Name: Vídeo oculografia-in Mice (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 43 s
Description: Aprenda a realizar video-oculografia em camundongos para investigar o desempenho motor ocular e a aprendizagem motora. Este método quantitativo permite estudar a fisiologia dos comportamentos motores em modelos normais ou modificados.

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Pedimos gentilmente agradecer a Organização Holandesa para Pesquisa em Saúde e Desenvolvimento (MDJ, CDZ), A Organização Holandesa para Pesquisa Científica (CDZ), NeuroBasic (CDZ), Prinses Beatrix Fonds (CDZ), O SENSOPAC (CDZ), C7 (CDZ) e CEREBNET o programa (CDZ) da Comunidade Europeia pelo seu apoio financeiro.

1. Preparação Os seguintes experimentos foram conduzidos de acordo com o Comitê Duch Éticos na Experimentação Animal. <ol><li> Preparando ratos para vídeo oculografia. A fim de medir os movimentos dos olhos de um rato, a cabeça do rato tem de ser imobilizado. Portanto, uma construção do suporte é feita sobre o crânio do rato (Figura 1). <ol><li> Anestesiar o rato por uma mistura de isoflurano (isofluran% 1-1,5; Rhodia organique Fino Ltd, França) e oxigênio em uma câmara de gás. O excesso de gás é eliminado. Manter a anestesia através do cone do nariz. Confirmar profundidade da anestesia através de uma pitada dedo do pé. </li><li> Manter a temperatura do corpo a 37 ° C com a utilização de um sensor térmico anal e uma almofada de aquecimento (FHC, Bowdoinham, ME). </li><li> Proteja os olhos, cobrindo-os com uma pomada (duratears, Alcon, Bélgica). Raspar o pêlo dorsal cranial, e limpar a área cirúrgica, com uma rotação de mato e betadine ou solução de clorexidina. </li><li> Fazer uma incisão de linha média para expor a superfície dorsal do crânio do crânio. Tornar a superfície limpa e seca. </li><li> Aplicar uma gota de ácido fosfórico (ácido fosfórico gel etchant 37,5%; Kerr, CA) na superfície dorsal do crânio do crânio do bregma para lambda. Remover o produto corrosivo após 15 segundos e tornar a superfície do crânio limpar com solução salina e seca novamente. </li><li> Aplicar no topo desta superfície atacada craniana uma gota de OptiBond prime (Kerr, CA) e ar seco durante 30 segundos. </li><li> Colocar uma gota de adesivo OptiBond (Kerr, CA) na parte superior do primeiro-OptiBond e curar com luz durante 1 minuto (480 Maxima unidade de cura de luz visível; Henry Schein, EUA). </li><li> Cobrir a camada adesiva com uma fina camada de compósito Charisma (Heraeus Kulzer, Alemanha). Incorporar duas porcas ligados (diâmetro de 3 mm) no compósito. Curar o depois composto com a luz. Quando necessário, aplique camadas adicionais de composto e curá-los com a luz. </li><li> Anúncioministrar buprenorfina (0,015 mg / kg, sc) para analgesia pós-operatória. O animal deve estar de volta em seus pés dentro de cerca de 5 min. Permitir que o rato para recuperar na gaiola de origem à temperatura ambiente durante pelo menos 3 dias após a cirurgia. </li></ol></li><li> Vídeo oculografia-setup para camundongos (Figura 2). <ol><li> Posicione o mouse no limitador e fixar a cabeça para o limitador por dois parafusos (Figura 1). O rato não precisa de ser anestesiado para este procedimento. Tempo de restrição não deve exceder 1 hr / dia. </li><li> Montar o rato limitador de cabeça e de corpo-em uma plataforma XY, que por sua vez é montada sobre a mesa giratória (diâmetro: 60 cm). Utilizando a plataforma XY a cabeça de rato pode ser colocado acima do centro do prato giratório. O mouse pode ser movido ao longo dos eixos de guinada, pitch e roll. A cabeça do rato é colocado na correcta passo guinada, e do ângulo de rolo, alinhando o olho usando a imagem visual do olho gerado pelo syste iSCANm. Alternativamente, a construção do suporte pode ser colocado sobre a cabeça do rato em uma moldura estereotáxica 11. </li><li> O prato rotativo está ligado a um motor de CA servocomandadas (harmónica unidade AG, Países Baixos) ea posição da placa giratória é monitorizada por um potenciómetro (Bourns inc., CA) ligado ao eixo giratório. </li><li> Uma tela cilíndrica envolvente (diâmetro: 63 cm; altura: 35 cm) com um padrão aleatório pontilhada (cada elemento 2 °) cobre o prato giratório; este tambor está também equipado com um motor de CA servocomandadas (harmónica unidade AG, Países Baixos) . A posição da tela cilíndrica é monitorizada por um potenciómetro (Bourns inc., CA) ligado ao seu eixo e da tela pode ser iluminado por uma luz de halogéneo (20 Watt). Tanto a tela circundante eo prato são accionados independentemente. </li><li> O movimento da plataforma giratória e tela circundante é controlado por um computador que está ligado a uma interface I / O (CED limitada, Cambridge, Reino Unido). Tasinais de posição estáveis ​​e em torno de tela são filtrados (corte de frequência: 20 Hz), digitalizados pela interface I / O e armazenados no computador. </li><li> O olho do rato é iluminado por três emissores de infravermelho (600 MW, o ângulo de dispersão: 7 °, o pico de comprimento de onda: 880 nm, RS componentes, Países Baixos). Dois emissores de infravermelhos são fixadas à placa giratória eo emissor terceiro está ligado à câmara. Esta terceira emissor produz uma reflexão da córnea de referência (CR), que é utilizado durante o procedimento de calibração e durante as gravações movimento do olho. </li><li> Uma câmara CCD infravermelho equipada com uma lente zoom (Zoom 6000, Navitar inc., NY) é ligado ao prato rotativo e é focada sobre a cabeça do rato no centro do prato giratório. A câmera pode ser desbloqueado e pode ser guinar sobre o eixo gira-discos em cima de exatamente 20 ° durante o procedimento de calibração. </li><li> O sinal de vídeo é processado por um sistema de seguimento do olho (ETL-200, iSCAN, Burlington, MA). O sistema usa um algoritmo iSCANrithm para rastrear os centros do aluno e do CR de referência. O sistema pode controlar o aluno e referência CR na direção horizontal e vertical, a uma taxa de amostragem de 120 Hz. </li><li> Referência de posição CR, a posição da pupila e do tamanho da pupila sinais são digitalizados pelo interface I / O e são armazenadas no mesmo ficheiro como a tabela e sinais de posição em torno da tela. O sistema de vídeo-monitoramento aluno induz a um atraso dos sinais dos movimentos oculares de aproximadamente 27 ms. </li></ol></li></ol> 2. Calibragem e Medição Movimentos Oculares utilizando vídeo Pupil-tracking O sistema de seguimento olho capta o movimento da pupila como um movimento de translação. O movimento de translação da pupila rastreadas contém um componente de translação axial devido à diferença entre o centro de rotação do olho e do centro anatómica do olho (ie centro de curvatura da córnea), e um componente rotacional devido à rotação angular do globo ocular. Ao subtrairção o CR de referência a partir do movimento da pupila / posição, o componente indesejado de translação é eliminado a partir do sinal, resultando em um movimento de translação que é apenas devido à rotação do globo ocular. Embora eles são frequentemente muito pequena, o presente subtracção também elimina as traduções entre a cabeça ea câmara. O movimento de translação isolado residual é convertido para a rotação angular do globo ocular pelo método de calibração seguinte 8,12. Esta calibração foi realizada antes de qualquer experimento movimento dos olhos. <ol><li> Ajustar a posição da cabeça do rato para a câmara de tal modo que a imagem de vídeo da pupila está situado no meio do monitor e que a representação da CR de referência está localizado na linha média vertical do olho de preferência directa acima da pupila. Minimizar os movimentos do CR de referência devido à rotação da câmara angular, que pode ser realizado colocando o centro da curvatura da córnea ao longo do eixo da câmara / tabela. &lt;/ Li&gt; <li> Rodar a câmara várias vezes por + / - 10 ° (isto é 20 graus pico a pico) em torno do eixo vertical da plataforma giratória. Use as posições da pupila de lagartas (P) e do CR de referência registadas nas posições extremas da rotação da câmara para calcular o raio de rotação da pupila (Rp; Rp = Δ / sin (20 °), em que Δ = (CR -P), ver Figura 3A). </li><li> Devido ao facto de o valor Rp depende do tamanho da pupila, uma correcção do tamanho da pupila necessita de ser implementado 12 (Figura 3B). Repetir o passo 2.2 muitas vezes sob condições de iluminação diferentes (isto é, a manipulação do tamanho da pupila; Figura 3C), a fim de determinar o tamanho da pupila - relação Rp e compor uma curva de correcção de Rp (Figura 3D). O valor Rp também depende da posição do olho vertical. Quando a experiência fará com que os movimentos oculares verticais, em seguida, uma correção da calibração para as posições oculares verticais é altamente recomendável13. </li><li> Determinar a posição angular do olho (E) através da medição da referência de posição CR, a posição P e do tamanho da pupila. A posição de referência CR é subtraído a partir da posição da pupila gerando uma posição pupila translacional livre. Ao medir o tamanho da pupila do valor Rp pode ser extraído a partir da curva de correcção Rp e E pode ser calculada usando a seguinte fórmula E = arcsin {(Δ1) / Rp} (Figura 4A; onde Δ1 = (P 2-P 1) e P 1 e P 2 são corrigidos por subtracção do CR de referência). </li><li> Um grande repertório de mesa giratória e / ou rotações tela circundantes podem agora ser utilizados para estimular o sistema oculomotor. A fim de executar oculografia vídeo no escuro, o olho do rato tem de ser pré-tratadas com um fármaco miótico para limitar a dilatação da pupila e permitir rastreamento pupila sob estas circunstâncias. Em nossos experimentos, usamos pilocarpina (4%, Laboratórios Chauvin, França) para limitar a dilatação da pupila emno escuro. </li></ol> 3. Análise de Dados <ol><li> Posições do olho, posições da tabela e posições ao redor da tela são todos convertidos em posições angulares (ver Figura 4B e fórmula em 2,4). Sinais oculares são corrigidos para a sua atraso de 27 ms induzida pelo processamento de imagem do sistema pupila-tracking. </li><li> Posições angulares de tabela olho, ea tela circundante são diferenciados e filtrada com um filtro passa-Butterworth filtro usando um corte de frequência de 20 Hz. </li><li> Sacadas são removidos do sinal de velocidade olho usando um limiar de detecção de 40 ° s /. Os dados são removidos a partir de 20 ms antes e até 80 ms depois de atravessar o limiar de detecção. </li><li> Tela da tabela, circundante e sinais de velocidade oculares são calculadas as médias usando cada ciclo individual na pista (Figura 4C). </li><li> Sinais médios são equipados com uma função apropriada. Em geral, uma estimulação da velocidade sinusoidal é usada ea médiaciclos estão equipados com sinusite ou função cosinus (Figura 4C). Em seguida, o ganho pode ser calculado como a razão entre a velocidade do olho para velocidade do estímulo, enquanto que a fase pode ser calculado como a diferença (em graus) entre a velocidade do olho e velocidade do estímulo. </li></ol> 4. Os resultados representativos Vídeo oculografia pode ser usado para investigar diversas formas de performances oculomotor (ou seja, reflexo optocinético: OKR; vestibulo-ocular reflex: VOR; visual aprimorada vestibulo-ocular reflex: VVOR), bem como a aprendizagem motora (adaptação VOR; adaptação OKR). O OKR compensa baixa freqüência distúrbios usando feedback visual. O OKR pode ser induzida pela rotação do ecrã bem iluminada circundante (Filme 1). A rotação da tela circundante ao longo de um intervalo de frequência de 0,2 Hz -1,0 com uma amplitude de 1,6 ° mostra como o sistema optocinético é um mecanismo mais eficiente compensatório no intervalo de baixa frequência than na gama de alta frequência (Figura 5A). O VOR compensa movimentos de alta frequência do cabeçote utilizando sinais a partir dos órgãos vestibulares. O VOR pode ser induzida pela rotação do animal (isto é giratória) no escuro (Filme 2). A rotação da placa giratória ao longo de um intervalo de frequência de 0,2 Hz -1,0 com uma amplitude de 1,6 ° demonstra como o sistema vestíbulo-ocular é mais eficiente na geração de movimentos oculares compensadores na gama de alta frequência do que na gama de baixa frequência (Figura 5A) . Quando o ato sistema optocinético e vestíbulo-ocular em conjunto, as imagens podem ser estabilizados na retina através de uma ampla gama de movimentos da cabeça. A rotação da placa giratória ao longo de um intervalo de frequência de 0,2 Hz -1,0 com uma amplitude de 1,6 °, enquanto a tela circundante é bem iluminada (Filme 3) mostra como o olho gera &quot;alto ganho&quot; movimentos compensadores mais de toda a gama de frequências (Figura 5A ). Todos estes ganhos e phase valores são típicos para os ratos, embora as diferenças de gênero 14 e 15,16,17 tensão foram relatados. O controle independente sobre o prato e ao redor da tela permite-nos enfrentar os ratos com um descompasso entre a informação visual e vestibular. Após uma exposição a longo prazo e uniforme de informação visual e vestibular incompatíveis, o VOR do rato mudará para compensar a entrada alteradas visual (adaptação VOR; filme 4). A rotação da placa giratória fora de fase (isto é, 180 °) com a tela circundante (1 Hz, 1,6 °) aumenta o ganho VOR (Figura 5B). A mudança máxima no ganho de VOR, quando se utiliza um um paradigma de aprendizagem, experimentação é frequentemente atingida após 30 minutos. <img alt="A Figura 1" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig1.jpg" /> Figura 1. Desenho esquemático do rato limitador de cabeça e corpo. O corpo do rato é contido utilizandoum tubo de plástico cilíndrico com um diâmetro de 35 mm. A cabeça do rato é imobilizado, ligando o pedestal do mouse para a barra de ferro com dois parafusos. A barra de ferro faz um ângulo de 30 graus, a fim de posicionar a cabeça do rato no tom normal durante a deambulação. *, Vista de topo do pedestal contendo duas porcas. <img alt="A Figura 2" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig2.jpg" /> Figura 2. Desenho esquemático do rato configuração de vídeo oculografia. <img alt="A Figura 3" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig3.jpg" /> Figura 3. A calibração do sistema de vídeo monitoramento de aluno. A) A câmara é rodado várias vezes por + / - 10 ° (isto é 20 graus pico a pico) em torno do eixo vertical da plataforma giratória. A pupila de lagartas (P) e do reflexo de referência da córnea (CR) registadas nas posições extremas da rotação da câmara são utilizados para calcular o raio de rotação da pupila(Rp). B) O raio do diâmetro da pupila é dependente do tamanho da pupila. C) Exemplo mostra o efeito do tamanho da pupila em posição pupila durante o procedimento de calibração (ambos medidos em pixels (px)). D) Relação entre Rp e diâmetro pupilar medido em um único mouse. Os treze diâmetros diferentes pupila foram realizadas através da alteração da intensidade da luz ambiente. <img alt="A Figura 4" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig4.jpg" /> Figura 4. De medição e análise de movimentos dos olhos utilizando vídeo aluno-tracking. A) A posição angular da pupila é calculado a partir do raio da pupila (Rp) ea posição da pupila (P; corrigido para a posição CR). B) Exemplo de movimento ocular compensatório induzido por estimulação do sistema vestibular e visual (visual aprimorada VOR). O disco giratório foi rodado sinusoidalmente, 0,6 Hz, com uma amplitude de 1,6 °, enquanto a tela circundante foi bem iluminada. C) As análises da gravaçãomostrado na B). Gráfico mostra o rastreamento de velocidade média do prato giratório (azul) e aluno (vermelho). Esses traços médios foram equipados com uma função sinusoidal (preto). <img alt="A Figura 5" src="/files/ftp_upload/3971/3971fig5.jpg" /> Figura 5. Desempenho e aprendizagem do sistema oculomotor medido em um rato C57BL6. Um movimentos oculares) são gerados por rotações em torno da tela (optocinético reflexo: OKR, painéis de topo), girando o mouse no escuro (reflexo vestíbulo-ocular: VOR, painéis de média) e girando o mouse na luz (visualmente reforçada vestíbulo-ocular reflexo: VVOR, painel inferior) com frequências variando de 0,2 a 1,0 Hz a uma amplitude de 1,6 °. O ganho do reflexo foi calculada como a proporção de velocidade olho a velocidade do estímulo (painéis esquerdos) ea fase do reflexo foi calculado a partir da diferença de fase entre a velocidade do olho e velocidade do estímulo (painéis direitos). B) O motor de aprendizagem foi realizada por<html> adaptativamente o aumento da VOR usando um paradigma de formação de fase. O rato foi sujeita a um paradigma de formação visuovestibular em que a rotação do rato foi fora de fase (180 °) com a rotação da tela circundante (tanto rotativo a 1,0 Hz, 1,6 °) durante quarenta minutos. A cada 10 minutos a VOR foi testado (1,0 Hz, 1,6 °). Neste o mouse para fora da fase de treinamento aumentou o ganho de VOR. Filme 1. Animação que mostra o paradigma que induz OKR em camundongos <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3971/3971movie1.mov" target="_blank">Clique aqui para ver filme</a> . Filme 2. Animação que mostra o paradigma que induz VOR em camundongos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3971/3971movie2.mov" target="_blank">Clique aqui para ver filme</a> . Animation Movie 3. Mostrando o paradigma que induz VVOR em camundongos..com/files/ftp_upload/3971/3971movie3.mov &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Clique aqui para ver o filme. 4 Movie. Animação que mostra a saída visuovestibular de paradigma fase de treinamento que induz VOR adaptação (aumento) em camundongos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3971/3971movie4.mov" target="_blank">Clique aqui para ver filme</a> .

<ol><li>Collewijn, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optokinetic+and+vestibulo-ocular+reflexes+in+dark-reared+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Optokinetic and vestibulo-ocular reflexes in dark-reared rabbits.</a> Exp. Brain Res. 27, 287(1977).</li>
<li>Collewijn, H. E. ye- <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((and+head+movements+in+freely+moving+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">and head movements in freely moving rabbits.</a> J. Physiol. 266, 471(1977).</li>
<li>Collewijn, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCollewijn%2C+H+%22The+oculomotor+system+of+the+rabbit+and+its+plasticity%22">The oculomotor system of the rabbit and its plasticity</a>. , 1st edition, Springer-Verlag. Berlin. (1981).</li>
<li>Fuller, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linkage+of+eye+and+head+movements+in+the+alert+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Linkage of eye and head movements in the alert rabbit.</a> Brain Res. 194, 219(1980).</li>
<li>Buttner-Ennever, J. A., Horn, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+substrates+of+oculomotor+control%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Anatomical substrates of oculomotor control.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 7, 872(1997).</li>
<li>Robinson, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+control+systems+analysis+in+the+neurophysiology+of+eye+movements%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The use of control systems analysis in the neurophysiology of eye movements.</a> Annu. Rev. Neurosci. 4, 463(1981).</li>
<li>Robinson, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+purpose+of+eye+movements%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">The purpose of eye movements.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 17, 835(1978).</li>
<li>Stahl, J. S., van Alphen, A. M., De Zeeuw, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+video+and+magnetic+search+coil+recordings+of+mouse+eye+movements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A comparison of video and magnetic search coil recordings of mouse eye movements.</a> J. Neurosci. Methods. 99, 101(2000).</li>
<li>De Zeeuw, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+a+protein+kinase+C+inhibitor+in+Purkinje+cells+blocks+cerebellar+LTD+and+adaptation+of+the+vestibulo-ocular+reflex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Expression of a protein kinase C inhibitor in Purkinje cells blocks cerebellar LTD and adaptation of the vestibulo-ocular reflex.</a> Neuron. 20, 495(1998).</li>
<li>Picciotto, M. R., Wickman, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+knockout+and+transgenic+mice+to+study+neurophysiology+and+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Rev%22%5BJournal%5D)">Using knockout and transgenic mice to study neurophysiology and behavior.</a> Physiol. Rev. 78, 1131(1998).</li>
<li>Oommen, B. S., Stahl, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eye+orientation+during+static+tilts+and+its+relationship+to+spontaneous+head+pitch+in+the+laboratory+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">Eye orientation during static tilts and its relationship to spontaneous head pitch in the laboratory mouse.</a> Brain. Res. 1193, 57(2008).</li>
<li>Stahl, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+Channelopathy+Mutants+and+Their+Role+in+Ocular+Motor%5BTitle%5D)+AND+%22Research.+Ann.+N.Y.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Calcium Channelopathy Mutants and Their Role in Ocular Motor.</a> Research. Ann. N.Y. Acad. Sci. 956, 64(2002).</li>
<li>Stahl, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eye+movements+of+the+murine+P%2FQ+calcium+channel+mutant+tottering%2C+and+the+impact+of+aging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Eye movements of the murine P/Q calcium channel mutant tottering, and the impact of aging.</a> J. Neurophysiol. 95, 1588(2006).</li>
<li>Andreescu, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estradiol+improves+cerebellar+memory+formation+by+activating+estrogen+receptor+beta%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Estradiol improves cerebellar memory formation by activating estrogen receptor beta.</a> Journal of Neuroscience. 27, 10832(2007).</li>
<li>Katoh, A., Kitazawa, H., Itohara, S., Nagao, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+characteristics+and+adaptability+of+mouse+vestibulo-ocular+and+optokinetic+response+eye+movements+and+the+role+of+the+flocculo-olivary+system+revealed+by+chemical+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Dynamic characteristics and adaptability of mouse vestibulo-ocular and optokinetic response eye movements and the role of the flocculo-olivary system revealed by chemical lesions.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 95, 7705(1998).</li>
<li>Stahl, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+eye+movements+to+assess+brain+function+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">Using eye movements to assess brain function in mice.</a> Vision Res. 44, 3401(2004).</li>
<li>Koekkoek, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gain+adaptation+and+phase+dynamics+of+compensatory+eye+movements+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Funct%22%5BJournal%5D)">Gain adaptation and phase dynamics of compensatory eye movements in mice.</a> Genes Funct. 1, 175(1997).</li>
<li>Faulstich, B. M., Onori, K. A., du Lac, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+plasticity+and+development+of+mouse+optokinetic+and+vestibulo-ocular+reflexes+suggests+differential+gain+control+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">Comparison of plasticity and development of mouse optokinetic and vestibulo-ocular reflexes suggests differential gain control mechanisms.</a> Vision Res. 44, 3419(2004).</li>
<li>Koekkoek, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gain+adaptation+and+phase+dynamics+of+compensatory+eye+movements+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Funct%22%5BJournal%5D)">Gain adaptation and phase dynamics of compensatory eye movements in mice.</a> Genes Funct. 1, 175(1997).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

A fim de obter alta qualidade movimentos oculares de vídeo gravações em ratinhos vários requisitos são necessários. O procedimento de calibração precisa de ser realizada na matéria acima mencionado padronizada. Por exemplo fora do centro de calibração, quando a pupila não está posicionado sobre a linha mediana vertical com o CR de referência durante o procedimento de calibração, irá resultar em uma subestimativa de RP e, consequentemente, uma superestimação do movimento do olho. Além disso, recomendamos a integração do aluno método de correção de tamanho no procedimento de calibração 12, porque os ensaios que mostram o tamanho da pupila muito estável são muito raros. Mesmo estressor uma pequena durante o julgamento já podem alterar substancialmente o diâmetro da pupila. Ao projetar um experimento movimento dos olhos, os seguintes fatores precisam ser levados em conta ou controladas por eles, porque são conhecidos por afetar a resposta dos movimentos oculares: idade 13,18, sexo 14 e cepa 15,16, 19. Além disso, o animal experimental deve ter íris pigmentadas desde a detecção e seguimento da pupila é impossível quando o contraste entre pupila e da íris é demasiado baixo, como no ratinho BALB / c. Animais extremamente nervosos ou ansiosos precisam ser treinados, antes do experimento, para se acostumar com a montagem experimental e da condição contida. Este animal manipulação procedimento resulta em menos de fecho ou o encerramento do semi-dos olhos e impede a geração de fluidos oculares durante a experiência, e, consequentemente, uma melhor seguimento da pupila é realizado. Finalmente, a aquisição e análise de dados requer duas a três horas por animal. Portanto, as gravações de movimento dos olhos é provável que permaneçam um procedimento específico aplicado a ratinhos seleccionados e não é adequado como um teste de alta taxa de transferência de triagem.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Isofluran </td><td> Rhodia organique Fino LTD </td><td></td></tr><tr><td> Almofada de aquecimento </td><td> FHC </td><td> 40-90-8 </td></tr><tr><td> Duratears </td><td> Alcon </td><td></td></tr><tr><td> Gel de ácido fosfórico </td><td> Kerr </td><td> 31297 </td></tr><tr><td> Optibond principal </td><td> Kerr </td><td> 35369 </td></tr><tr><td> Optibond adesivo </td><td> Kerr </td><td> 35369 </td></tr><tr><td> O compósito Charisma </td><td> Heraeus Kulzer </td><td></td></tr><tr><td> Maxima 480 unidade de fotoativação </td><td> Henry Schein </td><td></td></tr><tr><td> AC motor servo-controlado </td><td> Harmônica unidade AG </td><td></td></tr><tr><td> Cyltela Indric </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Luz halógena (20 W) </td><td> RS componentes </td><td></td></tr><tr><td> Potentiometers (precisão) </td><td> Bourns inc. </td><td> 6574 </td></tr><tr><td> Potência 1401 (I / O interface) </td><td> CED limitado </td><td></td></tr><tr><td> Computadores </td><td> Dell </td><td></td></tr><tr><td> Emmitters infravermelho </td><td> RS componentes </td><td> 195-451 </td></tr><tr><td> ETL-200 </td><td> ISCAN </td><td></td></tr><tr><td> Lente zoom (zoom 6000) </td><td> Navitar inc. </td><td></td></tr><tr><td> Pilocarpinenitrate (Mínimos) </td><td> Laboratoire Chauvin </td><td></td></tr></tbody></table>

vídeo oculografia-in mice

Video-oculography in Mice

Os movimentos oculares são muito importantes, a fim de acompanhar um objeto ou para estabilizar uma imagem na retina durante o movimento. Animais sem uma fóvea, tais como o rato, têm uma capacidade limitada para bloquear os olhos em um alvo. Em contraste com estes movimentos oculares alvo dirigidas, movimentos oculares compensatórios oculares são facilmente atingida em animais afoveate 1,2,3,4. Movimentos oculares compensatórios são gerados pelo processamento da informação vestibular e optocinético em um sinal de comando que irá conduzir os músculos do olho. O processamento da informação vestibular e optocinético pode ser investigado separadamente e em conjunto, permitindo a especificação de um déficit no sistema oculomotor. O sistema oculomotor pode ser testado por evocar um reflexo optocinético (OKR), reflexo vestíbulo-ocular (RVO) ou um visual aprimorada reflexo vestíbulo-ocular (VVOR). O OKR é um movimento reflexo que compensa &quot;full-campo&quot; movimentos imagem na retina, enquanto que o VOR é uma m olho reflexoovement que compensa movimentos da cabeça. O VVOR é um movimento de olho reflexo que usa tanto o vestibular, bem como informações optocinético para fazer a devida compensação. O cerebelo monitora e é capaz de ajustar estes movimentos oculares de compensação. Portanto, oculografia é uma ferramenta muito poderosa para investigar relação cérebro-comportamento em condições normais, bem como em condições patológicas (fe de ocular, vestibular e / ou origem cerebelar). Testar o sistema oculomotor, como um paradigma comportamental, é interessante por várias razões. Primeiro, o sistema oculomotor é um sistema bem entendido neural 5. Segundo, o sistema oculomotor é relativamente simples 6, a quantidade de movimento dos olhos possível está limitado por sua bola no soquete-arquitetura (&quot;única articulação&quot;) e os três pares de músculos extra-oculares 7. Em terceiro lugar, a saída de comportamento e informação sensorial pode ser facilmente medida, o que torna este um sistema altamente acessível para quantitativoanálise 8. Muitos testes comportamentais não possuem esse alto nível de poder quantitativo. E, finalmente, tanto o desempenho bem como plasticidade do sistema oculomotor pode ser testada, permitindo que a investigação sobre a aprendizagem e processos de memória 9. Camundongos geneticamente modificados são hoje amplamente disponível e formam uma importante fonte para a exploração das funções cerebrais em vários níveis 10. Além disso, eles podem ser utilizados como modelos para imitar doenças humanas. Aplicando oculografia em normal, farmacologicamente-tratados ou camundongos geneticamente modificados é uma poderosa ferramenta de pesquisa para explorar a fisiologia básica do comportamento motor em condições normais e patológicas. Aqui, nós descrevemos como medir vídeo oculografia em ratos 8.

Vídeo oculografia é um método muito quantitativa para investigar o desempenho do motor ocular, bem como a aprendizagem motora. Aqui, nós descrevemos como medir vídeo-oculografia em camundongos. Aplicando esta técnica em normal, farmacologicamente-tratados ou camundongos geneticamente modificados é uma poderosa ferramenta de pesquisa para explorar a fisiologia subjacente de comportamentos motores.

Vídeo oculografia-in Mice

Os movimentos oculares são fundamentais para rastrear um objeto ou para estabilizar uma imagem na retina durante o movimento. Animais sem fóvea, como o...

O objetivo geral deste procedimento é realizar a videooculografia em camundongos. Isso é realizado primeiramente equipando o camundongo com uma construção de pedestal em seu crânio, o que permite a imobilização de sua cabeça em um restritor especial de cabeça e corpo. O segundo passo é posicionar o camundongo no equipamento de videooculografia e calibrar o sistema de rastreamento pupilar por vídeo.Em seguida, os movimentos oculares são registrados enquanto o sistema oculomotor é ativado usando um amplo repertório de estímulos vestibulares e optocinéticos. O passo final consiste em analisar esses movimentos oculares. Em última instância, a videonistagmografia em camundongos normais, tratados farmacologicamente ou modificados geneticamente pode ser utilizada para explorar a fisiologia dos comportamentos motores.Embora este método possa fornecer informações sobre o sistema motor ocular, ele também pode ser aplicado para estudar doenças de origem cerebelar, vestibular ou ocular utilizando mutantes de camundongo que mimetizam patologias humanas. Para iniciar este procedimento, anestesie o camundongo em uma câmara de gás com uma mistura de isof, flúor e oxigênio. Em seguida, mantenha a anestesia administrando o gás por meio de uma máscara.Em seguida, utilize uma bolsa térmica e um sensor anal de termometria para manter a temperatura corporal do camundongo a 37 graus Celsius. Posteriormente, aplique o unguento ocular para proteger os olhos contra ressecamento, raspe os pelos cranianos dorsais e limpe a área cirúrgica. Depois disso, faça uma incisão mediana para expor a superfície craniana dorsal do crânio, limpe e seque a superfície.Em seguida, aplique uma gota de ácido fosfórico do bgma ao Lambda. Após 15 segundos, remova a corrosão, depois limpe a superfície craniana com solução salina e seque-a novamente. Aplique uma gota de opti bond prime sobre a superfície craniana corroída e ao ar.Seque por 30 segundos. Em seguida, adicione uma gota de adesivo opti bond sobre o primer opti bond. Polimerize com luz UV por um minuto.Depois disso, cubra a camada adesiva com uma camada fina de compósito charisma. O conector com orifício para parafuso imantado e os locais de fixação são embutidos no compósito. Em seguida, cure o compósito com luz UV.Novamente, se necessário, aplique camadas adicionais de compósito e polimerize-as com luz. Deixe o camundongo se recuperar por pelo menos três dias após a cirurgia. O próximo passo é colocar o camundongo no restritor e fixar sua cabeça ao restritor com o ímã e um parafuso, montando o restritor de cabeça e corpo do camundongo em uma plataforma XY.Usando a plataforma XY, posicione a cabeça do camundongo acima do centro do giroscópio para que o animal possa ser movido sobre os eixos de arfagem Ya e rolagem. Em seguida, posicione a cabeça na inclinação ya e no ângulo de rolagem corretos, alinhando o olho com base na imagem visual do olho gerada pelo sistema de varredura ocular. Agora, o giroscópio está conectado a um motor controlado por servoalternado (CA).A posição do plato giratório é monitorada com um potenciômetro acoplado ao eixo do plato. O plato é coberto por uma tela cilíndrica circundante com um padrão aleatório de pontos, que também é equipada com um motor controlado por servo-AC. A posição da tela cilíndrica é monitorada por um potenciômetro acoplado ao seu eixo.A tela pode ser iluminada por uma luz de halogênio. O movimento do plato giratório e da tela ao seu redor é controlado por um computador conectado a uma interface de entrada e saída. Os sinais de posição do plato giratório e da tela ao seu redor são filtrados por uma frequência de corte de 20 hertz, digitalizados pela interface de entrada e saída e armazenados neste computador.O olho do camundongo é iluminado por três emissores de infravermelho. Dois estão fixos no prato giratório, e o terceiro está acoplado à câmera. Este terceiro emissor produz uma reflexão corneana de referência, que é utilizada durante o procedimento de calibração e durante as gravações dos movimentos oculares.Uma câmera CCD de infravermelho equipada com lente de zoom é acoplada ao giroscópio e focalizada na cabeça do camundongo. No centro do giroscópio. A câmera pode ser destravada e movida ao redor do eixo do giroscópio em exatos 20 graus.Durante o procedimento de calibração, o sinal de vídeo é então processado por um sistema de rastreamento ocular, que pode rastrear a pupila e a reflexão corneana de referência nas direções horizontal e vertical a uma taxa de amostragem de 120 hertz. Em seguida, a posição de referência corneana, a posição da pupila e os sinais de tamanho da pupila são digitalizados pela interface de entrada e saída e armazenados no mesmo arquivo que os sinais de posição da mesa e da tela ao redor, para calibrar os movimentos oculares. Ajuste a posição da cabeça do camundongo com a câmera de modo que a imagem em vídeo da pupila esteja situada no centro do monitor e a representação da referência corneana esteja localizada na linha média vertical do olho, diretamente acima da pupila.Em seguida, mova a câmera várias vezes em 20 graus de pico. Realize o pico ao redor do eixo vertical da plataforma giratória. Utilize as posições da pupila rastreada e da referência corneana registradas nas posições extremas da câmera para calcular o raio da rotação da pupila.Repita esses passos várias vezes sob diversas condições de iluminação para determinar a relação entre o tamanho da pupila e a rotação da pupila. Em seguida, elabore uma curva de correção da rotação da pupila. Agora, calcule a posição angular do olho medindo a posição de referência da córnea, a posição da pupila e o tamanho da pupila.O valor da rotação da pupila pode ser extraído da curva de correção da rotação da pupila, e a posição angular do olho pode ser calculada utilizando a seguinte fórmula. Aqui é demonstrado o experimento de movimento ocular VVOR. Agora, converta as posições oculares, posições da mesa e posições da tela ao redor em posições angulares.Em seguida, diferencie e filtre as posições angulares da mesa do olho e da tela circundante com um filtro passa-baixa Butterworth. Utilizando uma frequência de corte de 20 hertz sub, remova o segundo do sinal de velocidade ocular usando um limiar de detecção de 40 graus por segundo. Em seguida, média os sinais de velocidade da mesa e do olho utilizando cada ciclo individual do ensaio e ajuste os sinais médios com uma função apropriada.Em geral, utiliza-se uma estimulação de velocidade senoidal e os ciclos médios são ajustados com uma função seno ou cosseno. Este vídeo mostra como os movimentos oculares são gerados pela rotação da tela ao redor, provocando o reflexo optocinético com a rotação da tela ao redor em uma faixa de frequência de 0,2 a um hertz com uma amplitude de 1,6 graus. O sistema optocinético do camundongo mostra-se mais eficiente na faixa de baixa frequência do que na faixa de alta frequência.Aqui está outro vídeo para mostrar como os movimentos oculares são gerados. Ao girar o mouse no escuro para provocar o reflexo vestibulo-ocular, rotacionando o prato giratório em uma faixa de frequência de 0,2 a um hertz com uma amplitude de 1,6 graus. O sistema vestibulo-ocular do mouse demonstra ser mais eficiente na faixa de alta frequência do que na faixa de baixa frequência.Aqui é mostrado outro vídeo sobre como os movimentos oculares são gerados ao rotacionar o mouse na luz para provocar o reflexo vestibulococular visualmente aprimorado, rotacionando o prato giratório em uma faixa de frequência de 0,2 a um hertz com uma amplitude de 1,6 graus, enquanto a tela ao redor está bem iluminada, demonstrando que o mouse gera movimentos oculares compensatórios eficientes em toda a faixa de frequência. E este vídeo mostra como a aprendizagem motora foi realizada por meio do aumento adaptativo do reflexo vestibulococular. Utilizando um paradigma de treinamento fora de fase, rotacionar o prato giratório fora de fase em relação à tela ao redor aumenta o ganho do RVO deste mouse.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como realizar um exame oculovídeo em camundongos.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este vídeo demonstra a cultura ex vivo e a imagem de fatias oculomotoras de embriões de camundongos transgênicos. Os embriões são isolados e incluídos em agarose. Usando um vibratome, são obtidas fatias contendo os núcleos oculomotores e os olhos. As fatias são mantidas em cultura e fotografadas usando um microscópio de fluorescência.

Cultura ex vivo e imagem de fatias oculomotoras de embriões de camundongos transgênicos

Fonte: Wang, Z., et al. Imagem in vivo de dois fótons transpupilares da retina de camundongos. J. Vis. Exp. (2021).Este vídeo demonstra uma técnica para imagens de retina in vivo usando microscopia de dois fótons. Os camundongos anestesiados são preparados para a imagem prendendo suas cabeças, aplicando lubrificante ocular e colocando uma lamínula sobre o olho. As células ganglionares da retina (RGCs) que expressam proteínas fluorescentes são visualizadas pela primeira vez usando...

Imagem in vivo de dois fótons da retina de camundongos

Fonte: Bosco, A., et al.  In vivo Dinâmica da ativação microglial da retina durante a neurodegeneração: imagem oftalmoscópica confocal e morfometria celular no glaucoma de camundongo. J. Vis. Exp. (2015) Este vídeo demonstra imagens in vivo da microglia da retina em um modelo de glaucoma em camundongos. Um camundongo transgênico com microglia retiniana que expressa proteína fluorescente é posicionado sob um oftalmoscópio. A iluminação infravermelha é usada para localizar a cabeça do nervo...

Imagem in vivo da microglia retiniana em um modelo de camundongo com glaucoma

Source: &lt;a style='text-decoration:none;' href='https://app.jove.com/v/55865/ coerência-óptica-tomografia-imagem-de-camundongo-células-ganglionares-de-retina-em-vivo'&gt;Jagodzinska, J., et. al., Tomografia de Coerência Óptica: Imagem de células ganglionares da retina de camundongos In Vivo. J. Vis. exp. (2017)  Neste vídeo, demonstramos o uso da tomografia de coerência óptica de domínio espectral (SD-OCT) para obter imagens das camadas da retina e avaliar as mudanças estruturais em um modelo...

Imagem in vivo da retina de camundongo usando tomografia de coerência óptica

A microscopia intravital pode ser usada em animais para visualizar e medir diâmetros vasculares da retina, velocidades da corrente sanguínea e fluxo sanguíneo total da retina.

Medições de microscopia de vídeo intravital do fluxo sanguíneo retiniano em camundongos

Ativação da micróglia e microgliose são respostas fundamentais para a neurodegeneração crónica. Aqui, apresentamos métodos para in vivo, visualização de longo prazo de CX3CR1-GFP + células microgliais da retina por oftalmoscopia confocal, e para limiar e análises morfométricas para identificar e quantificar a sua activação. Monitoramos alterações microgliais durante estágios iniciais de glaucoma relacionada com a idade.

In Vivo Dinâmica da Retinal microglia Ativação Durante Neurodegeneration: confocal oftalmoscópico Imagem e morfometria celular no mouse Glaucoma

Este manuscrito descreve um protocolo para a imagem no vivo da retina do rato com a tomografia de coerência óptica de domínio espectral de alta resolução (SD-OCT). Centra-se em células ganglionares da retina (RGC) na região de peripapillary, com vários digitalização e quantificar as abordagens descritas.

Tomografia de coerência óptica: Imagens Mouse ganglionares da retina células In Vivo

Este protocolo descreve técnicas como de alta resolução de imagem como tomografia de coerência óptica de domínio espectral e digitalização laser Oftalmoscopia pode ser utilizado em pequenos roedores, usando um sistema de plataforma de imagem oftálmica, para obter informações sobre espessura da retina e microglial celular distribuição, respectivamente.

Na Vivo Imagem de Cx3cr1gfp/gfp repórter ratos com a tomografia de coerência óptica espectral-domínio e digitalização Laser Oftalmoscopia

O protocolo apresentado produz um persistente conflito sensorial para experimentos vista estudar aprendizagem a longo prazo. Permanentemente usando um dispositivo fixo em suas cabeças, ratos são continuamente expostos à incompatibilidade sensorial entre visuais e vestibulares entradas ao mover-se livremente em jaulas em casa.

A longo prazo conflito sensorial em livremente, comportando-se ratos

O presente protocolo descreve os passos para o alinhamento in vivo de imagens de fibrografia por tomografia de coerência óptica de luz visível (vis-OCTF) com imagens confocais ex vivo da mesma retina de camundongos com o objetivo de verificar a morfologia do feixe axonal de células ganglionares da retina observada nas imagens in vivo.

Alinhamento de Fibrogramas de Tomografia de Coerência Óptica com Luz Visível com Imagens Confocais da Mesma Retina de Camundongo

Descrevemos um protocolo padrão para quantificação do reflexo optocinético. Combina estimulação virtual de tambor e vídeo-oculografia, permitindo assim uma avaliação precisa da seletividade característica do comportamento e sua plasticidade adaptativa.

Quantificação da Seletividade Visual do Reflexo Optocinético em Camundongos

Aprenda a realizar video-oculografia em camundongos para investigar o desempenho motor ocular e a aprendizagem motora. Este método quantitativo permite estudar a fisiologia dos comportamentos motores em modelos normais ou modificados.

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