Standaryzacja transferu między laboratoriami między cytometrami przepływowymi w celu wykrywania limfocytów u dzieci zaszczepionych japońskim zapaleniem mózgu

Metoda standaryzacji cytometru przepływowego zapewnia realne podejście do wzajemnej akredytacji wyników laboratoryjnych i zapewnia spójność wyników z projektami badawczymi w wielu ośrodkach. Metoda minimalizująca zużycie czasu jest łatwa do wykonania, jest wyposażona w automatyzację, analizuje szablony i może znacznie zmniejszyć zapotrzebowanie na analizę danych. Rozpocznij tworzenie nowej konfiguracji w oprogramowaniu cytometru A z laboratorium przenoszącego, klikając przycisk cytometru i wybierając opcję wyświetl konfiguracje.

Kliknij prawym przyciskiem myszy folder konfiguracji podstawowych na liście konfiguracji, wybierz nowy folder i zmień jego nazwę. Następnie utwórz nową konfigurację, klikając prawym przyciskiem myszy konfigurację podstawową i kopiując ją. Kliknij prawym przyciskiem myszy nowy folder i wklej konfigurację podstawową przed zmianą nazwy nowej konfiguracji, Transfer metodą standardową"Przeciągnij nazwę parametru, taką jak FETC z listy parametrów, na odpowiedni detektor 530/30, edytuj również dodatkowe parametry do nowej konfiguracji.

Aby ustandaryzować eksperyment w laboratorium transferowym, przeprowadź kontrolę wydajności przy użyciu tej konfiguracji cytometru A i śledź kulki, aby sprawdzić, czy cytometr A działa dobrze. Kliknij prawym przyciskiem myszy ustawienia cytometru A w oknie przeglądarki oprogramowania i utwórz arkusz roboczy, wybierając ustawienia aplikacji. Następnie użyj niebarwionej próbki, aby wyregulować lampę powielacza fotograficznego lub napięcia PMT obszaru rozpraszania do przodu lub FSC i obszaru rozpraszania bocznego lub SSC oraz wszystkich parametrów fluorescencji.

Zapisz ustawienia aplikacji, klikając prawym przyciskiem myszy ustawienia cytometru eksperymentalnego i wybierając ustawienia aplikacji. Aby automatycznie dodać kontrolki kompensacji, kliknij przycisk eksperymentu i wybierz menu ustawień kompensacji, a następnie wybierz opcję Utwórz kontrolki kompensacji. Rejestruj dane dla wszystkich koralików kontrolnych kompensacji.

Po zakończeniu kliknij eksperyment i wybierz konfigurację kompensacji, oblicz kompensację automatycznie, zanim zarejestrujesz dane dla kontrolnych barwionych pojedynczymi komórkami. użyj CD45 RAA APC, aby zmodyfikować wartość kompensacji R7-18 na 15% APC, użyj CD19 BB700, aby zmodyfikować wartość kompensacji APC H7 na 14% BB700 i użyj CD8 R7-18, aby zmodyfikować wartość kompensacji APC H7 na 60% R7-18. Po zarejestrowaniu danych dla kulek CST utwórz globalny arkusz roboczy szablonu wartości docelowej dla jasnych kulek CST, po zakończeniu uruchom próbki na tablicy cytometru przepływowego i zbierz 25 000 limfocytów.

Utwórz globalny arkusz roboczy szablonu analizy dla próbek i zapisz szablon eksperymentalny na cytometrze A.Wyeksportuj szablon eksperymentalny za pomocą płyty CD-ROM. Aby przenieść matrycę eksperymentalną do cytometru B w laboratorium testowym, przeprowadź kontrolę działania za pomocą kulek CST, aby sprawdzić, czy cytometr B działa dobrze. Zaimportuj szablon eksperymentalny z cytometru A i utwórz eksperyment dla cytometru B przy użyciu szablonu.

Używając tej samej partii koralików CST, dostosuj napięcia parametrów fluorescencyjnych dla każdego kanału fluorescencji, aby pasowały do poprzedniego instrumentu MFI. W razie potrzeby wyreguluj napięcie FSC, używając niebarwionej próbki. Kliknij prawym przyciskiem myszy ustawienia cytometru eksperymentalnego i wybierz ustawienia aplikacji, aby zapisać ustawienia aplikacji.

Następnie zmodyfikuj wartość kompensacji R7-18 na 15% APC za pomocą APC CD45 RA. Użyj CD19 BB700, aby zmienić wartość kompensacji APC H7 na 24%BB700. I użyj CD8 R7-18, aby zmodyfikować wartość kompensacji APC H7 na 60%R7-18.

Po modyfikacji wartości kompensacji uruchom próbki na cytometrze przepływowym B i zbierz 25 000 limfocytów. W globalnym arkuszu roboczym szablonu wartości docelowej dla konfiguracji i śledzenia cytometru lub jasnych koralików CST uzyskano wykresy histogramu 10 kanałów fluorescencyjnych, wartość docelowa dla każdego parametru została wyświetlona, pokazując medianę w obrębie bramek histogramu. wykresy punktowe próbki uzyskane za pomocą cytometru A i B po standaryzacji przyrządu wykazały spójność danych między różnymi instrumentami przy użyciu szablonu do automatycznej analizy.

Nie zaobserwowano istotnej różnicy, gdy porównano wyniki z sześciu próbek w dwóch różnych modelach instrumentów. Wyniki 15 podzbiorów limfoidalnych uzyskane z różnych instrumentów przy użyciu metody standaryzowanej pozwoliły uzyskać wysoce porównywalne dane. Ta sama nazwa konfiguracji, utworzenie szablonu i określenie wartości ecotech stopek bezpieczeństwa w różnych przyrządach są krytycznymi krokami w tym protokole.