Name: Kwantyfikacja gęstości komórkowych i właściwości antygenowych za pomocą lewitacji magnetycznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Naucz się techniki lewitacji magnetycznej do kwantyfikacji gęstości komórek i detekcji antygenów w próbkach krwi. Ta metoda umożliwia szybkie rozdzielanie typów komórek i identyfikację czynnika Rh z minimalną inwazyjnością.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować dr Getulio Pereira za pomoc w pracy z pęcherzykami zewnątrzkomórkowymi.
Ta praca była wspierana przez następujące granty Narodowego Instytutu Zdrowia dla ICG: RO1CA218500, UG3HL147353 i UG3TR002881.

Eksperymentalny protokół użyty w tym badaniu został zatwierdzony przez Beth Israel Deaconess Medical Center Institutional Review Board (IRB).
1. Konfiguracja instrumentu
UWAGA: Obrazowanie lewitujących komórek wymaga umieszczenia dwóch magnesów neodymowych ziem rzadkich namagnesowanych na osi z tym samym biegunem skierowanym do siebie w celu wytworzenia pola magnetycznego. Odległość między magnesami można dostosować w zależności od intensywności pola magnetycznego i gęstości celów. W tym przypadku magnesy są oddzielone przestrzenią o szerokości 1 mm, wystarczającą do włożenia kwadratowej szklanej rurki kapilarnej o długości 50 mm 1x1 mm. Urządzenie zostało wydrukowane w 3D przy użyciu projektu AutoCAD, który jest dostępny na życzenie.
<ol>
	<li>Połóż mikroskop na boku, idealnie poziomo. 
	UWAGA: Mikroskop umieszczony w standardowej pozycji pionowej nie nadaje się bezpośrednio do obrazowania lewitujących obiektów ze względu na położenie magnesów względem kondensatora i obiektywu. Ograniczenie to można obejść, umieszczając mikroskop na boku, idealnie poziomo, co pozwala kondensatorowi skupić światło w kapilarze, a soczewce obiektywu obrazować ogniwo lewitujące między magnesami, przy zachowaniu wymagań dotyczących oświetlenia Köhlera.</li>
	<li>Podeprzyj i wypoziomuj stojak na stole do krojenia chleba za pomocą 2 lub 3 podnośników laboratoryjnych.</li>
	<li>Aby ograniczyć wibracje, podeprzyj stół do krojenia chleba gumowymi nóżkami tłumiącymi.</li>
	<li>Usuń stolik i zastąp go kompaktowym podnośnikiem laboratoryjnym do regulacji wysokości urządzenia lewitującego (oś y) oraz dwoma jednoosiowymi stopniami translacyjnymi; jeden do regulacji ostrości (oś z), a drugi do skanowania rurki kapilarnej.</li>
	<li>Przymocuj urządzenie lewitacji magnetycznej do gniazda laboratoryjnego za pomocą dwóch słupków optycznych z serii mini.</li>
</ol>
2. Wiązanie przeciwciała z mikrocząstkami/kulkami karboksylowymi (zmodyfikowane na podstawie protokołu przez PolyAn)
UWAGA: Tylko koraliki o niskiej gęstości (1,05 g/ml) muszą być powlekane do wykrywania Rh(+), ale zarówno koraliki o wysokiej, jak i niskiej gęstości są powlekane do wykrywania pęcherzyków zewnątrzkomórkowych.
<ol>
	<li>Wyjąć 1 mg ekwiwalentu zawiesiny perełek i dodać do 0,5 ml buforu aktywacyjnego (50 mM MES (MW195.2, 9,72 mg w 1 ml)) pH 5,0 i 0,001% polisorbatu-20).</li>
	<li>Dodaj 12 μl świeżo przygotowanego 1,5 M EDC (MW 191,7, 0,28755 g w 1 ml) i 12 μl 0,3 M Sulfo-NHS (MW 217,14, 0,0651 g w 1 ml) w lodowatej wodzie.</li>
	<li>Umieść probówki na wytrząsarce orbitalnej i energicznie potrząsaj przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej, aby aktywować grupy karboksylowe na kulkach.</li>
	<li>Zatrzymaj aktywację po 1 godzinie, dodając 0,5 ml buforu sprzęgającego (10x PBS lub 0,1 M fosforanu o pH 7-9).</li>
	Granulki należy granulować<li>, odwirowując przy 20 000 x g przez 10 minut lub, jeśli kulki nie mogą być granulowane, użyć filtra probówkowego o średnicy 0,45 μm. Zassać supernatant lub przepływ.</li>
	<li>Umyj koraliki 1 ml 10x PBS 3 razy, jak w kroku 2.5.</li>
	<li>Obliczyć 25 μg przeciwciała na kulki mg i wymieszać pożądane przeciwciało z aktywowanymi kulkami do końcowego stężenia przeciwciał 0,7-1,0 mg / ml w 10X PBS.</li>
	<li>Umieść rurki na wahaczu rurowym ustawionym na niską prędkość. Delikatnie zwiń rurki w temperaturze pokojowej przez noc w celu połączenia.</li>
	<li>Powtórz krok 2.5 i umyj koraliki dwukrotnie 1 ml 10x PBS.</li>
	<li>Przemyć 0,5 ml 1 M etanoloaminy (98% bulionu = 16,2 M) w buforze o pH 8,0 z 0,02% polisorbatem-20 przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej, delikatnie wstrząsając.</li>
	<li>Powtórz krok 2.5 i umyj kulki raz w 1 ml DPBS. Kulki można przechowywać w 200 μl DPBS w temperaturze 4 °C do czasu, gdy będą potrzebne. 
	UWAGA: W tym miejscu protokół można wstrzymać.</li>
</ol>
3. Pobieranie i przygotowanie krwi do wykrywania Rh(+)
<ol>
	<li>Za pomocą nakłuwacza jednym kliknięciem nakłuj palec dawcy Rh(+) i zbierz 10 μl krwi do 1 ml DPBS.</li>
	<li>Wybarwić komórki Rh+ fluorescencyjnym barwnikiem błony plazmatycznej. Opcjonalnie dodać 1 μl barwnika fluorescencyjnego do 1 ml zawiesiny komórek Rh+ (rozcieńczenie 1:1000).</li>
	<li>Inkubować komórki z barwnikiem fluorescencyjnym w temperaturze 37 °C przez 15 minut.</li>
	<li>Granulować komórki, wirując w temperaturze 5,600 x g przez 15 s i umyć 3 razy przy użyciu 1 ml DPBS. Zawiesić w 1 ml HBSS z wapniem i magnezem (HBSS++).</li>
	<li>Za pomocą nakłuwacza jednym kliknięciem nakłuć palec dawcy Rh(-) i pobrać 2 μl krwi. 
	UWAGA: Jeśli przygotowujesz więcej niż 2 warunki, zbierz wystarczającą ilość krwi, aby dodać 1 μl krwi Rh(-) do każdej probówki.</li>
	<li>Przygotuj niezbędne probówki doświadczalne: same kulki, kontrola IgG, próbka.
	<ol>
		<li>Same kulki: dodać 174 μl HBSS++, 1 μl kulek kontrolnych IgG, 1 μl kulek o dużej gęstości (1,2 g/ml) i 24 μl 500 mM Gd3+ (60 mM).</li>
		<li>Kontrola IgG: dodać 172 μl HBSS++, 1 μl kulek kontrolnych IgG, 1 μl kulek o dużej gęstości, 1 μl krwi Rh-, 1 μl barwionej zawiesiny krwi Rh+ i 24 μl 500 mM Gd3+.</li>
		<li>Do probówki z próbką dodać 172 μl HBSS++, 1 μl kulek powlekanych anty-RhD, 1 μl kulek o dużej gęstości, 1 μl krwi Rh-, 1 μl barwionej zawiesiny krwi Rh(+) i 24 μl 500 mM Gd3+, 
		UWAGA: Koraliki o dużej gęstości są dodawane do próbek Rh w celach informacyjnych.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Izolacja PMN w celu demonstracji separacji komórek
<ol>
	<li>Izolacja neutrofili
	<ol>
		<li>Pobrać 40 ml krwi żylnej do strzykawki o pojemności 60 ml zawierającej 6 ml cytrynianu sodu/kwasu cytrynowego (0,15 M, pH 5,5) i 14 ml 6% dekstranu-70.</li>
		<li>Odczekaj 50 minut, aż krew zacznie opadać.</li>
		<li>Powoli ułóż komórki kożucha na wierzchu 20 ml Ficoll-Paque, przepychając górne 18 ml przez rurkę do pobierania krwi do probówki o pojemności 50 ml, unikając zanieczyszczenia osadzonymi krwinkami czerwonymi. Zaleca się stosowanie zestawu do pobierania świeżej krwi, aby zminimalizować zanieczyszczenie resztkami erytrocytów pozostałymi w oryginalnej probówce do pobierania krwi.</li>
		<li>Osadzać komórki kożucha przez wirowanie przez 20 minut w temperaturze 3,000 x g. Neutrofile i zanieczyszczające erytrocyty będą osadzać się na dnie probówki. PBMC utworzy białą warstwę na wierzchu Ficoll-Paque.</li>
		<li>Przenieść neutrofile do nowej probówki o pojemności 50 ml.</li>
		<li>Lizować wszelkie pozostałości erytrofili przez inkubację neutrofili z 20 ml 0,2% zimnego roztworu NaCl przez 25 sekund, a następnie dodatkowe 20 ml 1,6% NaCl. Końcowe uzgodnienie NaCl powinno wynosić 0,9% (izotoniczne).</li>
		<li>Odwirować zawiesinę przez 10 minut przy 3 000 x g.</li>
		<li>Usunąć supernatant i ponownie zawiesić neutrofile do pożądanego stężenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Izolacja limfocytów
	<ol>
		<li>Pokryj PBMC w RPMI 5% surowicą inaktywowaną termicznie na 6-dołkowych płytkach hodowlanych.</li>
		<li>Inkubować płytki przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C. Monocyty będą przylegać do płytki, limfocyty będą swobodnie unosić się na wodzie.</li>
		<li>Usunąć bufor zawierający limfocyty i przemyć go dwukrotnie RPMI.</li>
		<li>Ponownie zawiesić limfocyty w żądanym stężeniu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oznacz erytrocyty, PMN i limfocyty.
	<ol>
		<li>Oznacz każdy typ komórki innym barwnikiem fluorescencyjnym. Upewnij się, że każdy barwnik fluoryzuje w innym kanale. Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta dla każdego z wybranych barwników.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Wytwarzanie pęcherzyków zewnątrzkomórkowych RBC poprzez aktywację dopełniacza
<ol>
	<li>Uzyskaj krew pełną przez nakłucie żyły za pomocą probówek EDTA.</li>
	<li>Przepuścić krew przez filtr białych krwinek, a następnie odwirować 3 razy przy 500 x g przez 10 minut każdy, aby wyizolować czerwone krwinki. Użyj HBSS++ jako bufora myjącego.</li>
	<li>Przygotować porcje 100 μl upakowanych erytrocytów w probówkach o pojemności 1,5 ml i uzupełnić objętość do 1 ml przez dodanie HBSS++.</li>
	<li>Dodać C5b,6 do końcowego stężenia 0,18 μg/ml w HBSS++, a następnie wirować.</li>
	<li>Umieść na wolnym wytrząsarce w temperaturze pokojowej na 15 minut.</li>
	<li>Dodać białko C7 do końcowego stężenia 0,2 μg/ml. Wymieszaj, delikatnie obracając rurkę kilka razy. Od tego momentu nie wiruj.</li>
	<li>Umieść probówkę na wytrząsarce probówkowej ustawionej na niską prędkość na 5 minut w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Dodaj białko C8 do końcowego stężenia 0,2 μg/ml, a białko C9 do 0,45 μg/ml. Wymieszaj, delikatnie obracając rurki kilka razy.</li>
	<li>Inkubować w temperaturze 37 °C przez 30 minut.</li>
	<li>Odwirować probówkę o masie 10 000 x g przez 10 minut.</li>
	<li>Zebrać supernatant zawierający EV w nowej probówce (probówkach). Nie należy usuwać supernatantu zbyt blisko osadu komórkowego.</li>
</ol>
6. Analiza komórek w urządzeniu do lewitacji magnetycznej
<ol>
	<li>Uruchom przyrząd zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
	<li>Załadować 50 μl próbki do rurki kapilarnej, aż probówka zostanie napełniona. Uszczelnij końce rurki kapilarnej uszczelniaczem kapilarnym, upewniając się, że nie ma pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Załaduj rurkę kapilarną do uchwytu między górnym i dolnym magnesem. Dostosuj scenę i ostrość, aby uzyskać optymalne viewing. 
	UWAGA: Komórki/kulki mogą potrzebować od 5 do 20 minut, aby osiągnąć swoją pozycję równowagi magnetycznej w oparciu o ich gęstość i stężenie Gd3+. Im wyższe stężenieGd 3+, tym krótszy czas.</li>
</ol>

<ol><li>Tasoglu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Levitational+Image+Cytometry+with+Temporal+Resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Materials%22%5BJournal%5D)">Levitational Image Cytometry with Temporal Resolution.</a> Advanced Materials. 27 (26), 3901-3908 (2015).</li>
<li>Durmus, N. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+levitation+of+single+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Magnetic levitation of single cells.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (28), 3661-3668 (2015).</li>
<li>Knowlton, S., Yu, C. H., Jain, N., Ghiran, I. C., Tasoglu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Smart-Phone+Based+Magnetic+Levitation+for+Measuring+Densities%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Smart-Phone Based Magnetic Levitation for Measuring Densities.</a> PLoS One. 10 (8), 0134400(2015).</li>
<li>Ashkarran, A. A., Suslick, K. S., Mahmoudi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetically+Levitated+Plasma+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Magnetically Levitated Plasma Proteins.</a> Analytical Chemistry. 92 (2), 1663-1668 (2020).</li>
<li>Yaman, S., Tekin, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+Susceptibility-Based+Protein+Detection+Using+Magnetic+Levitation%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Magnetic Susceptibility-Based Protein Detection Using Magnetic Levitation.</a> Analytical Chemistry. 92 (18), 12556-12563 (2020).</li>
<li>Abrahamsson, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+Powders+Containing+Illicit+Drugs+Using+Magnetic+Levitation%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+Internation+Edition+in+English%22%5BJournal%5D)">Analysis of Powders Containing Illicit Drugs Using Magnetic Levitation.</a> Angewandte Chemie Internation Edition in English. 59 (2), 874-881 (2020).</li>
<li>Trajkovic, K., Valdez, C., Ysselstein, D., Krainc, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluctuations+in+cell+density+alter+protein+markers+of+multiple+cellular+compartments%2C+confounding+experimental+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Fluctuations in cell density alter protein markers of multiple cellular compartments, confounding experimental outcomes.</a> PLoS One. 14 (2), 02117227(2019).</li>
<li>Hart, A., Edwards, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Buoyant+density+fluctuations+during+the+cell+cycle+of+Bacillus+subtilis%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Buoyant density fluctuations during the cell cycle of Bacillus subtilis.</a> Archives of Microbiology. 147 (1), 68-72 (1987).</li>
<li>Poole, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluctuations+in+buoyant+density+during+the+cell+cycle+of+Escherichia+coli+K12%3A+significance+for+the+preparation+of+synchronous+cultures+by+age+selection%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+General+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Fluctuations in buoyant density during the cell cycle of Escherichia coli K12: significance for the preparation of synchronous cultures by age selection.</a> The Journal General Microbiology. 98 (1), 177-186 (1977).</li>
<li>Cass, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Density-dependent+fluctuations+in+membrane+permeability+in+logarithmically+growing+cell+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Cell+Research%22%5BJournal%5D)">Density-dependent fluctuations in membrane permeability in logarithmically growing cell cultures.</a> Experimental Cell Research. 73 (1), 140-144 (1972).</li>
<li>Grover, W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+single-cell+density%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Measuring single-cell density.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (27), 10992-10996 (2011).</li>
<li>Bryan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+single+cell+mass%2C+volume%2C+and+density+with+dual+suspended+microchannel+resonators%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Measuring single cell mass, volume, and density with dual suspended microchannel resonators.</a> Lab on a Chip. 14 (3), 569-576 (2014).</li>
<li>Gomer, R. H., Jang, W., Brazill, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+density+sensing+and+size+determination%5BTitle%5D)+AND+%22Development%2C+Growth+and+Differentiation%22%5BJournal%5D)">Cell density sensing and size determination.</a> Development, Growth and Differentiation. 53 (4), 482-494 (2011).</li>
<li>Neurohr, G. E., Amon, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relevance+and+Regulation+of+Cell+Density%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Relevance and Regulation of Cell Density.</a> Trends in Cell Biology. 30 (3), 213-225 (2020).</li>
<li>Maric, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+gradients+in+proliferation+and+differentiation+of+embryonic+rat+CNS+accessed+by+buoyant+density+fractionation%3A+alpha+3%2C+beta+3+and+gamma+2+GABAA+receptor+subunit+co-expression+by+post-mitotic+neocortical+neurons+correlates+directly+with+cell+buoyancy%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Anatomical gradients in proliferation and differentiation of embryonic rat CNS accessed by buoyant density fractionation: alpha 3, beta 3 and gamma 2 GABAA receptor subunit co-expression by post-mitotic neocortical neurons correlates directly with cell buoyancy.</a> European Journal of Neuroscience. 9 (3), 507-522 (1997).</li>
<li>Maric, D., Maric, I., Barker, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Buoyant+density+gradient+fractionation+and+flow+cytometric+analysis+of+embryonic+rat+cortical+neurons+and+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Buoyant density gradient fractionation and flow cytometric analysis of embryonic rat cortical neurons and progenitor cells.</a> Methods. 16 (3), 247-259 (1998).</li>
<li>Wolff, D. A., Pertoft, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separation+of+HeLa+cells+by+colloidal+silica+density+gradient+centrifugation.+I.+Separation+and+partial+synchrony+of+mitotic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Separation of HeLa cells by colloidal silica density gradient centrifugation. I. Separation and partial synchrony of mitotic cells.</a> Journal of Cell Biology. 55 (3), 579-585 (1972).</li>
<li>Bienz, K., Egger, D., Wolff, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Virus+replication%2C+cytopathology%2C+and+lysosomal+enzyme+response+of+mitotic+and+interphase+Hep-2+cells+infected+with+poliovirus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Virology%22%5BJournal%5D)">Virus replication, cytopathology, and lysosomal enzyme response of mitotic and interphase Hep-2 cells infected with poliovirus.</a> Journal of Virology. 11 (4), 565-574 (1973).</li>
<li>Baldwin, W. W., Kubitschek, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Buoyant+density+variation+during+the+cell+cycle+of+Saccharomyces+cerevisiae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Buoyant density variation during the cell cycle of Saccharomyces cerevisiae.</a> Journal of Bacteriology. 158 (2), 701-704 (1984).</li>
<li>Yurinskaya, V. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thymocyte+K%2B%2C+Na%2B+and+water+balance+during+dexamethasone-+and+etoposide-induced+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+Physiology+and+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Thymocyte K+, Na+ and water balance during dexamethasone- and etoposide-induced apoptosis.</a> Cellular Physiology and Biochemistry. 16 (1-3), 15-22 (2005).</li>
<li>Wyllie, A. H., Morris, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hormone-induced+cell+death.+Purification+ad+properties+of+thymocytes+undergoing+apoptosis+after+glucocorticoid+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Hormone-induced cell death. Purification ad properties of thymocytes undergoing apoptosis after glucocorticoid treatment.</a> American Journal of Pathology. 109 (1), 78-87 (1982).</li>
<li>Morris, R. G., Hargreaves, A. D., Duvall, E., Wyllie, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hormone-induced+cell+death.+2.+Surface+changes+in+thymocytes+undergoing+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Hormone-induced cell death. 2. Surface changes in thymocytes undergoing apoptosis.</a> American Journal of Pathology. 115 (3), 426-436 (1984).</li>
<li>Benson, R. S., Heer, S., Dive, C., Watson, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+cell+volume+loss+in+CEM-C7A+cells+during+dexamethasone-induced+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Characterization of cell volume loss in CEM-C7A cells during dexamethasone-induced apoptosis.</a> American Journal of Physiology. 270 (4), Pt 1 1190-1203 (1996).</li>
<li>Zipursky, A., Bow, E., Seshadri, R. S., Brown, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leukocyte+density+and+volume+in+normal+subjects+and+in+patients+with+acute+lymphoblastic+leukemia%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Leukocyte density and volume in normal subjects and in patients with acute lymphoblastic leukemia.</a> Blood. 48 (3), 361-371 (1976).</li>
<li>Huber, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+of+the+buoyant+density+distribution+of+normal+and+malignant+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Haematology%22%5BJournal%5D)">A comparative study of the buoyant density distribution of normal and malignant lymphocytes.</a> British Journal of Haematology. 40 (1), 93-103 (1978).</li>
<li>Griwatz, C., Brandt, B., Assmann, G., Zanker, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+immunological+enrichment+method+for+epithelial+cells+from+peripheral+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunological+Methods%22%5BJournal%5D)">An immunological enrichment method for epithelial cells from peripheral blood.</a> Journal of Immunological Methods. 183 (2), 251-265 (1995).</li>
<li>Andersen, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Implementation+of+Magnetic+Levitation+to+Quantify+Leukocyte+Size%2C+Morphology%2C+and+Magnetic+Properties+to+Identify+Patients+with+Sepsis%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">A Novel Implementation of Magnetic Levitation to Quantify Leukocyte Size, Morphology, and Magnetic Properties to Identify Patients with Sepsis.</a> Shock. , (2018).</li>
<li>Felton, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+and+quantification+of+subtle+changes+in+red+blood+cell+density+using+a+cell+phone%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Detection and quantification of subtle changes in red blood cell density using a cell phone.</a> Lab on a Chip. 16 (17), 3286-3295 (2016).</li>
<li>Goldmacher, V. S., Tinnel, N. L., Nelson, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+that+pinocytosis+in+lymphoid+cells+has+a+low+capacity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cellular+Biology%22%5BJournal%5D)">Evidence that pinocytosis in lymphoid cells has a low capacity.</a> Journal of Cellular Biology. 102 (4), 1312-1319 (1986).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów do ujawnienia.

Wirowanie gradientowe jest obecnie standardową techniką izolowania składników subkomórkowych na podstawie ich unikalnych gęstości. Takie podejście wymaga jednak użycia specjalistycznych pożywek gradientowych, a także sprzętu wirówkowego. Przedstawione tutaj podejście oparte na lewitacji magnetycznej pozwala na szczegółowe badanie właściwości morfologicznych i funkcjonalnych krążących komórek, przy minimalnej, jeśli w ogóle, manipulacji komórkami, zapewniając bliski dostęp in vivo do krążących komórek.
<p cla...

Lewitacja magnetyczna to technika opracowana do rozdzielania, analizowania i identyfikowania typów komórek1,2,3, proteins4,5 i opioidy6 wyłącznie na podstawie ich specyficznej gęstości i właściwości paramagnetycznych. Gęstość komórek jest unikalną, wewnętrzną właściwością każdego typu komórki bezpośrednio związaną z jej tempem metabolizmu i statusem różnicowania7,8,9,10,11,12,13,14. Kwantyfikacja subtelnych i przejściowych zmian gęstości komórek w warunkach stanu stacjonarnego i podczas różnych procesów komórkowych może zapewnić niezrównany wgląd w fizjologię i patofizjologię komórki. Zmiany gęstości komórek są związane z różnicowaniem komórek15,16, progresja cyklu komórkowego9,17,18,19, apoptosis20,21,22,23 i złośliwy transformation24,25,26. W związku z tym kwantyfikacja określonych zmian gęstości komórek może być wykorzystana do różnicowania komórek różnych typów, a także do rozróżniania tego samego typu komórek przechodzących różne procesy aktywacji. Umożliwia to eksperymenty ukierunkowane na określoną subpopulację komórek, w której dynamiczne zmiany gęstości służą jako wskaźnik zmienionego metabolizmu komórkowego27. Ponieważ ustalono, że komórka może zmieniać swoją gęstość w odpowiedzi na zmieniające się środowisko7, konieczne jest zmierzenie kinetyki komórki w stosunku do jej gęstości, aby w pełni ją zrozumieć, czego obecne metody mogą nie zapewnić12. Z kolei lewitacja magnetyczna pozwala na dynamiczną ocenę komórek i ich właściwości28.
Komórki są diamagnetyczne, co oznacza, że nie mają stałego magnetycznego momentu dipolowego. Jednak pod wpływem zewnętrznego pola magnetycznego w ogniwach generowany jest słaby magnetyczny moment dipolowy, w kierunku przeciwnym do przyłożonego pola. Tak więc, jeśli komórki są zawieszone w roztworze paramagnetycznym i wystawione na silne pionowe pole magnetyczne, będą lewitować z dala od źródła magnetycznego i zatrzymają się na wysokości, która zależy przede wszystkim od ich indywidualnej gęstości. Lewitacja diamagnetyczna obiektu ograniczonego do minimum niejednorodnego pola magnetycznego jest możliwa, gdy spełnione są dwa następujące kryteria: 1) podatność magnetyczna cząstki musi być mniejsza niż podatność otaczającego ośrodka oraz 2) siła magnetyczna musi być wystarczająco duża, aby zrównoważyć siłę wyporu cząstki. Oba kryteria mogą być spełnione poprzez zawieszenie erytrocytów w buforze magnetycznym i tworzenie silnych gradientów pola magnetycznego za pomocą małych, niedrogich, dostępnych na rynku magnesów trwałych1. Położenie równowagi cząstki uwięzionej magnetycznie na osi wzdłuż kierunku grawitacji zależy od jej gęstości (w stosunku do gęstości bufora), podatności magnetycznej (w stosunku do podatności magnetycznej bufora) oraz sygnatury przyłożonego pola magnetycznego. Ponieważ gęstość i właściwości magnetyczne roztworu są stałe w całym systemie, wewnętrzne właściwości gęstości komórek będą głównym czynnikiem decydującym o wysokości lewitacji komórek, przy czym gęstsze komórki lewitują niżej w porównaniu z komórkami o mniejszej gęstości. Podejście to wykorzystuje zestaw dwóch gęstości referencyjnych (1,05 i 1,2 g/ml), co pozwala nam na zastosowanie precyzyjnej, ratiometrycznej analizy do pomiarów gęstości. Zmiana stężenia roztworu magnetycznego pozwala na izolację różnych populacji komórkowych, takich jak erytrocyty od krwinek białych, ponieważ gęstość krążących komórek jest specyficzna dla komórki, eliminując potrzebę stosowania protokołów izolacji lub innych manipulacji komórkami.
Większość metod wykrywania stosowanych w badaniach biologicznych opiera się na ekstrapolacji określonych zdarzeń wiązania na łatwe do ilościowego określenia sygnały liniowe. Te metody odczytu są często złożone i wymagają specjalistycznego sprzętu oraz oddanego personelu naukowego. Opisano w nim podejście mające na celu wykrycie antygenów znajdujących się na błonie komórkowej komórek lub pęcherzykach zewnątrzkomórkowych lub rozpuszczalnych w osoczu, przy użyciu jednego lub dwóch kulek pokrytych przeciwciałami. Koraliki muszą mieć różną gęstość od siebie i od gęstości badanych celów. Obecność docelowego antygenu w dowolnym płynie biologicznym jest tłumaczona na specyficzną, mierzalną zmianę wysokości lewitacji komórki dodatniej antygenowo, która jest związana ze ściegiem detekcyjnym. W przypadku rozpuszczalnych antygenów lub pęcherzyków zewnątrzkomórkowych są one związane zarówno z wychwytywaniem, jak i wykrywaniem kulek, tworząc kompleks koralik-kulka, a nie kompleks koralik-komórka. Zmiana wysokości lewitacji zależy od nowej gęstości komórki koralika lub kompleksu koralik-koralik. Oprócz zmiany wysokości lewitacji kompleksów, która wskazuje na obecność antygenu w biopłynie, liczba kompleksów zależy również od ilości celu, co sprawia, że lewitacja magnetyczna jest również ilościowym podejściem do wykrywania antygenu24.

<table><tbody><tr><td>Hydrat kwasu 2-(N-Morfolino)etanosulfonowego</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M-2933</td><td>(MES); składnik bufora aktywacyjnego</td></tr><tr><td>Magnesy 50x2,5x1 mm, niklowane (Ni-Cu-Ni), gatunek N52, namagnesowane o grubości 5mm (0,197")</td><td>K& J Magnetics</td><td>Niestandardowe</td><td>magnesy używane w urządzeniu do lewitacji magnetycznej</td></tr><tr><td>Uszczelniacz rurki kapilarnej (Critoseal)</td><td>Leica Microsystems</td><td>267620</td><td>Służy do zakręcania końców rurek kapilarnych</td></tr><tr><td>Filtry do probówek wirówkowych (Corning Costar Spin-X)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>CLS8163</td><td>Służy do mycia koralików</td></tr><tr><td>Kompaktowy podnośnik laboratoryjny</td><td>Thorlabs</td><td>LJ750</td><td>Służy do regulacji urządzenia do lewitacji magnetycznej</td></tr><tr><td>DPBS, bez wapnia, bez magnezu</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td>Roztwór do zawiesin perełkowych</td></tr><tr><td>Etanoloamina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E9508-100ML</td><td>Stosowany na etapie mycia koralików</td></tr><tr><td>Fluorescencyjna plama błony plazmatycznej (CellMask Green)</td><td>Invitrogen</td><td>C37608</td><td>Służy do barwienia komórek Rh+</td></tr><tr><td>Gadoteridol Injection</td><td>ProHance</td><td>NDC 0270-1111-03</td><td>Gadolin (Gd3+); roztwór magnetyczny stosowany do zawieszania komórek</td></tr><tr><td>HBSS++</td><td>Gibco</td><td>14025-092</td><td>Roztwór do przygotowania próbki</td></tr><tr><td>Ludzki kompleks C5b,6</td><td>Technologia dopełniacza, Inc</td><td>A122</td><td>Służy do generowania RBC Evs</td></tr><tr>Technologia <td>dopełniacza</td><td>białka ludzkiego C7</td>, Inc <td>A124</td><td>Służy do generowania RBC Evs</td></tr><tr>Technologia <td>dopełniacza</td><td>ludzkiego białka C8</td>, Inc <td>A125</td><td>Służy do generowania RBC Evs</td></tr><tr><td>Human C9</td><td>Protein Complement Technology, Inc</td><td>A126</td><td>Służy do generowania RBC Evs</td></tr><tr><td>Mini Series Post Collar</td><td>Thorlabs</td><td>MSR2</td><td>Służy do mocowania urządzenia do lewitacji magnetycznej do gniazd laboratoryjnych</td></tr><tr><td>Chlorowodorek N-(3-dimetyloaminopropylo)-N&prime;-etylokarbodimidu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E1769-10G</td><td>(EDC); stosowany w reakcji sprzęgania przeciwciał</td></tr><tr><td>Normalna kontrola</td> <td>IgG królikaR& D Systems</td><td>AB-105-C</td><td>Służy do powlekania kulek jako warunek kontrolny</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (10X roztwór, pH 7,4)</td><td>Boston Bioproducts</td><td>BM-220</td><td>Składnik bufora sprzęgającego, stosowany do etapów mycia</td></tr><tr><td>Polisorbat 20 (Tween 20)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P7949-500ML</td><td>Składnik buforu aktywacyjnego</td></tr><tr><td>Polistyren Karboksylowo-polimerowy</td><td>Bangs Laboratories</td><td>PC06004</td><td>Kulki o najwyższej gęstości (1,05 g/ml), używane do sprzęgania przeciwciał</td></tr><tr><td>Królicze przeciwciało poliklonalne RhD</td><td>Invitrogen</td><td>PA5-112694</td><td>Służy do powlekania kulek w celu detekcji czynnika Rh w czerwonych krwinkach</td></tr><tr><td>Mikroskop klasy badawczej</td><td>Olympus</td><td>Provis AX-70</td><td>Mikroskop służy do montażu urządzenia do lewitacji magnetycznej i oglądania lewitujących komórek</td></tr><tr><td>Gumowe nóżki tłumiące</td><td>Thorlabs</td><td>RDF1</td><td>Służy do podparcia stołu z płytką stykową</td></tr><tr><td>Kwadratowa rurka Boro</td><td>VitroTubes</td><td>8100-050</td><td>Rurka kapilarna używana do ładowania próbki do Maglev</td></tr><tr><td>Sulfo-NHS</td><td>Thermoscientific</td><td>24510</td><td>Stosowany w reakcji sprzężenia przeciwciał</td></tr><tr><td>Etap translacyjny</td><td>Thorlabs</td><td>PT1</td><td>Służy do ustawiania ostrości i skanowania rurki kapilarnej</td></tr></tbody></table>

kwantyfikacja gęstości komórkowych i właściwości antygenowych za pomocą lewitacji magnetycznej

Quantification of Cellular Densities and Antigenic Properties using Magnetic Levitation

Opisana metoda została opracowana w oparciu o zasady lewitacji magnetycznej, która rozdziela komórki i cząstki na podstawie ich gęstości i właściwości magnetycznych. Gęstość to właściwość identyfikująca typ komórki, bezpośrednio związana z jej tempem metabolizmu, różnicowaniem i statusem aktywacji. Lewitacja magnetyczna pozwala na jednoetapowe podejście do skutecznego oddzielania, obrazowania i charakteryzowania krążących komórek krwi oraz wykrywania niedokrwistości, niedokrwistości sierpowatokrwinkowej i krążących komórek nowotworowych na podstawie gęstości i właściwości magnetycznych. Podejście to jest również podatne na wykrywanie rozpuszczalnych antygenów obecnych w roztworze przy użyciu zestawów kulek o niskiej i dużej gęstości pokrytych odpowiednio przeciwciałami wychwytującymi i wykrywającymi. Jeśli antygen jest obecny w roztworze, połączy dwa zestawy kulek, generując nowy kompleks kulka-kulka, który będzie lewitował między rzędami kulek pokrytych przeciwciałem. Zwiększone stężenie docelowego antygenu w roztworze wygeneruje większą liczbę kompleksów kulka-kulka w porównaniu z niższymi stężeniami antygenu, co pozwoli na ilościowe pomiary docelowego antygenu. Lewitacja magnetyczna jest korzystna w porównaniu z innymi metodami ze względu na skrócony czas przygotowania próbki i brak zależności od klasycznych metod odczytu. Wygenerowany obraz można łatwo uchwycić i przeanalizować za pomocą standardowego mikroskopu lub urządzenia mobilnego, takiego jak smartfon lub tablet.

Lewitacja magnetyczna ogniskuje obiekty o różnych gęstościach na różnych wysokościach lewitacji, w zależności od gęstości obiektu, jego sygnatury magnetycznej, stężenia roztworu paramagnetycznego oraz natężenia pola magnetycznego wytworzonego przez dwa silne magnesy ziemniorekich. Ponieważ dwa magnesy są umieszczone jeden na drugim, lewitujące próbki można oglądać, zachowując oświetlenie Köhlera, jedynie przy użyciu mikroskopu obróconego na bok (Rysunek 1). Końcową wysokość lewitacji osiągan...

Ten artykuł opisuje metodę opartą na lewitacji magnetycznej, która może specyficznie wykrywać obecność antygenów, zarówno rozpuszczalnych, jak i związanych z błoną, poprzez ilościowe określanie zmian wysokości lewitacji koralików wychwytujących o stałej gęstości.

Kwantyfikacja gęstości komórkowych i właściwości antygenowych za pomocą lewitacji magnetycznej

The described method was developed based on the principles of magnetic levitation, which separates cells and particles based on their density and magnetic ...

Technika ta pozwala na separację różnych typów komórek i komórek poddawanych różnym procesom wyłącznie w oparciu o gęstość, przy niewielkiej lub zerowej manipulacji w krótkim czasie. Głównymi zaletami tej metody jest to, że jest mało inwazyjna, wymaga małych objętości, zapewnia szybkie rezultaty, nie zależy od klasycznych odczytów i nie jest wymagany wyspecjalizowany personel. Technika ta może być stosowana do wykrywania wielu chorób, na przykład niedokrwistości i sepsy.Aby rozpocząć, użyj nakłuwacza jednym kliknięciem, aby nakłuć palec dawcy krwi z dodatnim czynnikiem Rh i pobrać 10 mikrolitrów krwi w jednym mililitrze DPBS. Dodaj jeden mikrolitr barwnika fluorescencyjnego w jednym mililitrowym zawiesinie komórek dodatnich czynnika Rh do fluorescencyjnie wybarwionej błony plazmatycznej i inkubuj w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 15 minut. Osadzaj komórki, wirując z prędkością 5 600 razy G przez 15 sekund i umyj granulkę trzy razy za pomocą jednego mililitra DPBS.Zawiesić osad w jednym mililitrze HBSS z wapniem i magnezem. Za pomocą nakłuwacza jednym kliknięciem nakłuj palec dawcy krwi z ujemnym czynnikiem Rh i pobierz dwa mikrolitry krwi. Aby przygotować probówkę eksperymentalną zawierającą tylko kulki, dodaj 174 mikrolitry HBSS z wapniem i magnezem, jeden mikrolitr kulek kontrolnych IgG, jeden mikrolitr ciężkich kulek o gęstości 1,2 grama na mililitr i 24 mikrolitry 500 milimolowego gadolinu.Aby przygotować eksperymentalną probówkę kontrolną zawierającą IgG, dodaj 172 mikrolitry HBSS z wapniem i magnezem, jeden mikrolitr kulek kontrolnych IgG, jeden mikrolitr ciężkich kulek, jeden mikrolitr krwi ujemnej względem czynnika rezus, jeden mikrolitr barwionej zawiesiny krwi dodatniej pod względem czynnika Rh i 24 mikrolitry 500 milimolowego gadolinu. Aby przygotować probówkę eksperymentalną próbki, dodaj 172 mikrolitry HBSS z wapniem i magnezem, jeden mikrolitr kulek powlekanych anty-RhD, jeden mikrolitr ciężkich kulek, jeden mikrolitr krwi ujemnej względem czynnika Rh, jeden mikrolitr barwionej zawiesiny krwi dodatniej pod względem czynnika Rh i 24 mikrolitry 500 milimolowego gadolinu. Skonfiguruj urządzenie lewitacji magnetycznej.I załaduj 50 mikrolitrów próbki do rurki kapilarnej, aż probówka zostanie napełniona. Uszczelnij końce rurki kapilarnej szczeliwem kapilarnym, upewniając się, że nie ma pęcherzyków. Umieść rurkę kapilarną w uchwycie kapilary między górnym i dolnym magnesem, wyreguluj stage i skup się, aby uzyskać optymalne viewing.Odczekaj około pięciu do 20 minut, aż komórki i kulki osiądą w pozycji równowagi magnetycznej. Korzystając z tego protokołu, komórki krwi zostały oddzielone w zależności od wysokości lewitacji za pomocą urządzenia do lewitacji magnetycznej. Koraliki o niskiej i wysokiej gęstości zostały użyte do zapewnienia wysokości lewitacji gęstości i odniesienia rozmiaru.Komórki wielojądrzaste lewitowały nad czerwonymi krwinkami przy stężeniu 21 milimolowych jonów gadolinu. Stare krwinki lewitowały przy stężeniu jonów gadolinu 60 milimolowym. Czerwone krwinki, komórki wielojądrzaste i limfocyty oddzielono przy 40-milimolowym stężeniu jonów gadolinu w oparciu o ich wewnętrzną gęstość.Antygen czynnika Rh wykryto na krwinkach czerwonych za pomocą kulek pokrytych przeciwciałami IgG i anty-RhD. Kompleksy krwinek czerwonych nie zostały wygenerowane w próbce kontrolnej IgG, ale wykryto fluorescencyjnie zabarwione krwinki czerwone wychwycone przez kulki dodatnie czynnika Rh. Wiązanie anty-RhB z komórkami dodatnimi czynnika Rh utworzyło kompleks komórek koralików w środku przy przerywanej gęstości niezwiązanych kulek i ujemnych czerwonych krwinek.Co więcej, tworzenie się kompleksu zostało potwierdzone obserwacją emitowanej fluorescencji. Kompleksy kulek B utworzone między kulkami o wysokiej i niskiej gęstości pokrytymi przeciwciałami dla CR1 i CD47 wskazują na obecność pęcherzyków zewnątrzkomórkowych pochodzących z czerwonych krwinek. Zamknięcie kapilary bez wprowadzania pęcherzyków jest najtrudniejszym krokiem i wymaga praktyki.Metoda ta może dostarczyć informacji dla hematologii, szczególnie skoncentrowanej na chorobach czerwonych krwinek.

quantification-cellular-densities-antigenic-properties-using-magnetic

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ten film demonstruje wykrywanie czynnika Rh (Rh) w próbkach krwi za pomocą przyrządu do lewitacji magnetycznej. Pole magnetyczne wyrównuje i lewituje koraliki i krwinki w zależności od gęstości. Traktowanie próbek przeciwciałami anty-Rh powoduje tworzenie kompleksów komórek perełkowych o średniej gęstości, co pozwala na różnicowanie Rh-dodatnich i Rh-ujemnych czerwonych krwinek.

Wykrywanie czynnika Rh w próbkach krwi ludzkiej za pomocą lewitacji magnetycznej

Ten film demonstruje multipleksowane ilościowe wykrywanie bakterii za pomocą karboksylowanych magnetycznych mikrosfer polistyrenowych barwionych w różne zestawy. Procedura obejmuje tworzenie kompleksów perełkowo-bakteryjnych, separację magnetyczną i analizę opartą na przepływie, umożliwiając precyzyjne i jednoczesne oznaczanie ilościowe wielu bakterii w tym samym dołku reakcyjnym.

Multipleksowa ilościowa detekcja bakterii przy użyciu mikrosfer magnetycznych znakowanych barwnikiem

Limfocyty są głównymi graczami w adaptacyjnych odpowiedziach immunologicznych. W tym miejscu przedstawiamy protokół oczyszczania limfocytów w celu określenia funkcji fizjologicznych pożądanych cząsteczek w aktywacji limfocytów in vitro i in vivo. Opisane procedury doświadczalne są odpowiednie do porównania zdolności funkcjonalnych między limfocytami kontrolnymi a genetycznie zmodyfikowanymi.

Izolacja i aktywacja mysich limfocytów

Prezentujemy technikę lewitacji magnetycznej połączoną z automatycznym obrazowaniem i analizą zarówno w urządzeniu kompatybilnym ze smartfonem, jak i w urządzeniu z wbudowanym obrazowaniem i przetwarzaniem. Stosuje się to do pomiaru rozkładu gęstości komórek z dwoma zademonstrowanymi zastosowaniami biomedycznymi: diagnostyką niedokrwistości sierpowatokrwinkowej i oddzielaniem białych i czerwonych krwinek.

Lewitacja magnetyczna w połączeniu z przenośnym obrazowaniem i analizą w diagnostyce chorób

Wirusy lub pęcherzyki zewnątrzkomórkowe były wychwytywane immunologicznie za pomocą nanocząsteczek magnetycznych 15 nm sprzężonych z przeciwciałami rozpoznającymi antygeny powierzchniowe. Uchwycone wiriony lub pęcherzyki znakowano fluorescencyjnymi przeciwciałami przeciwko innym antygenom powierzchniowym. Powstałe kompleksy rozdzielono w silnym polu magnetycznym i przeanalizowano za pomocą konwencjonalnych cytometrów przepływowych wyzwalanych fluorescencją.

Wirometria przepływowa do analizy widm antygenowych wirionów i pęcherzyków zewnątrzkomórkowych

Opisana jest prosta, ale skuteczna metoda, która wykorzystuje magnetyczne nanocząstki do wykrywania i wzbogacania komórek B reagujących na antygen do analizy funkcjonalnej i fenotypowej.

Wykrywanie i wzbogacanie rzadkich limfocytów B specyficznych dla antygenu w celu analizy fenotypu i funkcji

Limfocyty T specyficzne dla antygenu są trudne do scharakteryzowania lub wykorzystania w terapiach ze względu na ich ekstremalnie niską częstotliwość. W tym miejscu przedstawiamy protokół rozwoju cząsteczki magnetycznej, która może wiązać się z limfocytami T specyficznymi dla antygenu, aby wzbogacić te komórki, a następnie rozszerzyć je kilkaset razy zarówno w celu charakteryzacji, jak i terapii.

Wzbogacanie i rozszerzanie rzadkich limfocytów T specyficznych dla antygenu za pomocą nanocząstek magnetycznych

Prezentowany tutaj jest protokół pierwotnej izolacji monocytów ludzkiej krwi, jak również ich różnicowania na makrofagi i komórki dendrytyczne oraz łączenia z komórkami nabłonkowymi w wielokomórkowy model ludzkiego płuca. Porównano reakcje biologiczne kokultur złożonych z komórek odpornościowych zróżnicowanych ze świeżo wyizolowanych lub rozmrożonych monocytów, po ekspozycji na bodźce prozapalne.

Wielokomórkowy model wyrostka zębodołowego człowieka złożony z komórek nabłonka i pierwotnych komórek odpornościowych do oceny zagrożeń

Nanocząstki tlenku żelaza są syntetyzowane za pomocą niewodnego żelu zolowego i pokrywane anionowymi krótkimi cząsteczkami lub polimerem. Zastosowanie magnetometrii do monitorowania inkorporacji i biotransformacji nanocząstek magnetycznych wewnątrz ludzkich komórek macierzystych wykazano za pomocą magnetometru do próbek wibracyjnych (VSM).

Wykorzystanie magnetometrii do monitorowania inkorporacji komórkowej, a następnie biodegradacji chemicznie syntetyzowanych nanocząstek tlenku żelaza

Tutaj prezentujemy protokół stopniowej rekonstytucji syntetycznych komórek prezentujących antygen za pomocą dwuwarstw lipidowych wspieranych przez koraliki i ich użycie do badania wyjścia synaptycznego z aktywowanych limfocytów T.

Przygotowanie dwuwarstw lipidowych wspieranych przez kulki w celu zbadania emisji cząstek stałych przez synapsy odpornościowe limfocytów T

Naucz się techniki lewitacji magnetycznej do kwantyfikacji gęstości komórek i detekcji antygenów w próbkach krwi. Ta metoda umożliwia szybkie rozdzielanie typów komórek i identyfikację czynnika Rh z minimalną inwazyjnością.

Kwantyfikacja gęstości komórkowych i właściwości antygenowych za pomocą lewitacji magnetycznej

Przeglądaj więcej filmów