Wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego wlewu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach króliczych

Rak piersi jest drugą najczęstszą przyczyną zgonów związanych z rakiem. Chociaż istnieje niewiele proaktywnych interwencji dla kobiet średniego ryzyka, profilaktyczna mastektomia i terapia hormonalna są dostępnymi opcjami dla kobiet wysokiego ryzyka. Jednak ze względu na poważne negatywne skutki uboczne tych opcji zapobiegawczych, wiele kobiet wysokiego ryzyka decyduje się ich nie przyjmować.

W związku z tym potrzebna jest nowa strategia prewencji dla osób z grupy wysokiego ryzyka. Opracowaliśmy technikę dostarczania wewnątrzprzewodowego do ablacji komórek nabłonka pamięci, z których powstaje rak piersi, jako miejscową, mniej inwazyjną alternatywę dla mastektomii. Nasze poprzednie badanie wykazało skuteczność pojedynczego wlewu doprzewodowego 70% etanolu w zapobieganiu powstawaniu raka piersi w agresywnym modelu mysim.

Udało nam się rozszerzyć tę procedurę do modelu szczurzego i potwierdzić za pomocą mikrotomografii komputerowej sukces infuzji. Chociaż zademonstrowaliśmy wypełnianie i obrazowanie rentgenowskie in vivo drzewa przewodowego zarówno w modelach myszy, jak i szczurów, modele te mają tylko jedno drzewo przewodowe na gruczoł sutkowy. Dlatego w tej procedurze zajmiemy się skalowalnością tej techniki w modelu królika z wielokanałowym systemem drzew.

Króliki stanowią praktyczny i istotny pośredni model dużych zwierząt do translacyjnego zastosowania tej procedury ablacyjnej ID do ludzi. W skrócie zaczęliśmy od przygotowania zwierzęcia do zabiegu poprzez usunięcie sierści otaczającej strzyki, które mają być wstrzyknięte, następnie wykonywane są wlewy wewnątrzprzewodowe, a po każdym wlewie wykonywany jest obraz fluoroskopowy rentgenowski, aby upewnić się, że drzewo przewodowe zostało wypełnione. Na koniec przeprowadza się analizę tkanek w celu określenia wskaźnika powodzenia roztworu ablatywnego.

Uspokoić królika 20 minut przed podaniem izofluranu, wstrzykując znieczulenie domięśniowo. Używaliśmy ketaminy i ksylazyny. Wstrzyknąć środek przeciwbólowy po wystąpieniu klinicznych objawów uspokojenia.

Używaliśmy ketoprofenu. Umieść królika na stole do obrazowania wyłożonym kocem z recyrkulacją ciepłej wody i zaintubuj królika za pomocą rurki intubacyjnej o odpowiedniej wielkości, która jest następnie podłączona do urządzenia do izofluranu. Rozmiar rurki zależy od wagi królika, ale nie zawsze jest dokładny, dlatego dobrą praktyką jest posiadanie pod ręką wielu rozmiarów.

Maska może być używana zamiast rurki intubacyjnej, jeśli nie może uzyskać odpowiedniego uszczelnienia. Wprowadzić cewnik żylny o rozmiarze 25 G do ucha królika, aby umożliwić awaryjne podanie leku. Gdy królik zostanie w pełni znieczulony, ogol brzuch ogonowy wokół drugiej i trzeciej pary strzyków.

Bezprzewodowy odkurzacz może pomóc w utrzymaniu czystego miejsca infuzji. Po usunięciu większości włosów nałóż krem do depilacji wokół strzyka i usuń go zwilżoną gazą po 15 sekundach od aplikacji. Upewnij się, że widoczność i dostęp do obszaru strzyka są dobre i w razie potrzeby powtórz czynność.

Przetrzeć obszar gazikami z chlorheksydyną, aby oczyścić miejsce wstrzyknięcia przed kaniulacją. Króliki mogą mieć zatyczkę wystającą z otworu kanałowego, która może uniemożliwić pomyślne kaniulowanie smoczka, jeśli nie zostanie usunięta. Delikatnie usuń warstwę skóry nad otworami kanałowymi za pomocą drobno zakończonych kleszczyków.

Włóż igłę o rozmiarze 28, skośną stroną do góry, z boku smoczka i powoli wlej 0,2 mililitra sterylnego 0,9% soli fizjologicznej. Część soli fizjologicznej może wydostać się z otworów kanałowych. Pozwoli to na lepszą wizualizację otworów kanałowych podczas kaniulacji.

Przygotuj 12-calową linię przedłużającą do kaniulacji przy użyciu techniki aseptycznej. Oczyść powierzchnię ławki etanolem i ostrożnie załóż sterylne rękawice. Zdejmij zaślepki ochronne na obu końcach przedłużacza.

Odessać jeden mililitr przygotowanego roztworu ablacyjnego za pomocą jednomililitrowej strzykawki Luer-Lok. Ostrożnie przymocuj strzykawkę do żeńskiego końca ze skrzydełkiem, a następnie ostrożnie przymocuj igłę z końcówką w rozmiarze 27 do przeciwległego końca. Powoli przepychać roztwór przez linię, aż z igły zacznie wypływać stały strumień roztworu.

Należy uważać, aby nie przechylić strzykawki, ponieważ spowoduje to tworzenie się pęcherzyków powietrza. Delikatnie chwyć smoczek kciukiem i palcem wskazującym, a następnie lekko go unieś do infuzji wewnątrzprzewodowej. Ostrożnie kaniuluj interesujący Cię przewód za pomocą igły o końcówce w rozmiarze 27.

Lampa powiększająca 10X może pomóc w wizualizacji otworów kanałowych. Powoli wlewaj roztwór, aby zminimalizować potencjalne uszkodzenia spowodowane przez szybko poruszające się płyny w kanale. Zazwyczaj jeden badacz kaniuluje i trzyma igłę, podczas gdy drugi badacz trzyma strzykawkę i popycha tłok z pożądaną szybkością.

Omnipaque to zatwierdzony przez FDA środek kontrastowy na bazie jodu, który pozwala nam zobaczyć drzewo przewodowe pod obrazowaniem fluoroskopowym rentgenowskim. Dzięki temu możemy zobaczyć, jak drzewo kanałowe jest napełniane roztworem ablacyjnym w czasie rzeczywistym i przerywa dostarczanie, gdy roztwór dotrze do końca drzewa przewodowego. Obrazowanie fluoroskopowe zapewnia również szybkie i łatwe potwierdzenie udanego wypełnienia całego drzewa przewodowego zaraz po infuzji.

W tej sesji na żywo z infuzją do trzeciego kanału można zobaczyć, że kanały 1 i 2 zostały już wleczone. To obrazowanie na żywo prowadzi do maksymalizacji wypełnienia drzewa kanałowego. Po zakończeniu procedury zacznij odzyskiwać królika, podając domięśniowo środek odwracający.

W naszym przypadku zastosowaliśmy atipamezol. Oznaki powrotu do zdrowia obejmują żucie i drganie nosa. Upewnij się, że królik może utrzymać się w pozycji pionowej, zanim pozwolisz mu samodzielnie dojść do siebie.

Podawaj ketoprofen podskórnie przez co najmniej trzy dni po zabiegu, aby zmniejszyć stan zapalny i zminimalizować blizny. Barwienie hematoksyną i eozyną, lub bardziej znane jako barwienie H&E, jest najczęściej używanym barwnikiem w histologii. Dzięki temu możemy zobaczyć cztery otwory przewodowe i ścieżki przewodowe w gruczole sutkowym.

W naszych eksperymentach przetestowaliśmy szereg roztworów o stężeniu etanolu od 10 do 70%. Opierając się na tym zakresie stężeń, widzimy, że roztwór ablacyjny zawierający mniej niż 10% etanolu może nadal skutecznie ablować drzewo kanałowe w porównaniu z wyższym procentem etanolu. Wyniki te wskazują, że ten niższy 10% roztwór ablacyjny etanolu powinien być traktowany priorytetowo do dalszych badań.

Opisujemy procedurę infuzji sterowanej obrazem do systemu drzew przewodowych gruczołu sutkowego królika. Pokazujemy kontrolowaną infuzję rentgenowskiego środka kontrastowego zawierającego roztwór ablacyjny na bazie etanolu do wszystkich otworów strzyków za pomocą obrazowania fluoroskopowego w czasie rzeczywistym i potwierdzamy szybkość ablacji komórek nabłonka i uszkodzenia tkanek za pomocą analizy histologicznej. Procedura ta stanowi krok w kierunku skalowalności mniej inwazyjnej metody pierwotnej prewencji raka piersi jako alternatywy dla profilaktycznej mastektomii.

Protokół ten wykorzystuje instrumenty, odczynniki i materiały do infuzji pod kontrolą fluoroskopii roztworu ablacyjnego na bazie etanolu zawierającego Omnipaque, które są zgodne z obecną praktyką kliniczną w zakresie wizualizacji drzew przewodowych. W ten sposób opisana procedura może być łatwo wdrożona i oceniona w pierwszych badaniach klinicznych z udziałem ludzi.