Dwukierunkowe interfejsy elektryczne i optoelektroniczne w zdrowych i niedokrwionych sercach szczurów ex vivo

Opracowaliśmy model serca ex vivo do oceny materiałów optoelektronicznych i elektronicznych do stymulacji i wykrywania serca, łącząc innowacje laboratoryjne z translacyjnymi zastosowaniami bioelektronicznymi. Wypełniamy lukę między in vitro a in vivo, oferując kontrolowany, niegenetyczny model serca ex vivo do oceny zarówno przewodowych, jak i bezprzewodowych materiałów bioelektronicznych w rzeczywistych tkankach. Nasz protokół umożliwia szybkie, powtarzalne testowanie materiałów w całych bijących sercach, łącząc znaczenie fizjologiczne z precyzyjną kontrolą, co jest idealne do porównywania wydajności stymulacji i wykrywania w różnych urządzeniach.

Badamy materiały terapeutyczne, które modulują czynność serca i weryfikujemy ich skuteczność w leczeniu zawału mięśnia sercowego za pomocą naszego modelu reperfuzji niedokrwiennej ex vivo. Na początek potwierdź znieczulenie ogólne, szczypiąc jedną z łap znieczulonego szczura i kontynuuj tylko wtedy, gdy nie zaobserwuje się żadnej odpowiedzi. Następnie wykonaj pięciocentymetrowe nacięcie tuż pod klatką piersiową, aby otworzyć klatkę piersiową.

Za pomocą nożyczek ostrożnie przetnij przeponę, aby odsłonić serce i płuca. Teraz przetnij żebra po obu stronach, aby całkowicie otworzyć klatkę piersiową. Zabezpiecz otwartą klatkę piersiową przy mostku za pomocą hemostatu.

Użyj drugiego hemostatu, aby przytrzymać żyłę główną od dołu serca. Przeciąć pod hemostatem zgiętymi nożyczkami jak najbliżej dna klatki piersiowej, aby usunąć serce. Natychmiast przenieś serce na szalkę Petriego wypełnioną lodowatym HBSS.

Napełnij kaniulę i oddzielną szalkę Petriego całkowicie lodowatym HBSS. Przenieś serce na szalkę Petriego, wstępnie wypełnioną buforem do podziału. Użyj pęsety lub nożyczek, aby usunąć płuca i inne tkanki łączne przyczepione do serca.

Następnie delikatnie naciśnij serce i prześledź ścieżkę krwi, aby zlokalizować aortę. Jeśli łuk aorty jest zachowany, przeciąć pod pierwszą tętnicą wstępującą. Ostrożnie kanuuluj aortę.

Zalać aparat Langendorffa wstępnie natlenionym roztworem roboczym. Otwórz przepływ buforowy i ostrożnie przymocuj kaniulę do aparatu perfuzyjnego, upewniając się, że do systemu nie dostały się pęcherzyki powietrza. Obserwuj, że serce zaczyna się kurczyć, gdy zaczyna się perfuzja.

Teraz odetnij część przedsionków lub uszka przedsionka za pomocą małych nożyczek. Przed włożeniem balonu do lewej komory należy go całkowicie opróżnić. Następnie za pomocą podłączonej strzykawki napełnić balon wodą.

Następnie podłącz sondy ciśnieniowe BP 100 do linii perfuzyjnej i balonów wypełnionych wodą, aby monitorować odpowiednio ciśnienie w lewej komorze. Wzmocnij wszystkie sygnały wyjściowe, w tym ciśnienie w lewej komorze i EKG, za pomocą wzmacniacza IA-400D. Monitoruj ciśnienie w buforze HEPES Tyrode i dostosuj je tak, aby pozostawało w optymalnym zakresie od 80 do 100 milimetrów słupa rtęci.

Zmodyfikuj objętość wody w balonie za pomocą strzykawki, aby ustawić podstawowe ciśnienie w lewej komorze na około 20 milimetrów słupa rtęci. Podłącz elektrody elektrokardiogramu, uziemiając kaniulę i umieszczając przewody elektrod po bokach, na górze lub na wierzchołku serca w zależności od preferencji użytkownika. Napełnij podgrzewaną komorę buforem HEPES Tyrode podgrzanym do 37 stopni Celsjusza.

Zanurz serce w komorze i przekręć kurek, aby zatrzymać przepływ bufora, wywołując globalne niedokrwienie. Po 30 minutach niedokrwienia przekręć kurek, aby przywrócić przepływ buforowy i rozpocząć reperfuzję. Pozwól sercu na perfuzję przez 45 minut przed zakończeniem eksperymentu w celu barwienia zawału.

Sprawdź powodzenie niedokrwienia, obserwując zmniejszenie częstości akcji serca i nieregularne sygnały EKG. Aby ustanowić dwukierunkowe interfejsy optoelektryczne między urządzeniami a tkanką serca, umieść silikonową membranę optoelektroniczną w pożądanym miejscu stymulacji serca. Pozwól mu samoprzymocować się do nasierdzia za pomocą siły kapilarnej.

Podłącz elektrody do systemu rejestracji RHD lub kompatybilnej platformy elektrofizjologicznej. Następnie umieść elastyczne układy wieloelektrodowe na powierzchniach komór izolowanego serca. Teraz zaprogramuj źródło lasera 635 nm z żądaną częstotliwością i cyklem pracy za pomocą sygnałów logicznych tranzystor-tranzystor.

Skoncentruj wiązkę laserową na punkcie o średnicy jednego milimetra i wyrównaj ją na membranie silikonowej. Uruchom protokół nagrywania i stymulacji. Stopniowo zwiększaj intensywność lasera, aż do momentu, gdy zaobserwuje się ciągłe nadpisywanie stymulacji serca.

Aby ustanowić dwukierunkowe interfejsy elektryczne oparte na elektrodach między urządzeniami a tkanką serca, połącz elektrody stymulacyjne w konfiguracji dwuelektrodowej, umieszczając porowatą elektrodę roboczą z węgla na lewej ścianie komory i przeciwelektrodę na prawej ścianie komory. Za pomocą potencjostatu dostarczaj przebiegi prądu prostokątnego, takie jak dwa miliampery o czasie trwania impulsu wynoszącym jedną milisekundę, aż do osiągnięcia pomyślnego pobudzenia serca. Stworzono platformę na bazie nanoporowatego węgla do efektywnej modulacji elektrycznej lub wykrywania układów kardiologicznych.

Po stymulacji czterech herców przy jednym miliamperze. Zarówno złote, jak i nanoporowate złote elektrody pokryte węglem osiągnęły skuteczną stymulację nadbiegu, przy czym wyższe amplitudy elektrokardiogramu zaobserwowano w grupie nanoporowatych węgli. Obie elektrody wykazywały wykładniczy spadek prądu progowego wraz ze wzrostem czasu trwania impulsu.

Przy prądzie stymulacji wynoszącym cztery miliampery na centymetr kwadratowy i czasie trwania jednej milisekundy, napięcie progowe wymagane do efektywnego stymulacji wynosiło 1,32 V dla elektrod złotych i 0,90 V dla elektrod pokrytych nanoporowatym węglem. 16-kanałowa, nanoporowata, przeszczepiona węglem złota elektroda znacznie poprawiła wykrywanie sygnału elektrokardiogramu nasierdziowego, poprawiając ośmiokrotnie stosunek sygnału do szumu w porównaniu ze standardowymi elektrodami złotymi. Skuteczna indukcja zawału reperfuzyjnego niedokrwiennego została potwierdzona eksperymentalnie przez barwienie TTC, w którym serca z zawałem wykazywały wyraźne białe obszary reprezentujące uszkodzenie mięśnia sercowego.

Podczas monitorowania w czasie rzeczywistym niedokrwienne serca wykazywały znacznie obniżone tętno. Mapowanie wieloelektrodowe serc niedokrwiennych wykazało zmniejszoną prędkość przewodzenia elektrycznego w nasierdziu, na co wskazuje zwiększone opóźnienie sygnału.