Dwukierunkowe interfejsy elektryczne i optoelektroniczne w zdrowych i niedokrwionych sercach szczurów ex vivo
18 lipca 2025
Protokół ten przedstawia zaawansowane metody wytwarzania materiałów i ex vivo badania serca szczurów do optycznego i elektrycznego dwukierunkowego biointerfejsu, umożliwiając precyzyjną stymulację serca, rejestrację i modelowanie zawału na potrzeby badań bioelektronicznych.
Opracowaliśmy model serca ex vivo do oceny materiałów optoelektronicznych i elektronicznych do stymulacji i wykrywania serca, łącząc innowacje laboratoryjne z translacyjnymi zastosowaniami bioelektronicznymi. Wypełniamy lukę między in vitro a in vivo, oferując kontrolowany, niegenetyczny model serca ex vivo do oceny zarówno przewodowych, jak i bezprzewodowych materiałów bioelektronicznych w rzeczywistych tkankach. Nasz protokół umożliwia szybkie, powtarzalne testowanie materiałów w całych bijących sercach, łącząc znaczenie fizjologiczne z precyzyjną kontrolą, co jest idealne do porównywania wydajności stymulacji i wykrywania w różnych urządzeniach.
Badamy materiały terapeutyczne, które modulują czynność serca i weryfikujemy ich skuteczność w leczeniu zawału mięśnia sercowego za pomocą naszego modelu reperfuzji niedokrwiennej ex vivo. Na początek potwierdź znieczulenie ogólne, szczypiąc jedną z łap znieczulonego szczura i kontynuuj tylko wtedy, gdy nie zaobserwuje się żadnej odpowiedzi. Następnie wykonaj pięciocentymetrowe nacięcie tuż pod klatką piersiową, aby otworzyć klatkę piersiową.
Za pomocą nożyczek ostrożnie przetnij przeponę, aby odsłonić serce i płuca. Teraz przetnij żebra po obu stronach, aby całkowicie otworzyć klatkę piersiową. Zabezpiecz otwartą klatkę piersiową przy mostku za pomocą hemostatu.
Użyj drugiego hemostatu, aby przytrzymać żyłę główną od dołu serca. Przeciąć pod hemostatem zgiętymi nożyczkami jak najbliżej dna klatki piersiowej, aby usunąć serce. Natychmiast przenieś serce na szalkę Petriego wypełnioną lodowatym HBSS.
Napełnij kaniulę i oddzielną szalkę Petriego całkowicie lodowatym HBSS. Przenieś serce na szalkę Petriego, wstępnie wypełnioną buforem do podziału. Użyj pęsety lub nożyczek, aby usunąć płuca i inne tkanki łączne przyczepione do serca.
Następnie delikatnie naciśnij serce i prześledź ścieżkę krwi, aby zlokalizować aortę. Jeśli łuk aorty jest zachowany, przeciąć pod pierwszą tętnicą wstępującą. Ostrożnie kanuuluj aortę.
Zalać aparat Langendorffa wstępnie natlenionym roztworem roboczym. Otwórz przepływ buforowy i ostrożnie przymocuj kaniulę do aparatu perfuzyjnego, upewniając się, że do systemu nie dostały się pęcherzyki powietrza. Obserwuj, że serce zaczyna się kurczyć, gdy zaczyna się perfuzja.
Teraz odetnij część przedsionków lub uszka przedsionka za pomocą małych nożyczek. Przed włożeniem balonu do lewej komory należy go całkowicie opróżnić. Następnie za pomocą podłączonej strzykawki napełnić balon wodą.
Następnie podłącz sondy ciśnieniowe BP 100 do linii perfuzyjnej i balonów wypełnionych wodą, aby monitorować odpowiednio ciśnienie w lewej komorze. Wzmocnij wszystkie sygnały wyjściowe, w tym ciśnienie w lewej komorze i EKG, za pomocą wzmacniacza IA-400D. Monitoruj ciśnienie w buforze HEPES Tyrode i dostosuj je tak, aby pozostawało w optymalnym zakresie od 80 do 100 milimetrów słupa rtęci.
Zmodyfikuj objętość wody w balonie za pomocą strzykawki, aby ustawić podstawowe ciśnienie w lewej komorze na około 20 milimetrów słupa rtęci. Podłącz elektrody elektrokardiogramu, uziemiając kaniulę i umieszczając przewody elektrod po bokach, na górze lub na wierzchołku serca w zależności od preferencji użytkownika. Napełnij podgrzewaną komorę buforem HEPES Tyrode podgrzanym do 37 stopni Celsjusza.
Zanurz serce w komorze i przekręć kurek, aby zatrzymać przepływ bufora, wywołując globalne niedokrwienie. Po 30 minutach niedokrwienia przekręć kurek, aby przywrócić przepływ buforowy i rozpocząć reperfuzję. Pozwól sercu na perfuzję przez 45 minut przed zakończeniem eksperymentu w celu barwienia zawału.
Sprawdź powodzenie niedokrwienia, obserwując zmniejszenie częstości akcji serca i nieregularne sygnały EKG. Aby ustanowić dwukierunkowe interfejsy optoelektryczne między urządzeniami a tkanką serca, umieść silikonową membranę optoelektroniczną w pożądanym miejscu stymulacji serca. Pozwól mu samoprzymocować się do nasierdzia za pomocą siły kapilarnej.
Podłącz elektrody do systemu rejestracji RHD lub kompatybilnej platformy elektrofizjologicznej. Następnie umieść elastyczne układy wieloelektrodowe na powierzchniach komór izolowanego serca. Teraz zaprogramuj źródło lasera 635 nm z żądaną częstotliwością i cyklem pracy za pomocą sygnałów logicznych tranzystor-tranzystor.
Skoncentruj wiązkę laserową na punkcie o średnicy jednego milimetra i wyrównaj ją na membranie silikonowej. Uruchom protokół nagrywania i stymulacji. Stopniowo zwiększaj intensywność lasera, aż do momentu, gdy zaobserwuje się ciągłe nadpisywanie stymulacji serca.
Aby ustanowić dwukierunkowe interfejsy elektryczne oparte na elektrodach między urządzeniami a tkanką serca, połącz elektrody stymulacyjne w konfiguracji dwuelektrodowej, umieszczając porowatą elektrodę roboczą z węgla na lewej ścianie komory i przeciwelektrodę na prawej ścianie komory. Za pomocą potencjostatu dostarczaj przebiegi prądu prostokątnego, takie jak dwa miliampery o czasie trwania impulsu wynoszącym jedną milisekundę, aż do osiągnięcia pomyślnego pobudzenia serca. Stworzono platformę na bazie nanoporowatego węgla do efektywnej modulacji elektrycznej lub wykrywania układów kardiologicznych.
Po stymulacji czterech herców przy jednym miliamperze. Zarówno złote, jak i nanoporowate złote elektrody pokryte węglem osiągnęły skuteczną stymulację nadbiegu, przy czym wyższe amplitudy elektrokardiogramu zaobserwowano w grupie nanoporowatych węgli. Obie elektrody wykazywały wykładniczy spadek prądu progowego wraz ze wzrostem czasu trwania impulsu.
Przy prądzie stymulacji wynoszącym cztery miliampery na centymetr kwadratowy i czasie trwania jednej milisekundy, napięcie progowe wymagane do efektywnego stymulacji wynosiło 1,32 V dla elektrod złotych i 0,90 V dla elektrod pokrytych nanoporowatym węglem. 16-kanałowa, nanoporowata, przeszczepiona węglem złota elektroda znacznie poprawiła wykrywanie sygnału elektrokardiogramu nasierdziowego, poprawiając ośmiokrotnie stosunek sygnału do szumu w porównaniu ze standardowymi elektrodami złotymi. Skuteczna indukcja zawału reperfuzyjnego niedokrwiennego została potwierdzona eksperymentalnie przez barwienie TTC, w którym serca z zawałem wykazywały wyraźne białe obszary reprezentujące uszkodzenie mięśnia sercowego.
Podczas monitorowania w czasie rzeczywistym niedokrwienne serca wykazywały znacznie obniżone tętno. Mapowanie wieloelektrodowe serc niedokrwiennych wykazało zmniejszoną prędkość przewodzenia elektrycznego w nasierdziu, na co wskazuje zwiększone opóźnienie sygnału.
Overview
Ten protokół opisuje zaawansowane metody produkcji materiałów oraz eksperymenty na sercach szczurów ex vivo dla dwukierunkowego biointerfejsowania optycznego i elektrycznego, umożliwiając precyzyjne stymulacje, rejestrację serca oraz modelowanie zawału mięśnia sercowego dla badań w dziedzinie bioelektroniki.
Kluczowe elementy badania
Obszar nauki
- Bioelektronika
- Fizjologia serca
- Nauki materiałowe
Tło
- Rozwój modelu serca ex vivo do testowania materiałów bioelektronicznych.
- Łączenie badań in vitro i in vivo.
- Kontrolowane środowisko do oceny stymulacji i wykrywania w sercu.
- Zastosowanie modelu reperfuzji niedokrwienia do badań nad zawałem mięśnia sercowego.
Cel badania
- Ocena materiałów optoelektronicznych i elektronicznych dla zastosowań kardiologicznych.
- Ustanowienie dwukierunkowych interfejsów dla stymulacji i rejestracji.
- Walidacja materiałów terapeutycznych do leczenia zawału mięśnia sercowego.
Zastosowane metody
- Przygotowanie modelu serca szczura ex vivo.
- Zastosowanie urządzenia Langendorffa do perfuzji serca.
- Monitorowanie ciśnienia w lewej komorze serca i sygnałów EKG.
- Zastosowanie protokołów stymulacji optycznej i elektrycznej.
Główne wyniki
- Skuteczna stymulacja serca za pomocą nanoporowatych elektrod węglowych.
- Ulepszona detekcja sygnału elektrokardiogramu dzięki poprawionemu stosunkowi sygnału do szumu.
- Walidacja zawału mięśnia sercowego reperfuzji niedokrwienia poprzez barwienie TTC.
- Skuteczna modulacja funkcji serca za pomocą materiałów terapeutycznych.
Wnioski
- Model serca ex vivo jest skuteczny do testowania materiałów bioelektronicznych.
- Dwukierunkowe interfejsy mogą poprawić badania nad sercem.
- Materiały terapeutyczne wskazują na potencjał w leczeniu zawału mięśnia sercowego.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Bidirectional electrical and optoelectronic interfacing in ex vivo rat hearts enables rapid, physiologically relevant validation of novel bioelectronic materials for cardiac applications. This approach bridges in vitro device innovation with translational cardiac research, supporting predictive confidence in material performance and disease modeling. The platform minimizes ethical and administrative barriers while accelerating early-stage portfolio decisions for next-generation cardiac bioelectronics.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables functional interrogation of new conductor and semiconductor materials in a whole-organ cardiac context.
- Supports mechanistic de-risking by directly measuring material impact on cardiac pacing and conduction.
- Facilitates comparative evaluation of device performance across healthy and disease-relevant (ischemic) states.
Screening & Assay Development
- Provides a reproducible, high-throughput platform for screening bioelectronic materials under controlled physiological conditions.
- Delivers quantitative outputs such as pacing thresholds, signal-to-noise ratios, and conduction velocities.
- Enables assay standardization for benchmarking device efficacy and safety prior to in vivo studies.
Translational & Preclinical Research
- Models myocardial infarction via ischemia-reperfusion, aligning material testing with disease-relevant endpoints.
- Supports translational continuity by validating device function in a system bridging in vitro and in vivo environments.
- Informs risk-adjusted advancement of candidate materials for preclinical cardiac bioelectronic applications.
Pipeline & Workflow Integration
This ex vivo heart model positions material and device validation at the intersection of early discovery, lead identification, and preclinical research for cardiac bioelectronics.
- Discovery Biology: Enables hypothesis testing of material-tissue interactions and functional cardiac modulation.
- Screening: Provides reproducible, quantitative readouts for device performance and safety metrics.
- Analytics: Supports high-resolution mapping, multichannel recording, and statistical comparison of device outputs.
- Translational Research: Bridges in vitro findings to disease-relevant preclinical models, supporting biomarker alignment.
- Enterprise Reuse: Establishes a standardized, scalable platform for ongoing material and device evaluation across programs.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence in material performance and target validation for cardiac applications.
- Operational Value: Delivers standardized, reproducible workflows for rapid device screening and benchmarking.
- Strategic Value: Enables informed go/no-go decisions and reduces late-stage biological risk in cardiac device portfolios.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization and advancement of next-generation bioelectronic materials.
Implementation Considerations
- Requires expertise in cardiac physiology, electrophysiology, and bioelectronic device integration.
- Needs access to Langendorff perfusion systems, multichannel recording platforms, and optoelectronic stimulation equipment.
- Demands rigorous cross-team standardization for reproducibility and data comparability.
- Adaptation may be needed for different animal models or disease states.
- Limitations include ex vivo model constraints and translation to chronic in vivo performance.
Biopharma FAQs
Chapters in this video
0:00
Introduction
1:07
Heart Extraction and Preparation for Langendorff Perfusion
2:42
Langendorff Perfusion Setup and Initial Monitoring
4:19
Myocardial Infarction Induction, Reperfusion Monitoring, and Bidirectional Interface Modulation and Recording
6:42
Results
