczas indywidualnej sesji chirurgicznej i autoklawowane na koniec każdego dnia chirurgicznego.</li>
		<li> Po odkażeniu skóry trzema cyklami peelingu do skóry z chlorheksydyną + alkoholem (0,5% roztwór chlorheksydyny/70% alkoholu), wykonaj nacięcie nad prawą tętnicą szyjną od żuchwy do mostka. Wypreparuj otaczającą tkankę, aby odsłonić prawą tętnicę szyjną i przeciąć nerw błędny, który biegnie w sąsiedztwie tętnicy szyjnej.</li>
		<li>Umieść sterylny jedwabny szew 6-0 wokół dystalnego końca (z dala od klatki piersiowej) tętnicy szyjnej, zawiąż i zabezpiecz. Umieść dwa dodatkowe szwy pod tętnicą szyjną proksymalnie (bliżej klatki piersiowej) do pierwszego szwu, luźno wiążąc szew środkowy. Delikatnie pociągnij szew proksymalny i zabezpiecz, zaciskając go na skórze. Przed kontynuowaniem upewnij się, że tętnica szyjna została zaciśnięta zarówno proksymalnie, jak i dystalnie.</li>
		<li>Wykonaj małe nacięcie w tętnicy szyjnej R., proksymalnie do pierwszego szwu i rozciągaj się wzdłużnie w kierunku klatki piersiowej.</li>
		<li>Wprowadzić końcówkę cewnika konduktującego, uprzednio nasączoną ciepłą solą fizjologiczną przez 30 minut, do naczynia przez nacięcie i zabezpieczyć cewnik za pomocą środkowego szwu.</li>
		<li>Delikatnie przesuwaj cewnik w lewej komorze przez tętnicę szyjną, obserwując śledzenie pętli ciśnienie-objętość, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie. 
		Uwaga: Optymalne umieszczenie cewnika powinno dać pętle ciśnienie-objętość, które wydają się prostokątne (patrz rysunek 2). Jeśli napotkasz jakikolwiek opór w przejściu cewnika, delikatnie pociągnij do tyłu i ponownie przesuwaj się z delikatnym naciskiem. Delikatne obracanie cewnika może pomóc w umieszczeniu go w lewej komorze. Wymuszanie cewnika przewodzącego może prowadzić do poważnych powikłań sercowo-naczyniowych lub uszkodzenia cewnika.</li>
		<li>Zapisz podstawowe pętle ciśnienie-objętość ~10 minut po umieszczeniu cewnika i osiągnięciu stanu ustalonego (ryc. 2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podejście wierzchołkowe
	<ol>
		<li>W znieczulonej i wentylowanej myszy wykonaj nacięcie od wyrostka mieczykowatego i przeciąć bocznie ścianę klatki piersiowej, aż przepona będzie widoczna.</li>
		<li>Przetnij przeponę i wizualizuj wierzchołek serca.</li>
		<li>Wprowadzić cewnik kondukcyjny do wierzchołka lewej komory przez ranę kłutą igłą (za pomocą igły 25-30 G), aż elektroda proksymalna znajdzie się tuż wewnątrz komory.</li>
		<li>Zapisuj podstawowe pętle ciśnienie-objętość ~10 min po umieszczeniu cewnika i osiągnięciu stanu ustalonego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Zmienne obciążenie następcze za pomocą przejściowej okluzji aorty
<ol>
	<li>Aby wykonać przejściową niedrożność aorty, wykonaj małe poziome nacięcie w górnej części klatki piersiowej i wypreparuj otaczającą tkankę, aby odsłonić aortę poprzeczną.</li>
	<li>Umieść jedwabną ligaturę 6-0 pod aortą poprzeczną. Po tym, jak pętle uciskowo-objętościowe powrócą do linii podstawowej, zapnij oba końce szwu zaciskiem igły, delikatnie i powoli podnieś szew przez 1-2 sekundy i powoli zwolnij napięcie.</li>
	<li>Powtarzaj tę procedurę, aż zostaną wykonane trzy oddzielne optymalne nagrania z tego samego zwierzęcia. 
	Uwaga: Optymalne zapisy powinny mieć co najmniej 5 cykli pętli objętości ciśnienia i stały wzrost końcowego ciśnienia skurczowego podczas przykładania naprężenia na szew (ryc. 3A i 3C).</li>
</ol>
5. Zmienne obciążenie wstępne za pomocą przejściowej okluzji żyły głównej dolnej (IVC)
<ol>
	<li>Aby wykonać przejściową niedrożność żyły głównej dolnej, wykonaj poziome nacięcie poniżej wyrostka mieczykowatego, pod przeponą, aby odsłonić IVC.</li>
	<li>Umieść jedwabną ligaturę 6-0 pod IVC. Po tym, jak pętle ciśnienie-objętość powrócą do linii podstawowej, zapnij oba końce szwu zaciskiem igły; Delikatnie i powoli podnieś szew przez 1-2 sekundy i powoli zwolnij napięcie. Okluzję IVC można również wykonać poprzez delikatne wywieranie nacisku za pomocą wacika z bawełnianą końcówką.</li>
	<li>Powtarzaj tę procedurę, aż zostaną wykonane trzy oddzielne optymalne nagrania z tego samego zwierzęcia. 
	Uwaga: Optymalne zapisy powinny mieć co najmniej 5 cykli pętli objętości ciśnienia i stały spadek ciśnienia końcowo-rozkurczowego lewej komory podczas przykładania napięcia do szwu (ryc. 4A i 4B).</li>
</ol>
6. Kalibracja soli fizjologicznej
<ol>
	<li>Na zakończenie badania wartość przewodnictwa równoległego (Vp) można uzyskać, wstrzykując zwierzęciu 10 μl bolusa hipertonicznego soli fizjologicznej (15%) przez żyłę szyjną (ryc. 5A i 5B). 
	Uwaga: Ten bolus spowoduje pozorny wzrost objętości bez zmiany ciśnienia. Ta pozorna zmiana objętości jest wynikiem zmiany przewodnictwa w sadzawce krwi, a nie faktycznego wzrostu objętości. Można zaobserwować przejściowy spadek dP/dtmax, ponieważ sól fizjologiczna hipertoniczna ma ujemne działanie inotropowe 13. Obliczone Vp można wprowadzić do oprogramowania do analizy pętli objętości ciśnienia wraz z parametrami kalibracji kuwety do i przeliczyć z RVU w mikrolitrach.</li>
</ol>
7. Kalibracja kuwety
<ol>
	<li>Aby przeprowadzić kalibrację kuwety, umieść kuwetę z dołkami o znanych średnicach dostarczonych przez producenta na poduszce grzewczej lub łaźni wodnej podgrzanej do 37 ºC. Wypełnij pierwsze 4-5 otworów świeżą, ciepłą, heparynizowaną krwią od myszy poddawanych ocenie hemodynamicznej. 
	Uwaga: Kalibracja kuwetowa pozwala na dokładną ocenę puli krwi w lewej komorze przy użyciu krwi myszy i pozwala na konwersję danych dotyczących objętości z RVU na mikrolitry.</li>
	<li>Włóż cewnik konduktancyjny do pierwszej studzienki, aż wszystkie elektrody zostaną zanurzone. Delikatnie przesuń cewnik w studzience, co spowoduje wytworzenie różnych RVU.</li>
	<li>Rejestruj zmiany przewodności w kanale głośności w RVU. Wybierz najwyższą RVU do kalibracji. 
	Uwaga: Objętość studzienek można obliczyć za pomocą 1) równania dla objętości cylindra, gdzie promień jest promieniem studzienki kuwetowej, a długość jest oparta na długości między dwiema wewnętrznymi elektrodami czujnikowymi lub 2) sprawdzenie w instrukcjach producenta. Moc wyjściowa przewodności może być skorelowana ze znanymi objętościami w celu opracowania równania kalibracyjnego, które przekształca dane z RVU na mikrolitry 11.</li>
</ol>
8. Eutanazja
<ol>
	<li> Po zakończeniu protokołu myszy są poddawane eutanazji za pomocą zwichnięcia szyjki macicy pod narkozą.</li>
	<li> Aby zapewnić śmierć, myszy, które przeszły zwichnięcie szyjki macicy, muszą zostać poddane wtórnej metodzie eutanazji. Stosujemy wykrwawianie w znieczuleniu, z pobraniem tkanki serca do eksperymentów lub obustronną torakotomię w znieczuleniu.</li>
</ol>
9. Analiza danych za pomocą oprogramowania do analizy pętli objętości ciśnienia
<ol>
	<li>Obliczać Vp z kalibracji soli fizjologicznej
	<ol>
		<li>Wybierz pętle ciśnienia i objętości uzyskane podczas wyrzucania hipertonicznego roztworu soli fizjologicznej (Rysunek 5A i 5B)</li>
		<li>Eksport pętli do oprogramowania do analizy objętości ciśnienia. Wybierz opcję kalibracji soli fizjologicznej (Rysunek 5C)</li>
		<li>Zapisz obliczoną wartość Vp (rysunek 5D). 
		Uwaga: Wartość Vp oblicza się, identyfikując przecięcie 1) objętości końcoworozkurczowej w stosunku do objętości końcowoskurczowej z kalibracji soli fizjologicznej i 2) objętości końcoworozkurczowej = linii objętości końcowoskurczowej. Przecięcie tych linii zapewnia Vp, które jest obliczane przez oprogramowanie do analizy pętli objętości ciśnienia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wprowadź relację przewodności do objętości (RVU) w opcjach kanału głośności (Rysunek 1F)</li>
	<li>Pomiar relacji pętli ciśnienie-objętość linii bazowej
	<ol>
		<li>Wybierz 8-10 cykli pracy serca z kanałów ciśnienia i objętości po osiągnięciu stanu ustalonego (Rysunek 2A) i wyeksportuj do oprogramowania analitycznego. Zidentyfikuj 5-6 pętli końcowo-wydechowych (rysunek 2B)</li>
		<li>Użyj wartościV p, aby skorygować przewodność równoległą. Wybierz opcję "Stan ustalony" i wygeneruj hemodynamiczną tabelę podsumowującą (Rysunek 2C)</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmierz zależność pętli ciśnienie-objętość podczas zwężenia aorty
	<ol>
		<li>Wybierz 8-10 cykli pracy serca z kanałów ciśnienia i objętości, które odpowiadają zwężeniu aorty przed wzrostem ciśnienia końcoworozkurczowego (ryc. 3A) i wyeksportuj do oprogramowania analitycznego. Zidentyfikuj 5-6 pętli końcowo-wydechowych (Rysunek 3C)</li>
		<li>Wybierz analizę "Kurczliwości" (Rysunek 3B), która obliczy zależność objętości ciśnienia końcowoskurczowego (ESPVR)</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmierz zależność pętli ciśnienie-objętość podczas zwężenia IVC
	<ol>
		<li>Wybierz 8-10 cykli pracy serca z kanałów ciśnienia i objętości, które odpowiadają zwężeniu IVC (ryc. 4A) i wyeksportuj do oprogramowania analitycznego. Zidentyfikuj 5-6 pętli końcowo-wydechowych (rysunek 4B)</li>
		<li>Wybierz analizę "Kurczliwości" (Rysunek 3B), która obliczy obciążenie wstępne Recruitable Stroke Work (PRSW) (Rysunek 4C), Maximum dP/dt vs EDV (Rysunek 4D), a także ESPVR i zależność objętości ciśnienia rozkurczowego (Rysunek 4E)</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Clark, J. E., Marber, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advancements+in+pressure-volume+catheter+technology+-+stress+remodelling+after+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction.</a> Exp Physiol. 98 (3), 614-621 (2013).</li>
<li>Sunagawa, K., Maughan, W. L., Burkhoff, D., Sagawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+interaction+with+arterial+load+studied+in+isolated+canine+ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Left ventricular interaction with arterial load studied in isolated canine ventricle.</a> Am J Physiol. 245 (Pt 1), H773-H780 (1983).</li>
<li>Suga, H., Sagawa, K., Demer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determinants+of+instantaneous+pressure+in+canine+left+ventricle.+Time+and+volume+specification%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Determinants of instantaneous pressure in canine left ventricle. Time and volume specification.</a> Circ Res. 46 (2), 256-263 (1980).</li>
<li>Suga, H., Sagawa, K., Shoukas, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Load+independence+of+the+instantaneous+pressure-volume+ratio+of+the+canine+left+ventricle+and+effects+of+epinephrine+and+heart+rate+on+the+ratio%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Load independence of the instantaneous pressure-volume ratio of the canine left ventricle and effects of epinephrine and heart rate on the ratio.</a> Circ Res. 32 (3), 314-322 (1973).</li>
<li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+left+ventricular+mechanics+from+acute+VDD+pacing+in+patients+with+dilated+cardiomyopathy+and+ventricular+conduction+delay%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Improved left ventricular mechanics from acute VDD pacing in patients with dilated cardiomyopathy and ventricular conduction delay.</a> Circulation. 99 (12), 1567-1573 (1999).</li>
<li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diastolic+Compliance+of+Hypertrophied+Ventricle+Is+Not+Acutely+Altered+by+Pharmacological+Agents+Influencing+Active+Processes%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Internal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Diastolic Compliance of Hypertrophied Ventricle Is Not Acutely Altered by Pharmacological Agents Influencing Active Processes.</a> Annals of Internal Medicine. 119 (6), 466-473 (1993).</li>
<li>Georgakopoulos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+murine+left+ventricular+pressure-volume+relations+by+miniaturized+conductance+micromanometry%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry.</a> Am J Physiol. 274 (4 pt 2), H1416-H1422 (1998).</li>
<li>Cingolani, O. H., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure-volume+relation+analysis+of+mouse+ventricular+function%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (6), H2198-H2206 (2011).</li>
<li>Baan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+Measurement+of+Left-Ventricular+Volume+in+Animals+and+Humans+by+Conductance+Catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Continuous Measurement of Left-Ventricular Volume in Animals and Humans by Conductance Catheter.</a> Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).</li>
<li>Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+considerations+in+catheter+based+estimation+of+left+ventricular+volume%5BTitle%5D)+AND+%22Conf+Proc+IEEE+Eng+Med+Biol+Soc%22%5BJournal%5D)">Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume.</a> Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2010, 3556-3558 (2010).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (1038).</li>
<li>Hanusch, C., Hoeger, S., Beck, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+of+small+rodents+during+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia of small rodents during magnetic resonance imaging.</a> Methods. 43 (1), 68-78 (2007).</li>
<li>Georgakopoulos, D., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimation+of+parallel+conductance+by+dual-frequency+conductance+catheter+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (1), H443-H450 (2000).</li>
<li>Esposito, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+myocardial+contractility+and+enhanced+exercise+function+in+transgenic+mice+overexpressing+either+adenylyl+cyclase+5+or+8%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Res+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Increased myocardial contractility and enhanced exercise function in transgenic mice overexpressing either adenylyl cyclase 5 or 8.</a> Basic Res Cardiol. 103 (1), 22-30 (2008).</li>
<li>Kohout, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Augmentation+of+cardiac+contractility+mediated+by+the+human+beta%283%29-adrenergic+receptor+overexpressed+in+the+hearts+of+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Augmentation of cardiac contractility mediated by the human beta(3)-adrenergic receptor overexpressed in the hearts of transgenic mice.</a> Circulation. 104 (20), 2485-2491 (2001).</li>
<li>Kim, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((beta-Arrestin-biased+AT1R+stimulation+promotes+cell+survival+during+acute+cardiac+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">beta-Arrestin-biased AT1R stimulation promotes cell survival during acute cardiac injury.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (8), H1001-H1010 (2012).</li>
<li>Suga, H., Sagawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mathematical+Interrelationship+between+Instantaneous+Ventricular+Pressure-Volume+Ratio+and+Myocardial+Force-Velocity+Relation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Mathematical Interrelationship between Instantaneous Ventricular Pressure-Volume Ratio and Myocardial Force-Velocity Relation.</a> Annals of Biomedical Engineering. 1 (2), 160-181 (1972).</li>
<li>Suga, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+energetics%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Ventricular energetics.</a> Physiol Rev. 70 (2), 247-277 (1990).</li>
<li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+contractile+state+on+curvilinearity+of+in+situ+end-systolic+pressure-volume+relations%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Influence of contractile state on curvilinearity of in situ end-systolic pressure-volume relations.</a> Circulation. 79 (1), 167-178 (1989).</li>
<li>Little, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+left+ventricular+dP%2Fdtmax-end-diastolic+volume+relation+in+closed-chest+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">The left ventricular dP/dtmax-end-diastolic volume relation in closed-chest dogs.</a> Circ Res. 56 (6), 808-815 (1985).</li>
<li>Glower, D. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linearity+of+the+Frank-Starling+relationship+in+the+intact+heart%3A+the+concept+of+preload+recruitable+stroke+work%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work.</a> Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).</li>
<li>Sharir, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+systolic+assessment+in+patients+with+dilated+cardiomyopathy+by+preload-adjusted+maximal+power.+Validation+and+noninvasive+application%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Ventricular systolic assessment in patients with dilated cardiomyopathy by preload-adjusted maximal power. Validation and noninvasive application.</a> Circulation. 89 (5), 2045-2053 (1994).</li>
<li>Baan, J., Van der Velde, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+of+left+ventricular+end-systolic+pressure-volume+relation+to+type+of+loading+intervention+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs.</a> Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).</li>
<li>Wei, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volume+catheter+parallel+conductance+varies+between+end-systole+and+end-diastole%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).</li>
<li>Porterfield, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+correction+for+parallel+conductance%2C+GP%2C+and+gain+factor%2C+alpha%2C+in+invasive+murine+left+ventricular+volume+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Dynamic correction for parallel conductance, GP, and gain factor, alpha, in invasive murine left ventricular volume measurements.</a> J Appl Physiol (1985). 107 (6), 1693-1703 (2009).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisujemy metodę przeprowadzania analizy pętli ciśnieniowo-objętościowej za pomocą cewnika konduktancyjnego u myszy, w celu uzyskania kompleksowych analiz zarówno kurczliwości, jak i relaksacji serca. Suga, Sagawa i współpracownicy wykorzystali pętle ciśnienia i objętości do zdefiniowania miar kurczliwości serca, w szczególności nachylenia ESPVR, czyli elastancji końcowoskurczowej (Ees) i Emax. Elastancja, określona przez stosunek ciśnienia do objętości (P/V), zmienia się w czasie trwania skurczu. P...

Analiza pętli objętości ciśnienia w sercu dostarcza szczegółowych informacji o funkcji serca i jest złotym standardem oceny funkcjonalnej 1. Podczas gdy techniki obrazowania, takie jak echokardiografia lub rezonans magnetyczny serca, zapewniają pomiary funkcjonalne, pomiary te są w dużym stopniu zależne od warunków obciążenia. Niezależne od obciążenia pomiary kurczliwości i relaksacji serca wymagają dynamicznych pomiarów stosunku ciśnienia i objętości komory w zakresie obciążenia wstępnego i następczego. Takie zrozumienie zależności między ciśnieniem a objętością wynika z przełomowej pracy Sagawy i współpracowników 2,3. Wykazali oni w perfuzjach ex vivo psich serc, że miary kurczliwości pochodzące z pętli ciśnienie-objętość były niezależne od warunków obciążenia 4.
Zastosowanie tych analiz in vivo stało się możliwe wraz z rozwojem cewników konduktancyjnych w latach 80. Ten postęp techniczny pozwolił Kassowi i jego współpracownikom na przeprowadzenie analizy pętli ciśnienie-objętość u ludzi 5,6. Miniaturyzacja cewników konduktancyjnych i udoskonalenie technik chirurgicznych pod koniec lat dziewięćdziesiątych XX wieku 7 umożliwiły analizę funkcji serca gryzoni, co pozwoliło na przeprowadzenie badań genetycznych i farmakologicznych. Postęp ten doprowadził od tego czasu do powszechnego stosowania analizy pętli ciśnieniowo-objętościowej i dostarczył wielu informacji na temat fizjologii serca ssaków.
Kluczowym pojęciem w użyciu cewników konduktancyjnych i interpretacji danych z nich uzyskanych jest zależność między objętością a przewodnictwem. Przewodność jest odwrotnie proporcjonalna do napięcia, które mierzy się za pomocą cewnika z elektrodami umieszczonymi proksymalnie, zwykle umieszczonymi poniżej zastawki aortalnej, a dystalnie na wierzchołku lewej wysokości 8. Zmiany napięcia lub przewodności są mierzone przez zmiany prądu płynącego od elektrody proksymalnej do dystalnej. Chociaż pula krwi znacząco przyczynia się do przewodności, udział ściany komory, zwany przewodnictwem równoległym (Vp), w zmierzonej przewodności musi zostać odjęty, aby uzyskać bezwzględne pomiary objętości lewej komory.
Metody wykonywania tej korekty, zwane kalibracją soli fizjologicznej, są omówione w poniższym protokole. Matematyczny związek między przewodnością a objętością, opisany przez Baana i współpracowników, jest następujący: objętość = 1/α; (ρL2)(G-Gp), gdzie α = współczynnik korekcji pola jednolitego, ρ = rezystywność krwi, L = odległość między elektrodami, G = przewodność i Gp = przewodnictwo bez krwi 9. Warto zauważyć, że jednolity współczynnik korekcji pola u myszy zbliża się do 1,0 ze względu na małe objętości komory10. W połączeniu z przetwornikami ciśnienia, cewnik konduktancyjny dostarcza w czasie rzeczywistym jednoczesnych danych o ciśnieniu i objętości.
Analiza ciśnienia i objętości serca ma szczególne zalety w porównaniu z innymi pomiarami funkcji serca, ponieważ pozwala na pomiar funkcji komór niezależnie od warunków obciążenia i częstości akcji serca. Specyficzne wskaźniki kurczliwości serca niezależne od obciążenia obejmują: zależność objętości ciśnienia końcowoskurczowego (ESPVR), zależność dP/dtmax – objętość końcoworozkurczowa, maksymalną elastan (Emax) i pracę udarową z obciążeniem wstępnym (PRSW). Niezależną od obciążenia miarą funkcji rozkurczowej jest zależność objętości ciśnienia końcoworozkurczowego (EDPVR) 11. Poniższy protokół opisuje przeprowadzenie analizy pętli objętościowej ciśnienia w sercu, przy użyciu zarówno dostępu szyjnego, jak i wierzchołkowego. Chociaż metodologia wykonywania tych badań została szczegółowo opisana wcześniej 8,11, dokonamy przeglądu kluczowych kroków w celu uzyskania precyzyjnych pomiarów ciśnienia i objętości, w tym korekcji kalibracji zarówno soli fizjologicznej, jak i kuwety, oraz przedstawimy wizualną demonstrację tych procedur. Badania na zwierzętach przeprowadzone na potrzeby tego badania były prowadzone zgodnie z zatwierdzonymi protokołami i przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Duke University Medical Center.

<table><tbody><tr><td>AnaSed (ksylazyna)&nbsp;</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA nr 139-236</td><td>Środek znieczulający</td></tr><tr><td>Ketaset (ketamina)</td> <td>Pfizer</td><td>440842</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>VIP3000</td><td>Matrx Medical Inc.</td><td></td><td>Aparat anestezjologiczny</td></tr><tr><td>Respirator</td><td>Aparat Harvard</td><td>Model 683</td><td>Sprzęt chirurgiczny</td></tr><tr><td>Zestaw rurek</td><td>Aparat Harvard</td><td>72-1049</td><td>Sprzęt chirurgiczny</td></tr><tr><td>Koc homeotermiczny&nbsp;</td><td>Kaz Inc.</td><td>5628</td><td>Sprzęt chirurgiczny</td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Carl Zeiss Optical Inc.</td><td>Stemi 2000</td><td></td></tr><tr><td>Oświetlacz</td> Sprzętu Chirurgicznego <td>Cole&ndash; Parmer</td><td>41720</td><td>Sprzęt chirurgiczny</td></tr><tr><td>Dumont no. 55 Kleszcze Dumostar&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11295-51</td><td>Instrumenty chirurgiczne Kleszcze</td></tr><tr><td>Graefe'a, zakrzywione&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11052-10</td><td>Instrumenty chirurgiczne Kleszcze</td></tr><tr><td>Moria MC31&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11370-31</td><td>Instrumenty chirurgiczne</td></tr><tr><td>Nożyczki Mayo&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14512-15</td><td>Instrumenty chirurgiczne</td></tr><tr><td>Nożyczki do irysów&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14041-10</td><td>Instrumenty chirurgiczne</td></tr><tr><td>Uchwyt igły Halsey&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12501-13</td><td>Instrumenty chirurgiczne</td></tr><tr><td>Olsen&ndash; Uchwyt igły Hegar&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12002-12</td><td>Narzędzia chirurgiczne</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15610-08</td><td>Jednorazowe podkładki do narzędzi chirurgicznych</td></tr><tr><td></td><td>Kendall/Tyco Healthcare</td><td>1038</td><td>Materiały chirurgiczne</td></tr><tr><td>Sterylne gąbki z gazy, sterylne&nbsp;</td><td>Dukal</td><td>62208</td><td>Materiały chirurgiczne</td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką, sterylne&nbsp;</td><td>Solon</td><td>368</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Szew chirurgiczny,&nbsp; jedwab, 6-0&nbsp;</td><td>DemeTECH</td><td>FT-639-1</td><td>Materiały chirurgiczne</td></tr><tr><td>1 cc Strzykawki insulinowe&nbsp;</td><td>Becton Dickenson</td><td>329412</td><td>Dostęp do materiałów chirurgicznych</td></tr><tr><td>9 Zastawka hemostazy</td><td>Merit Medical&nbsp;</td><td>MAP111</td><td>Sprzęt hemodynamiczny</td></tr><tr><td>Ciśnieniomierz</td><td>Baumanometr</td><td>320</td><td>Sprzęt hemodynamiczny</td></tr><tr><td>System fotowoltaiczny Millar MPVS-300/400 lub MPVS Ultra (zawiera kuwetę kalibracyjną)</td><td>ADInstruments Inc</td><td></td><td>Sprzęt hemodynamiczny</td></tr><tr><td>Cewnik konduktowanowy 1.4F&nbsp;</td><td>ADInstruments Inc</td><td>SPR-839</td><td>Sprzęt hemodynamiczny</td></tr><tr><td>PowerLab 4/30 z wykresem Pro</td><td>ADInstruments Inc.</td><td>ML866/P</td><td>Hemodynamiczna programowa</td></tr><tr><td>maszynka do strzyżenia zwierząt</td><td>Wahl</td><td>8787-450A</td><td>Różne</td></tr><tr><td>rurki śródskórne PE-10</td><td>Becton Dickenson</td><td>427401</td><td>Różne</td></tr><tr><td>rurki śródskórne PE-50</td><td>Becton Dickenson</td><td>427411</td><td></td></tr><tr><td>Różne Asortyment igieł (rozmiar 18, 25 i 30; Thomas Scientific)</td><td></td><td></td><td>Różne</td></tr><tr><td>0,9% (wag./obj.) chlorek sodu do wstrzykiwań, USP)</td><td>Hospira</td><td>NDC nr 0409-4888-50</td><td></td></tr><tr><td>Różne Taśma</td><td></td><td></td><td></td>chirurgiczna</tr><tr><td>Różne Alconox (Alconox Inc.) do czyszczenia cewników</td><td>ADInstruments Inc.</td><td></td><td>rozmaity</td></tr></tbody></table>

analiza pętli ciśnienie-objętość serca za pomocą cewników konduktancyjnych u myszy

Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Analiza pętli ciśnienia i objętości serca jest "złotym standardem" w ocenie zależnych od obciążenia i niezależnych od obciążenia pomiarów funkcji skurczowej i rozkurczowej komór. Miary kurczliwości i podatności komór uzyskuje się poprzez badanie odpowiedzi serca na zmiany obciążenia następczego i obciążenia wstępnego. Techniki te zostały pierwotnie opracowane prawie trzy dekady temu do pomiaru funkcji serca u dużych ssaków i ludzi. Zastosowanie tych analiz do małych ssaków, takich jak myszy, zostało osiągnięte dzięki optymalizacji technik mikrochirurgicznych i stworzeniu cewników konduktucyjnych. Cewniki konduktancyjne pozwalają na oszacowanie puli krwi poprzez wykorzystanie związku między przewodnością elektryczną a objętością. Prawidłowo wykonane techniki te pozwalają na testowanie funkcji serca w genetycznych zmutowanych modelach myszy lub w badaniach nad leczeniem farmakologicznym. Dokładność i precyzja tych badań zależy od starannej dbałości o kalibrację przyrządów, systematyczne przeprowadzanie pomiarów hemodynamicznych i analiz danych. Przyjrzymy się metodom przeprowadzania eksperymentów pętli ciśnienie-objętość przy użyciu cewnika konduktansyjnego u myszy.

Analiza pętli ciśnienie-objętość może być wykorzystywana do pomiaru funkcji serca u myszy modyfikowanych genetycznie 14,15 lub myszy poddawanych badaniom nad lekami16. Przedstawiono reprezentatywne pętle ciśnienie-objętość z wcześniej opublikowanej pracy 16 badającej wpływ liganda AT1R z preferencją dla ß-arestyny, TRV120023. Aby sprawdzić, czy TRV120023 wpływa na funkcję serca in vivo, przeprowadzono analizę pętli ciśnienie-objętość u myszy typu dzikiego otrzymujących konwencjon...

Analiza pętli ciśnienia i objętości serca jest najbardziej wszechstronnym sposobem pomiaru funkcji serca w nienaruszonym sercu. Opisujemy technikę wykonywania i analizy pętli objętościowych ciśnienia w sercu przy użyciu cewników konduktancyjnych.

Analiza pętli ciśnienie-objętość serca za pomocą cewników konduktancyjnych u myszy

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest ocena miar funkcji skurczowej i rozkurczowej komór zależnych i niezależnych od obciążenia. Jest to realizowane najpierw poprzez wprowadzenie katetera konduktancyjnego do lewej komory serca myszy. W drugim kroku dokonuje się zwężenia aorty w celu zmiany obciążenia następczego, a następnie modyfikuje obciążenie wstępne poprzez zwężenie żyły głównej dolnej.W ostatnim kroku cewnik konduktancyjny jest starannie kalibrowany, aby dokładnie ocenić zmiany objętości komory serca. Ostatecznie analiza ciśnienie-objętość serca służy do uzyskania miar funkcji serca zależnych i niezależnych od obciążenia. Zastosowanie tej techniki rozciąga się na terapię dysfunkcji serca, ponieważ pozwala ona zarówno na rygorystyczną ocenę funkcji serca, jak i na potencjalne ujawnienie fenotypów funkcjonalnych, które zostały pominięte podczas badań nieinwazyjnych.Procedurę tę zaprezentuje dr Lan Mao, neurochirg myszy z naszego laboratorium, 30 minut przed wprowadzeniem cewnika do pomiaru przewodnictwa do komory lewej wentrykułu. Namocz końcówkę cewnika w ciepłej soli fizjologicznej. W czasie namaczania końcówki zgol szyję i klatkę piersiową znieczulonej dorosłej myszy, a następnie umieść zwierzę na podgrzewanej podkładce.Po nałożeniu maści do oczu zwierzęcia, wykonaj nacięcie w linii pośrodkowej szyi i rozchyl mięśnie tchawiczne, aby odsłonić tchawicę. Następnie wprowadź rurkę endotrachealną przez pysk, wizualizując tchawicę w celu prawidłowego umieszczenia rurki, a następnie podłącz rurkę do respiratora. Ustaw parametry wentylatora w zależności od masy ciała zwierzęcia zgodnie ze wskazówkami.Aby wprowadzić cewnik drogą tętnicy szyjnej, należy wykonać nacięcie nad prawą tętnicą szyjną od żuchwy do mostka, a następnie rozdzielić otaczającą tkankę, aby odsłonić tętnicę szyjną prawą. Następnie należy przeciąć nerw błędny przebiegający obok tętnicy szyjnej i zabezpieczyć dystalny koniec tętnicy szyjnej szwem z jedwabiu 6-0. Pod tętnicą szyjną, proksymalnie względem pierwszego szwu, należy umieścić dwa dodatkowe szwy, luźno zawiązując szew środkowy.Następnie delikatnie pociągnij szew proksymalny i użyj zacisku, aby przymocować szew do skóry. Po zaklemowaniu tętnicy szyjnej zarówno proksymalnie, jak i dystalnie, wykonaj niewielkie nacięcie w prawej tętnicy szyjnej proksymalnie względem pierwszego szwu, prowadząc je wzdłuż w stronę klatki piersiowej. Teraz wprowadź końcówkę cewnika pomiarowego nasączonego solą fizjologiczną do naczynia przez nacięcie, używając środkowego szwu do zabezpieczenia cewnika.Następnie ostrożnie wprowadź cewnik do lewej komory przez tętnicę szyjną. Monitorując zapis pętli ciśnienie-objętość w celu upewnienia się co do prawidłowego umiejscowienia, optymalne położenie cewnika powinno skutkować pętlami ciśnienie-objętość o kształcie zbliżonym do prostokąta. Przez 5 do 10 minut po wprowadzeniu rejestruj wyjściowe pętle ciśnienie-objętość, aż do osiągnięcia stanu ustalonego. Aby wprowadzić cewnik metodą przez wierzchołek serca, wykonaj nacięcie początkowe od wyrostka mieczowatego przez ścianę klatki piersiowej bocznie, aż do momentu, gdy widoczna stanie się przepona.Przetnij przeponę, aby uwidocznić wierzchołek serca, a następnie użyj igły o rozmiarze od 25 do 30 G, aby wykonać nakłucie w wierzchołku lewej komory. Następnie wprowadź cewnik do pomiaru przewodnictwa przez miejsce nakłucia, aż proksymalna elektroda znajdzie się tuż wewnątrz komory. Zarejestruj bazowe pętle ciśnienia i objętości, zgodnie z wcześniejszą demonstracją, aby zmieniać obciążenie następcze za pomocą przejściowej okluzji aorty.Należy rozpocząć od wykonania niewielkiego poziomego nacięcia w górnej części klatki piersiowej, a następnie rozsekować otaczające tkanki, aby odsłonić aortę poprzeczną. Pod aortą poprzeczną należy umieścić ligaturę z jedwabiu 6.0. Następnie, gdy pętle ciśnienia i objętości powrócą do wartości bazowych, należy umieścić oba końce ligatury w krótkim odcinku rurki PE 50, zacisnąć oba końce szwu za pomocą kleszczyków chirurgicznych i delikatnie oraz powoli podciągnąć szew w czasie od jednej do dwóch sekund, a następnie powoli zwolnić napięcie naczynia.Optymalne zapisy powinny obejmować co najmniej pięć cykli pętli ciśnienie-objętość i wykazywać stabilny wzrost ciśnień końcowoskurczowych podczas przykładania napięcia do szwu. Aby zmieniać obciążenie wstępne za pomocą przejściowej okluzji żyły głównej dolnej. Wykonać nacięcie pionowe poniżej wyrostka mieczowatego i pod przeponą, aby odsłonić żyłę główną dolną.Umieść jedwabną ligaturę 6-0 pod żyłą główną dolną. Następnie, gdy pętle ciśnienie-objętość powrócą do poziomu bazowego, zaciśnij oba końce szwu za pomocą zacisku chirurgicznego i powoli, w ciągu jednej do dwóch sekund, unieś szew, a następnie powoli zredukuj napięcie naczynia. Optymalne zapisy powinny obejmować co najmniej pięć cykli pętli ciśnienie-objętość i wykazywać stały spadek ciśnienia w lewej komorze oraz ciśnienia rozkurczowego podczas przykładania napięcia do szwu w celu przeprowadzenia kalibracji solą fizjologiczną.Po zakończeniu badania wstrzyknij do zwierzęcia przez żyłę szyjną dawkę 10 µL hipertonicznego roztworu soli w celu uzyskania wartości przewodnictwa równoległego. W wyniku zmiany przewodnictwa puli krwi zaobserwowany zostanie pozorny wzrost objętości przy braku zmiany ciśnienia. Aby przeprowadzić kalibrację vete, podgrzej vete z otworami o znanej średnicy do 37 °C i wypełnij pierwsze trzy otwory świeżą, ciepłą heparynowaną krwią.Krew pobrano od myszy poddawanych ocenie hemodynamicznej, dopasowując do naczynia plastikowy adapter dostarczony przez producenta. Będzie on stabilizował cewnik przewodnictwa podczas kalibracji. Następnie należy wprowadzić cewnik przewodnictwa do pierwszej studzienki, aż wszystkie elektrody zostaną zanurzone.Na koniec zarejestrowano przewodnictwo w kanale objętościowym, aby sprawdzić, czy ligand receptora angiotensyny typu jeden o profilu stronniczym w kierunku beta-arestyny TR RV 1 2 0 0 2 3 wpływa na funkcję serca. Analizę pętli ciśnienie-objętość in vivo przeprowadzono u myszy typu dzikiego otrzymujących konwencjonalne lub nowe blokery receptora angiotensyny. Rzeczywiście, w tym doświadczeniu dożylna infuzja TR RV 1 2 0 0 2 3 znacząco zwiększyła kurczliwość serca w porównaniu z leczeniem konwencjonalnym i kontrolnym.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat przeprowadzania analizy pętli ciśnienie-objętość z wykorzystaniem konstrikcji aorty oraz dolnej żyły głównej w celu uzyskania miar funkcji serca zależnych i niezależnych od obciążenia.

cardiac-pressure-volume-loop-analysis-using-conductance-catheters

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ten artykuł opisuje pomiar funkcji lewej komory myszy za pomocą analizy ciśnienia/objętości przy różnych częstościach akcji serca.

Cewnikowanie serca u myszy w celu pomiaru zależności objętości ciśnienia: badanie efektu Bowditcha

Ten rękopis opisuje szczegółowy protokół zbierania danych o ciśnieniu i objętości z myszy.

Pomiar pętli głośności ciśnienia w myszy

Prezentowany tutaj jest protokół oceny dwukomorowej funkcji serca u myszy poprzez generowanie pętli ciśnienie-objętość (PV) z prawej i lewej komory u tego samego zwierzęcia za pomocą zamkniętego cewnikowania klatki piersiowej. Nacisk kładziony jest na techniczny aspekt chirurgii i pozyskiwania danych.

Dwukomorowa ocena czynności serca i pętli ciśnienie-objętość za pomocą cewnikowania w zamkniętej klatce piersiowej u myszy

Tutaj opisujemy analizę pętli ciśnienia i objętości serca pod wpływem rosnących dawek dożylnie podawanego izoproterenolu w celu określenia wewnętrznej funkcji serca i rezerwy β-adrenergicznej u myszy. Do pomiarów pętli ciśnienie-objętość stosujemy zmodyfikowane podejście z otwartą klatką piersiową, w którym uwzględniamy wentylację z dodatnim ciśnieniem końcowo-wydechowym.

Odpowiedź serca na stymulację β-adrenergiczną określona na podstawie analizy pętli ciśnienie-objętość

Tutaj prezentujemy podejście zamknięte w klatce piersiowej do zapisów pętli ciśnienia i objętości w dwóch komorach u świń z ostrą dysfunkcją prawej komory.

Zamknięte dwukomorowe nagrania pętli ciśnieniowo-objętościowej klatki piersiowej z cewnikami wstępnymi w modelu wieprzowym

Obecny protokół opisuje uzyskanie zależności ciśnienie-objętość poprzez stymulację przezprzełykową, co służy jako cenne narzędzie do oceny funkcji rozkurczowej w mysich modelach niewydolności serca.

Kontrolowana stymulacja procedura oceny funkcji rozkurczowych zależnych od częstości akcji serca w modelach mysiej niewydolności serca

Ten protokół opisuje metodę pomiaru ciśnienia i objętości lewej komory za pomocą techniki przewodności ciśnienie-objętość. Metoda ta umożliwia ciągłe monitorowanie w czasie rzeczywistym wpływu leków na serce.

Wykrywanie w czasie rzeczywistym wpływu kwasu ferulowego na lewą komorę szczura za pomocą cewnika konduktometrycznego ciśnienie-objętość

Prąd jonowy kanałów BK rejestruje się przy użyciu technik patch clamp. Kanały BK są eksprymowane w oocytach Xenopus poprzez wstrzykiwanie mRNA. Roztwór wewnątrzkomórkowy podczas pomiarów patch clamp jest kontrolowany przez system perfuzyjny.

Techniki patch clamp i perfuzji do badania kanałów jonowych ekspresowanych w oocytach Xenopus

W niniejszej pracy opisujemy metodologię podskórnego wprowadzania do myszy z niedoborem odporności ludzkich komórek endotelialnych tworzących kolonie (ECFCs) pochodzących z krwi pępowinowej oraz mezenchymalnych komórek macierzystych (MSCs) pochodzących z szpiku kostnego, osadzonych w żelu kolagenowo-fibronektynowym. Ta kombinacja komórek i żelu generuje ludzką sieć naczyniową, która łączy się z układem naczyniowym myszy.

Bioinżynieria ludzkich sieci mikro naczyniowych u myszy z niedoborem odporności

Próby ekspresji regulatora przewodnictwa przezbłonowego w mukowiscydozie (CFTR) w Saccharomyces cerevisiae przynosiły dotychczas stosunkowo niskie ilości białka. Niniejszy protokół oraz powiązane z nim odczynniki dystrybuowane przez Cystic Fibrosis Foundation powinny umożliwić przygotowanie miligramowych ilości tego „trudnego” eukariotycznego białka błonowego.

Ekspresja i oczyszczanie białka regulatora przewodnictwa przezbłonowego w mukowiscydozie w Saccharomyces cerevisiae

Poznaj analizę pętli ciśnienie-objętość serca za pomocą cewników konduktancyjnych u myszy. Ta metoda umożliwia kompleksową ocenę funkcji skurczowej i rozkurczowej komór serca.

Analiza pętli ciśnienie-objętość serca za pomocą cewników konduktancyjnych u myszy

Przeglądaj więcej filmów