Injeção do mouse parede da bexiga
12 de julho de 2011
Rato injeção parede da bexiga é uma abordagem útil para estudo de células da bexiga ortotopicamente-tronco e biologia do câncer. Este método de microcirurgia delicada pode ser dominada com técnica cuidadosa e prática.
O objetivo geral deste procedimento é introduzir células em áreas definidas da parede da bexiga. Isso é feito primeiro fazendo uma incisão abdominal para expor a bexiga. A próxima etapa do procedimento é inserir o chanfro da agulha intramuralmente.
A etapa final do procedimento é empurrar o êmbolo da seringa para injetar as células de interesse na parede da bexiga. A implantação bem-sucedida das células é marcada por uma bolha bem localizada que não vaza fluido e permanece estável em tamanho. A principal vantagem dessa técnica sobre os métodos existentes, como a inoculação transuretral de camundongos com células, é que ela permite direcionar onde as células se implantarão na bexiga.
A demonstração visual do músculo li é crítica, pois a permanência da injeção é difícil de aprender. Conhecer o ângulo correto e a posição de entrada da agulha na bexiga é essencial para o sucesso da técnica. Selecione a idade, sexo e linhagem dos camundongos com base nas necessidades do experimento aqui.
Camundongos de oito a 12 semanas de idade são usados para começar a limpar a superfície da mesa cirúrgica com água e sabão. Em seguida, limpe a superfície da mesa cirúrgica com lenços laterais ou anti-sépticos. Os instrumentos cirúrgicos devem ser esterilizados em autoclave antes da cirurgia.
Limpe os instrumentos com etanol 70% antes do uso e reesterilize com um esterilizador de esferas quentes entre as cirurgias individuais. Limpe uma seringa Hamilton de 100 microlitros presa a uma agulha de calibre 30 por aspiração repetida de álcool absoluto, seguida de solução salina tamponada com fosfato esterilizado. Coloque um animal anestesiado em decúbito dorsal em uma almofada quente para ajudar a manter a temperatura corporal normal.
Mantenha um nível suficiente de anestesia colocando o focinho do animal em um bico contendo flúor vaporizado. Em seguida, remova o cabelo da pele abdominal com uma tesoura. Use um campo cirúrgico estéril descartável para cobrir o ânus para evitar a contaminação fecal durante a cirurgia.
Coloque um segundo campo cirúrgico sobre a parte inferior do abdômen e exponha uma janela cirúrgica. Esterilize o local da cirurgia com aplicações repetidas de Betadine e álcool usando um microscópio de dissecação para ampliação. Faça uma incisão abdominal na linha média inferior com uma tesoura.
Use uma leve pressão no abdômen para expor a bexiga. Como a bexiga geralmente está parcial ou completamente cheia, a pressão no abdômen preferencialmente afasta outros órgãos e permite que a bexiga surja pela incisão. Se a bexiga estiver cheia, aplique uma leve pressão para baixo na cúpula para descomprimi-la parcialmente.
Encha a seringa Hamilton estéril com 50 microlitros da solução de amostra. Insira a ponta da agulha com o chanfro voltado para cima na parede da bexiga e injete a solução de amostra. Uma injeção bem-sucedida é marcada por uma bolha bem localizada que não vaza fluido e mantém um tamanho estável.
Após a injeção, feche a incisão com clipes de ferida. Permita que o mestre se recupere em uma almofada de aquecimento Um mestre. Esta técnica pode ser feita em 10 a 15 minutos se for realizada corretamente.
O sucesso pode ser confirmado por meio da análise histológica da bexiga em pontos de tempo seriados após a injeção.
Veja a transcrição completa e aceda a milhares de vídeos científicos
Visão geral
Este artigo discute uma técnica microcirúrgica para injetar células na parede da bexiga de camundongos, facilitando o estudo de células-tronco da bexiga e biologia do câncer. Este método permite uma localização precisa da implantação celular, o que é uma vantagem significativa sobre as técnicas tradicionais.
Componentes principais do estudo
Área da ciência
- Neurociência
- Biologia celular
- Pesquisa do câncer
Fundo
- Compreender a biologia da bexiga é crucial para o avanço da pesquisa do câncer.
- Os métodos atuais para implantação celular têm limitações de precisão.
- Esta técnica visa melhorar a localização das células injetadas.
- Habilidades microcirúrgicas são essenciais para a aplicação bem-sucedida.
Objetivo do estudo
- Introduzir células em áreas específicas da parede da bexiga.
- Aprimorar o estudo de células-tronco da bexiga e biologia do câncer.
- Fornecer um método confiável para implantação celular.
Métodos utilizados
- Incisão abdominal para expor a bexiga.
- Inserção intramural de uma agulha para injeção celular.
- Injeção de células usando uma seringa.
- Monitoramento para formação estável de bolhas para confirmar a implantação bem-sucedida.
Principais resultados
- A implantação bem-sucedida é indicada por uma bolha localizada e estável.
- Este método permite a colocação direcionada de células dentro da bexiga.
- Demonstra vantagens sobre as técnicas de inoculação transuretral.
- Fornece uma base para futuros estudos em biologia da bexiga.
Conclusões
- A técnica microcirúrgica é eficaz para injeção de células na bexiga.
- Abre novos caminhos para pesquisa em células-tronco da bexiga e câncer.
- Técnica cuidadosa e prática são essenciais para o sucesso.
Perguntas frequentes
Executive Industry Relevance
Mouse bladder wall injection enables precise orthotopic modeling of bladder biology, supporting mechanistic studies in stem cell, smooth muscle, and cancer research. This technique enhances predictive confidence in disease-relevant systems by allowing targeted cell delivery and localized tissue interrogation. Its reproducibility and anatomical specificity position it as a critical tool for early discovery and preclinical model development in urologic disease pipelines.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables direct interrogation of bladder-specific pathways and cell populations in vivo.
- Supports functional target validation by permitting controlled cell implantation and monitoring.
- Facilitates mechanistic de-risking through spatially defined experimental manipulation.
Screening & Assay Development
- Prepares validated in vivo models for downstream screening of therapeutic candidates.
- Standardizes cell delivery and anatomical targeting, improving reproducibility across studies.
- Generates quantitative outputs such as localized bleb formation and histological confirmation.
Translational & Preclinical Research
- Establishes disease-relevant models for translational biomarker discovery and validation.
- Enables continuity from discovery-stage findings to preclinical efficacy and safety studies.
- Supports risk-adjusted advancement by providing robust in vivo data on cell behavior and tissue response.
Pipeline & Workflow Integration
This microsurgical injection method integrates into the discovery-to-preclinical continuum by enabling hypothesis-driven in vivo studies and supporting lead identification in bladder disease research.
- Discovery Biology: Facilitates hypothesis testing and pathway clarification in bladder tissue.
- Screening: Provides a reproducible platform for evaluating candidate cell lines or interventions.
- Analytics: Delivers measurable endpoints such as bleb stability and histological outcomes for comparative analysis.
- Translational Research: Aligns with biomarker and disease model development for preclinical validation.
- Enterprise Reuse: Offers a standardized, reusable protocol for diverse bladder-focused research programs.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in bladder research.
- Operational Value: Promotes standardization, reproducibility, and scalability across studies.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision-making and capital efficiency by enabling robust in vivo validation.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization and advancement of bladder-targeted programs.
Implementation Considerations
- Requires microsurgical expertise and anatomical proficiency for consistent results.
- Demands access to sterilized surgical instruments and anesthesia infrastructure.
- Necessitates cross-team standardization of injection parameters and animal selection.
- Adaptable to various mouse strains and experimental cell types as dictated by study goals.
- Success is contingent on precise technique and confirmation via histological analysis.
