Name: Injeção do mouse parede da bexiga (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-12T12:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 48 s
Description: Aprenda a técnica microcirúrgica de injeção na parede da bexiga do camundongo para estudar células-tronco e biologia do câncer. Este método permite localização precisa das células implantadas.

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Agradecemos o apoio de uma bolsa-piloto do Fundo de Investigação Stanford Pediátrica e K08DK087895-01 do NIDDK.

1. Injeção do mouse parede da bexiga Escolha da tensão do mouse, idade e sexo é ditada por necessidades experimental. Nós usamos ratos entre 8 e 12 semanas de idade, uma vez que esta é uma janela de maturidade imunológica antes de senescência. Como orientação geral, os ratos devem chegar pelo menos uma semana antes da manipulação experimental, a fim de evitar o stress induzido por fatores de confusão. <ol><li> Limpe a superfície da mesa cirúrgica com água e sabão. </li><li> Limpe a superfície da mesa cirúrgica com Swipes Cide ou toalhetes anti-séptico. </li><li> Autoclave instrumentos cirúrgicos limpos antes da sua utilização na cirurgia. </li><li> Além disso, esterilizar instrumentos cirúrgicos com esterilizador talão quente imediatamente antes do uso, bem como entre os animais durante a cirurgia. </li><li> 100 seringas limpas mL Hamilton e 29 ou 30 gauge (1 / 2 polegada de comprimento) agulhas por aspiração repetida e injeção com álcool absoluto antes da primeira utilização e, ao final do procedimento cirúrgico definitivo. </li><li> Lave e enxágüe com seringas esterilizadas Hamilton tampão fosfato entre cada animal. </li><li> Anestesiar ratos, colocando-os em uma câmara de indução isoflurano, com o conjunto de isoflurano entre 2-5%. </li><li> Uma vez que a anestesia geral é alcançado, retire o rato da câmara e coloque na posição supina com uma almofada debaixo quente para ajudar a manter a temperatura corporal normal. </li><li> Obter anestesia de manutenção, colocando o focinho do animal em um bocal contendo vaporizar isoflurano (titulado de 1-3%, conforme necessário para manter a anestesia apropriado). </li><li> Raspar a pele abdominal com clippers. </li><li> Use um descartáveis, cortina cirúrgica estéril para cobrir o ânus para evitar a contaminação fecal durante a cirurgia. </li><li> Use um segundo descartáveis, cortina cirúrgica estéril para cobrir o campo cirúrgico (abdome inferior). </li><li> Prep abdômen com três pedaços de Betadine-gaze. Repita este passo três vezes. </li><li> Usando um microscópio de dissecação para ampliação, faça uma menor incisão mediana abdominal com uma tesoura. </li><li> Expor a bexiga. </li><li> Se a bexiga está cheia, descompactá-lo parcialmente por uma pressão descendente suave na cúpula. </li><li> Injetar a solução de amostra (até 50 mL), usando uma agulha de calibre 29 ou 30 e seringa, na parede da cúpula da bexiga (injeção intramural), com o bisel da agulha voltado para cima. </li><li> Empurre o êmbolo da seringa para injetar a solução de amostra na parede da bexiga. A bolha bem localizada é uma indicação do sucesso de injeção das células na parede da bexiga. </li><li> Retire a seringa, fechar a incisão com grampos de sutura e permitir que o mouse para se recuperar em uma almofada de aquecimento. </li></ol> 2. Resultados representativos: A bolha bem localizada que não líquido de vazamento e permanece estável em tamanho é uma indicação do sucesso de injeção das células na parede da bexiga (Figura 1). Análise histológica pode ser realizada para confirmar a presença das células injetadas na parede da bexiga. <img src="/files/ftp_upload/2523/2523fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Exemplo de injeção de sucesso da parede da bexiga usando tinta nanquim para ilustração. <img src="/files/ftp_upload/2523/2523fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Esquemática de procedimentos experimentais.

<ol><li>Dinney, C. P., Fishbeck, R., Singh, R. K., Eve, B., Pathak, S., Brown, N., Xie, B., Fan, D., Bucana, C., Fidler, I. J., Killion, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+Characterization+of+Metastatic+Variants+from+Human+Transitional+Cell+Carcinoma+Passaged+by+Orthotopic+Implantation+in+Athymic+Nude+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Isolation and Characterization of Metastatic Variants from Human Transitional Cell Carcinoma Passaged by Orthotopic Implantation in Athymic Nude Mice.</a> The Journal of Urology. 154, 1532-1538 (1995).</li>
<li>Singh, A. V., Franke, A. A., Blackburn, G. L., Zhou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soy+Phytochemicals+Prevent+Orthotopic+Growth+and+Metastasis+of+Bladder+Cancer+in+Mice+by+Alterations+of+Cancer+Cell+Proliferation+and+Apoptosis+and+Tumor+Angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Soy Phytochemicals Prevent Orthotopic Growth and Metastasis of Bladder Cancer in Mice by Alterations of Cancer Cell Proliferation and Apoptosis and Tumor Angiogenesis.</a> Cancer Res. 66, 1851-1858 (2006).</li>
<li>Yanagiuchi, A., Miyake, H., Nomi, M., Takenaka, A., Fujisawa, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+the+Microenvironment+by+Growth+Factors+Regulates+the+In+Vivo+Growth+of+Skeletal+Myoblasts%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Modulation of the Microenvironment by Growth Factors Regulates the In Vivo Growth of Skeletal Myoblasts.</a> BJU International. 103, 1569-1573 (2009).</li>
<li>Miyake, H., Hara, I., Yamanaka, K., Gohji, K., Arakawa, S., Kamidono, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overexpression+of+Bcl-2+Enhances+Metastatic+Potential+of+Human+Bladder+Cancer+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Overexpression of Bcl-2 Enhances Metastatic Potential of Human Bladder Cancer Cells.</a> British Journal of Cancer. 79, 1651-1656 (1999).</li>
<li>Chancellor, M. B., Yokoyama, T., Tirney, S., Mattes, C. E., Ozawa, H., Yoshimura, N., Groat, W. C. de, Huard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+Results+of+Myoblast+Injection+into+the+Urethra+and+Bladder+Wall%3A+a+Possible+method+for+the+Treatment+of+Stress+Urinary+Incontinence+and+Impaired+Detrusor+Contractility%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Preliminary Results of Myoblast Injection into the Urethra and Bladder Wall: a Possible method for the Treatment of Stress Urinary Incontinence and Impaired Detrusor Contractility.</a> Neurourol Urodyn. 19, 279-287 (2000).</li>
<li>Dinney, C. P., Tanguay, S., Bucana, C. D., Eve, B. Y., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravesical+Liposomal+Muramyl+Tripeptide+Phosphatidylethanolamine+Treatment+of+Human+Bladder+Carcinoma+Growing+in+Nude+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Interferon+Cytokine+Res%22%5BJournal%5D)">Intravesical Liposomal Muramyl Tripeptide Phosphatidylethanolamine Treatment of Human Bladder Carcinoma Growing in Nude Mice.</a> J Interferon Cytokine Res. 15, 585-592 (1995).</li>
<li>Mohamedali, K. A., Kedary, D., Sweeney, P., Kamaty, A., Davisy, D. W., Evey, B. Y., Huangy, S., Thorpez, P. E., Dinney, C. P., Rosenblum, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Vascular-targeting+Fusion+toxin+VEGF121%2FrGel+Inhibits+the+Growth+of+Orthotopic+Human+Bladder+Carcinoma+Tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">The Vascular-targeting Fusion toxin VEGF121/rGel Inhibits the Growth of Orthotopic Human Bladder Carcinoma Tumors.</a> Neoplasia. 7, 912-920 (2005).</li>
<li>Slaton, J. W., Perrotte, P., Inoue, K., Dinney, C. P., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interferon-%CE%B1-mediated+Down-Regulation+of+Angiogenesis-related+Genes+and+Therapy+of+Bladder+Cancer+Are+Dependent+on+Optimization+of+Biological+Dose+and+Schedule%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Interferon-α-mediated Down-Regulation of Angiogenesis-related Genes and Therapy of Bladder Cancer Are Dependent on Optimization of Biological Dose and Schedule.</a> Clinical Cancer Research. 5, 2726-2734 (1999).</li>
<li>Yokoyama, T., Huard, J., Pruchnic, R., Yoshimura, N., Qu, Z., Cao, B., De Groat, W. C., Kumon, H., Chancellor, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle-Derived+Cell+Transplantation+and+Differentiation+into+Lower+Urinary+Tract+Smooth+Muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Muscle-Derived Cell Transplantation and Differentiation into Lower Urinary Tract Smooth Muscle.</a> Urology. 57, 826-831 (2001).</li>
<li>Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Orthotopic+Models+for+Bladder+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Mouse Orthotopic Models for Bladder Cancer Research.</a> BJU International. 104, 1286-1291 (1988).</li>
<li>Russell, P. J., Jelbart, M., Wills, E., Singh, S., Wass, J., Witherspoon, J., Raghavan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+and+characterization+of+a+new+human+bladder+cancer+cell+line+showing+features+of+squamous+and+glandular+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Establishment and characterization of a new human bladder cancer cell line showing features of squamous and glandular differentiation.</a> Int. J. Cancer. 41, 74-74 (1988).</li>
<li>Ahlering, T. E., Dubeau, L., Jones, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+in+vivo+model+to+study+invasion+and+metastasis+of+human+bladder+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">A new in vivo model to study invasion and metastasis of human bladder carcinoma.</a> Cancer Res. 41, 6660-6660 (1987).</li>
<li>Heaney, J. A., Omellas, E. P., Daly, J. J., Lin, J. C., Rout, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+growth+of+human+bladder+cancer+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Urol%22%5BJournal%5D)">In vivo growth of human bladder cancer cell lines.</a> Invest. Urol. 15, 380-380 (1978).</li>
<li>Hadaschik, B., Black, P., Sea, J., Metwalli, A., Fazli, L., Dinney, C., Gleave, M., So, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+validated+mouse+model+for+orthotopic+bladder+cancer+using+transurethral+tumor+inoculation+and+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumor inoculation and bioluminescence imaging.</a> BJU International. 100, 1377-1384 (2007).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Rato injeção parede da bexiga permite a implantação de células específicas em áreas definidas da parede da bexiga. Esta técnica tem amplas aplicações para os modelos do rato do cancro da bexiga, o músculo liso, e biologia das células estaminais. Por definição, mouse injeção de parede da bexiga facilita a introdução de câncer de bexiga ou de células-tronco em um local ortotópico assim que o seu crescimento e diferenciação pode ser estudado em um contexto fisiologicamente relevantes anatômicas. Na verdade, Dinney et al. d...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Isoflurano (Aerrane) </td><td> Baxter </td><td> NDC 10019-773-60 </td></tr><tr><td> 29 ou 30 agulhas </td><td> Hamilton </td><td> 7803-06 ou 7803-07 </td></tr><tr><td> 100 seringa microlitro </td><td> Hamilton </td><td> 7656-01 </td></tr></tbody></table>

injeção do mouse parede da bexiga

Mouse Bladder Wall Injection

Rato injeção parede da bexiga é uma técnica útil para estudar fenômenos ortotopicamente bexiga, incluindo células-tronco, o músculo liso, e biologia do câncer. Antes de iniciar as injeções, a área cirúrgica deve ser limpa com água e sabão e solução anti-séptica. Equipamentos cirúrgicos devem ser esterilizadas antes do uso e entre cada animal. Cada rato é colocado sob anestesia isoflurano inalado (2-5% para a indução, 1-3% para manutenção) e sua bexiga exposta, fazendo uma incisão mediana abdominal com uma tesoura. Se a bexiga está cheia, é parcialmente descompactado pelo gentil espremendo entre dois dedos. A suspensão de células de interesse é intramurally injetado na parede da cúpula da bexiga usando uma agulha de calibre 29 ou 30 e 1 cc ou menor seringa. A ferida é então fechada com grampos de sutura eo mouse permitiu recuperar em uma almofada de aquecimento. Injeção de parede da bexiga é uma técnica de microcirurgia delicada que pode ser dominada com a prática.

Rato injeção parede da bexiga é uma abordagem útil para estudo de células da bexiga ortotopicamente-tronco e biologia do câncer. Este método de microcirurgia delicada pode ser dominada com técnica cuidadosa e prática.

Injeção do mouse parede da bexiga

A injeção na parede da bexiga de camundongos é uma técnica útil para estudar fenômenos vesicais ortotopicamente, incluindo a biologia de células-tronco, do músculo liso e do câncer. ...

O objetivo geral deste procedimento é introduzir células em áreas definidas da parede da bexiga. Isso é realizado primeiramente fazendo uma incisão abdominal para expor a bexiga. O próximo passo do procedimento é inserir o bisel da agulha intramuralmente.O passo final do procedimento é empurrar o êmbolo da seringa para injetar as células de interesse na parede da bexiga. O implante bem-sucedido das células é indicado por uma bolha bem localizada que não apresenta vazamento de líquido e mantém o tamanho estável. A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes, como a inoculação transuretral de camundongos com células, é que ela permite direcionar onde as células irão se implantar dentro da bexiga.A demonstração visual do músculo li é fundamental, pois os pontos de injeção são difíceis de aprender. Conhecer o ângulo correto e a posição de entrada da agulha na bexiga é essencial para o sucesso da técnica. Selecione a idade, o sexo e a linhagem dos camundongos com base nas necessidades do experimento aqui.Utilizam-se camundongos com idade entre oito e doze semanas para iniciar a limpeza da superfície da mesa cirúrgica com sabão e água. Em seguida, limpe a superfície da mesa cirúrgica com panos umedecidos ou lenços antissépticos. Os instrumentos cirúrgicos devem ser esterilizados em autoclave antes da cirurgia.Limpe os instrumentos com etanol 70% imediatamente antes do uso e reesterilize-os com um esterilizador de contas aquecidas entre cirurgias individuais. Limpe uma seringa Hamilton de 100 microlitros acoplada a uma agulha de calibre 30 mediante aspiração repetida de álcool absoluto, seguida por solução salina tamponada com fosfato esterilizada. Coloque um animal anestesiado em posição supina sobre uma almofada aquecida para ajudar a manter a temperatura corporal normal.Mantenha um nível suficiente de anestesia colocando o focinho do animal em um bico contendo isoflurano vaporizado. Em seguida, remova os pelos da pele abdominal com uma tesoura elétrica. Utilize um campo cirúrgico estéril descartável para cobrir o ânus e prevenir contaminação fecal durante a cirurgia.Coloque um segundo campo cirúrgico sobre o abdômen inferior e exponha uma janela cirúrgica. Esterilize o local cirúrgico com aplicações repetidas de Betadine e álcool, utilizando um microscópio estereoscópico para ampliação. Faça uma incisão abdominal mediana inferior com tesoura.Use pressão suave sobre o abdômen para expor a bexiga. Como a bexiga geralmente está parcial ou completamente cheia, a pressão sobre o abdômen deslocará preferencialmente os outros órgãos, permitindo que a bexiga apareça através da incisão. Se a bexiga estiver cheia, aplique pressão suave descendente no domo para descomprimi-la parcialmente.Encha a seringa estéril de Hamilton com 50 microlitros da solução da amostra. Insira a ponta da agulha com o bisel voltado para cima na parede da bexiga e injete a solução da amostra. Uma injeção bem-sucedida é marcada por uma bolha bem localizada que não apresenta vazamento de fluido e mantém um tamanho estável.Após a injeção, feche a incisão com clipes cirúrgicos. Deixe o animal se recuperar sobre uma almofada aquecida. Um único animal. Esta técnica pode ser realizada em 10 a 15 minutos se for executada corretamente.O sucesso pode ser confirmado por meio de análise histológica da bexiga em pontos de tempo consecutivos após a injeção.

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