Standaryzacja transferu między laboratoriami między cytometrami przepływowymi w celu wykrywania limfocytów u dzieci zaszczepionych japońskim zapaleniem mózgu
10 lutego 2023
W tym badaniu opracowano metodę ułatwiającą przenoszenie ustawień eksperymentalnych i szablonów analizy między dwoma cytometrami przepływowymi w dwóch laboratoriach do wykrywania limfocytów u dzieci zaszczepionych japońskim zapaleniem mózgu. Metoda standaryzacji eksperymentów z cytometrem przepływowym pozwoli na efektywne prowadzenie projektów badawczych w wielu ośrodkach.
Metoda standaryzacji cytometru przepływowego zapewnia realne podejście do wzajemnej akredytacji wyników laboratoryjnych i zapewnia spójność wyników z projektami badawczymi w wielu ośrodkach. Metoda minimalizująca zużycie czasu jest łatwa do wykonania, jest wyposażona w automatyzację, analizuje szablony i może znacznie zmniejszyć zapotrzebowanie na analizę danych. Rozpocznij tworzenie nowej konfiguracji w oprogramowaniu cytometru A z laboratorium przenoszącego, klikając przycisk cytometru i wybierając opcję wyświetl konfiguracje.
Kliknij prawym przyciskiem myszy folder konfiguracji podstawowych na liście konfiguracji, wybierz nowy folder i zmień jego nazwę. Następnie utwórz nową konfigurację, klikając prawym przyciskiem myszy konfigurację podstawową i kopiując ją. Kliknij prawym przyciskiem myszy nowy folder i wklej konfigurację podstawową przed zmianą nazwy nowej konfiguracji, Transfer metodą standardową"Przeciągnij nazwę parametru, taką jak FETC z listy parametrów, na odpowiedni detektor 530/30, edytuj również dodatkowe parametry do nowej konfiguracji.
Aby ustandaryzować eksperyment w laboratorium transferowym, przeprowadź kontrolę wydajności przy użyciu tej konfiguracji cytometru A i śledź kulki, aby sprawdzić, czy cytometr A działa dobrze. Kliknij prawym przyciskiem myszy ustawienia cytometru A w oknie przeglądarki oprogramowania i utwórz arkusz roboczy, wybierając ustawienia aplikacji. Następnie użyj niebarwionej próbki, aby wyregulować lampę powielacza fotograficznego lub napięcia PMT obszaru rozpraszania do przodu lub FSC i obszaru rozpraszania bocznego lub SSC oraz wszystkich parametrów fluorescencji.
Zapisz ustawienia aplikacji, klikając prawym przyciskiem myszy ustawienia cytometru eksperymentalnego i wybierając ustawienia aplikacji. Aby automatycznie dodać kontrolki kompensacji, kliknij przycisk eksperymentu i wybierz menu ustawień kompensacji, a następnie wybierz opcję Utwórz kontrolki kompensacji. Rejestruj dane dla wszystkich koralików kontrolnych kompensacji.
Po zakończeniu kliknij eksperyment i wybierz konfigurację kompensacji, oblicz kompensację automatycznie, zanim zarejestrujesz dane dla kontrolnych barwionych pojedynczymi komórkami. użyj CD45 RAA APC, aby zmodyfikować wartość kompensacji R7-18 na 15% APC, użyj CD19 BB700, aby zmodyfikować wartość kompensacji APC H7 na 14% BB700 i użyj CD8 R7-18, aby zmodyfikować wartość kompensacji APC H7 na 60% R7-18. Po zarejestrowaniu danych dla kulek CST utwórz globalny arkusz roboczy szablonu wartości docelowej dla jasnych kulek CST, po zakończeniu uruchom próbki na tablicy cytometru przepływowego i zbierz 25 000 limfocytów.
Utwórz globalny arkusz roboczy szablonu analizy dla próbek i zapisz szablon eksperymentalny na cytometrze A.Wyeksportuj szablon eksperymentalny za pomocą płyty CD-ROM. Aby przenieść matrycę eksperymentalną do cytometru B w laboratorium testowym, przeprowadź kontrolę działania za pomocą kulek CST, aby sprawdzić, czy cytometr B działa dobrze. Zaimportuj szablon eksperymentalny z cytometru A i utwórz eksperyment dla cytometru B przy użyciu szablonu.
Używając tej samej partii koralików CST, dostosuj napięcia parametrów fluorescencyjnych dla każdego kanału fluorescencji, aby pasowały do poprzedniego instrumentu MFI. W razie potrzeby wyreguluj napięcie FSC, używając niebarwionej próbki. Kliknij prawym przyciskiem myszy ustawienia cytometru eksperymentalnego i wybierz ustawienia aplikacji, aby zapisać ustawienia aplikacji.
Następnie zmodyfikuj wartość kompensacji R7-18 na 15% APC za pomocą APC CD45 RA. Użyj CD19 BB700, aby zmienić wartość kompensacji APC H7 na 24%BB700. I użyj CD8 R7-18, aby zmodyfikować wartość kompensacji APC H7 na 60%R7-18.
Po modyfikacji wartości kompensacji uruchom próbki na cytometrze przepływowym B i zbierz 25 000 limfocytów. W globalnym arkuszu roboczym szablonu wartości docelowej dla konfiguracji i śledzenia cytometru lub jasnych koralików CST uzyskano wykresy histogramu 10 kanałów fluorescencyjnych, wartość docelowa dla każdego parametru została wyświetlona, pokazując medianę w obrębie bramek histogramu. wykresy punktowe próbki uzyskane za pomocą cytometru A i B po standaryzacji przyrządu wykazały spójność danych między różnymi instrumentami przy użyciu szablonu do automatycznej analizy.
Nie zaobserwowano istotnej różnicy, gdy porównano wyniki z sześciu próbek w dwóch różnych modelach instrumentów. Wyniki 15 podzbiorów limfoidalnych uzyskane z różnych instrumentów przy użyciu metody standaryzowanej pozwoliły uzyskać wysoce porównywalne dane. Ta sama nazwa konfiguracji, utworzenie szablonu i określenie wartości ecotech stopek bezpieczeństwa w różnych przyrządach są krytycznymi krokami w tym protokole.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Przegląd
Niniejsza praca prezentuje ustandaryzowaną metodę transferu ustawień eksperymentalnych i szablonów analizy pomiędzy cytometrami przepływowymi w różnych laboratoriach. Podejście to ma na celu poprawę wykrywania limfocytów u dzieci zaszczepionych przeciwko japońskiemu zapaleniu mózgu, ułatwiając projekty badawcze prowadzone w wielu ośrodkach.
Kluczowe elementy badania
Obszar nauki
- Cytometria przepływowa
- Immunologia
- Metody standaryzacji
Wprowadzenie
- Cytometria przepływowa jest krytycznym narzędziem do analizy populacji limfocytów.
- Standaryzacja jest niezbędna do zapewnienia spójnych wyników we wszystkich laboratoriach.
- Szczepienie przeciwko japońskiemu zapaleniu mózgu jest ważne dla zdrowia publicznego.
- Współpraca między laboratoriami może poprawić wyniki badań.
Cel badania
- Opracowanie metody standaryzacji eksperymentów z cytometrii przepływowej.
- Umożliwienie transferu ustawień eksperymentalnych między laboratoriami.
- Poprawa niezawodności wykrywania limfocytów u zaszczepionych dzieci.
Wykorzystane metody
- Tworzenie nowych konfiguracji w oprogramowaniu cytometrów przepływowych.
- Transfer konfiguracji bazowych między laboratoriami.
- Edycja parametrów dla ustandaryzowanej analizy.
- Automatyzacja procesów analizy danych.
Główne wyniki
- Metoda umożliwia wzajemne uznawanie wyników laboratoryjnych.
- Minimalizuje zużycie czasu i upraszcza realizację.
- Automatyczna analiza zmniejsza potrzebę obszernej obróbki danych.
- Ustandaryzowane konfiguracje zwiększają spójność pomiędzy ośrodkami.
Wnioski
- Ustandaryzowana metoda poprawia współpracę między laboratoriami.
- Zapewnia niezawodne wyniki badań dotyczących limfocytów.
- Podejście to można zastosować do różnych badań prowadzonych w wielu ośrodkach.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Multi-center immunology studies require robust standardization to ensure data comparability and reproducibility across diverse flow cytometry platforms. This method enables the transfer of experimental settings and analysis templates between different instruments and laboratories, directly supporting portfolio-wide immune monitoring and cross-site data integration. Standardized workflows reduce biological and operational variability, strengthening predictive confidence in immune function assessments for vaccine research and beyond.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables consistent immune cell phenotyping across sites for target validation studies.
- Reduces mechanistic ambiguity by harmonizing instrument setup and gating strategies.
- Supports predictive confidence in immunological endpoints for early-stage programs.
Screening & Assay Development
- Facilitates preparation of validated flow cytometry assays for multi-site screening campaigns.
- Improves assay reproducibility and quantitative comparability through standardized templates.
- Enables reliable evaluation of immune responses in diverse cohorts and settings.
Translational & Preclinical Research
- Aligns immune monitoring protocols for translational biomarker studies in vaccine development.
- Ensures continuity of immune function data from discovery through preclinical validation.
- Supports risk-adjusted advancement decisions by minimizing inter-lab variability.
Pipeline & Workflow Integration
This standardization method integrates into the discovery-to-preclinical continuum, enabling seamless immune monitoring from early research through multi-center validation.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification by ensuring consistent lymphocyte detection.
- Screening: Delivers assay readiness and reproducibility for immune cell subset analysis across platforms.
- Analytics: Provides quantitative fluorescence intensity and compensation outputs for robust data comparison.
- Translational Research: Maintains biomarker alignment and data integrity in multi-site vaccine studies.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable standardization protocol for future multi-center immunology projects.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in immune monitoring.
- Operational Value: Streamlines assay setup, minimizes manual adjustments, and enhances reproducibility.
- Strategic Value: Enables reliable go/no-go decisions and efficient resource allocation in multi-site studies.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization and cross-study data integration for vaccine and immunology programs.
Implementation Considerations
- Requires expertise in flow cytometry configuration and compensation adjustment.
- Needs compatible software and access to standardized fluorescence beads for calibration.
- Demands cross-team agreement on template design and gating strategies.
- Adaptation may be needed for different instrument models or sample types.
- Dependent on consistent reagent lots and instrument maintenance for optimal comparability.
Biopharma FAQs
Chapters in this video
0:05
Introduction
0:57
Create Identical Configuration with the Same Name on Different Cytometers
1:45
Standardizing Experiment Using Cytometer A in the Transferring Lab
3:48
Transferring the Experimental Template to Cytometer B in the Test Method Lab
5:02
Results: A Rapid and Feasible Standardization Method to Transfer Parameters Across Different Flow Cytometers
5:50
Conclusion
