Name: Exame de seleção positiva e negativa Tímico por citometria de fluxo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 29 s
Description: Aprenda a examinar o desenvolvimento de células T no timo por citometria de fluxo usando camundongos geneticamente manipulados. Este método permite avaliar populações linfocitárias e investigar genes cruciais para a geração do repertório T.

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Os autores gostariam de agradecer Bing Zhang por sua assistência técnica. Este trabalho foi financiado pelos Institutos Canadenses de Pesquisa em Saúde (MOP-86595). TAB é um CIHR novo investigador e estudioso AHFMR. QH é apoiado por uma Bolsa de Pós-Graduação CIHR Canadá - Doutorado e um Studentship tempo inteiro AIHS. SAN é apoiado por uma Rainha Elizabeth II de Bolsas de Estudo de Pós-Graduação. AYWS é apoiado por uma Bolsa de Pós-Graduação NSERC - Doutorado.

Consulte a Figura 1 para um esquema geral do protocolo experimental. 1. Dissecação <ol><li> Coloque tela de malha de aço estéril em 60 15 mm x placa de Petri. Uma unidade é necessária por amostra de tecido. </li><li> Adicionar 5 ml de solução salina equilibrada de Hank (HBSS) para cada prato. Mantenha pratos no gelo. </li><li> Euthanize ratos com CO 2. </li><li> Rato seguro para a superfície, dissecção lado ventral para cima. Pulverização do rato com etanol a 70% para a esterilização e para assegurar que a pele é opaco para baixo. </li><li> Utilizando uma tesoura cirúrgica, dissecção começar por fazer uma incisão ventral na pele abdominal acima da genitália. Estender para cima da incisão para o queixo. </li><li> A partir da linha média, estender a incisão para baixo ao longo de todos os membros. Puxe a pele solta e fixá-lo para a superfície dissecção. </li><li> Colheita do timo: <ol><li> Levante a ponta inferior do esterno para fazer uma incisão.</li><li> Evitando o fígado, o diafragma cortado para separar a caixa torácica e depois cortar a caixa torácica para cada lado. Corte as costelas para cima em cada lado, tendo o cuidado de evitar os pulmões eo coração. </li><li> Com cuidado, puxe a parte de trás da caixa torácica com uma pinça. O timo é um órgão, branco bilobado localizado acima do coração. Usando a ponta plana do fórceps para agarrar o fundo dos lobos, puxe o timo e colocá-lo na tela de malha. </li></ol></li><li> Colher o baço: <ol><li> O baço é um vermelho, o órgão em forma de prancha de surf localizada no lado esquerdo da cavidade abdominal do rato, abaixo do fígado. </li><li> Fazer uma incisão na cavidade abdominal. Retire cuidadosamente o baço com um par de fórceps, usando o segundo par de provocar o tecido conjuntivo. Coloque o baço em uma tela de malha separada. </li></ol></li></ol> 2. Preparação de células <ol><li> Usando um êmbolo de uma seringa de 3 ml, moerórgãos para a tela de malha até que o tecido conjuntivo e apenas restos de gordura. Lavar malha com HBSS do prato três vezes. Usar um êmbolo para cada amostra de tecido. <ol><li> Outras opções para a homogeneização do tecido pode ser usado em lugar deste método. </li></ol></li><li> Contar as células utilizando um hemocitómetro. </li><li> Células de pelotas por centrifugação a 335 xg durante 5 min a 4 ° C. </li><li> Esplenócitos Ressuspender em 500 ul de tampão de lise ACK (0,15 M NH 4 Cl, 10 mM KHC0 3, 0,1 mM Na 2 EDTA, pH 7,2) durante 10 min à temperatura ambiente. Timócitos Ressuspender em 20 x 10 6 células / ml em tampão FACS (PBS, 1% de FCS, 0,02% de azida de sódio) e de lado em gelo. </li><li> Retornar esplenócitos de isotonicidade pela adição de 5 ml de HBSS. Esplenócitos de pelotas por centrifugação e ressuspender em 20 x 10 6 células / ml em tampão de FACS. Se as células precisam permanecer estéril, você pode usar estéril RPMI + FCS 10%. </li></ol> 3.Células coradas para citometria de fluxo O objectivo deste protocolo é traçar estratégias para a análise de seleção positiva e negativa utilizando tipo selvagem (WT) e camundongos CD4 HY. Para considerações gerais sobre a citometria de fluxo experimental design, aquisição, análise e, nos referimos aos leitores uma excelente revisão por Tung et al. 11 <ol><li> Alíquota de 4 x 10 6 timócitos por exemplo citometria de fluxo para cada cavidade de uma placa de 96 poços, bem como 1 x 10 6 por esplenócitos WT controlo de compensação. Se usar camundongos transgênicos, você deve incluir um mouse como controle WT em sua experiência. </li><li> Bloquear os receptores Fc, por incubação com células anti-CD16/32 (clone 2.4G2) durante 10 min em gelo. </li><li> Girar em placas a 335 xg a 4 ° C durante 5 min. Retire a tampa e dissipar líquido de poços mexendo na placa de uma vez, de bruços em uma pia. Ressuspender a cada poço em 200 ul de tampão de FACS. Repetir a lavagem. </li><li> Preparar cocktails de anticorpo tal como enumeradas a seguir, utilizando a concentração óptima de cada anticorpo com base na diluição de 200 ul de tampão de FACS por poço. A concentração óptima de cada um dos anticorpos é definido como a concentração mínima necessária para se obter a maior separação de populações positivas e negativas. Se não houver uma população negativa para um dado anticorpo, um anticorpo isotipo devem ser incluídas. O volume total por poço pode ser reduzida (por exemplo, a 100 ul por poço), se desejado. <ol><li> WT timo: anti-TCRβ, anti-CD4, anti-CD8, anti-CD69 ou anti-CD5, anti-CD24 </li><li> CD4: HY timo anti-TCR HY (T3.70), anti-CD4, anti-CD8, anti-CD69 ou anti-CD5, anti-CD24 Para obter uma melhor separação entre a CD69 e CD69 eis em populações hi timócitos, recomenda-se que um anticorpo biotinilado anti-CD69 primário ser utilizado, seguido de uma mancha secundária contendo estreptavidina conjugada com fluorocromo. Nós use a mesma estratégia para CD5 coloração. </li></ol></li><li> Incubar as células com 200 uL de mistura de anticorpos em tampão de SCAF, durante 30 minutos em gelo no escuro. </li><li> Concomitante com coloração coquetel de anticorpos, cada mancha controlo de compensação com um anticorpo conjugado com fluorocromo único. Idealmente, a coloração compensação envolve os mesmos anticorpos, usado no cocktail de anticorpos. No entanto, a coloração para cada antigénio individual pode não ser praticável para experiências maiores quando muitos antigénios estão a ser ensaiados. Por isso, tanto para a coloração anti-CD4 ou anti-CD8 é recomendado devido à elevada expressão destes antigénios, ou a utilização de esferas de compensação. Mancha em tampão de FACS durante 30 minutos em gelo no escuro. Deixe um controle de compensação imaculada. </li><li> Lave as células duas vezes com tampão FACS. </li><li> Ressuspender as células em tampão de SCAF e transferência para tubos de FACS. </li><li> Adquirir amostras no citômetro de fluxo. Incluem a aquisição de FSC-A e FSC-W para umGUARDE para a discriminação gibão. </li></ol> 4. Análise de citometria de fluxo de dados - Ratos não transgénicos TCR Usamos FlowJo para a análise de dados de citometria de fluxo. Consulte a Figura 2A para a estratégia de propagação para os ratos não-transgênicos TCR. <ol><li> Usando FSC-A por SSC, portão eletrônico sobre a população &quot;linfócitos&quot;. </li><li> Dentro da população &quot;linfócitos&quot;, use FSC-A pelo FSC-W para eletronicamente população portão eis FSC-W para excluir doublets celulares e aggregrates. Este é o &quot;singleto&quot; portão. </li><li> Usando os eventos no &quot;singlet&quot; portão, lote CD8 por CD4. Desenhe portas para DN, maçante DP, brilhante DP, CD4 + CD8 populações eis CD4SP e CD8SP conforme ilustrado na figura 2B. </li><li> Sob os portões e CD4SP CD8SP, criar TCRβ por CD24 parcelas. Utilize a ferramenta gating quadrante para desenhar portas como mostrado na Figura 2C. </li><li> Criar um new enredo da &quot;singlet&quot; porta: TCRβ por CD69. Desenhar portas A, B, C, D, conforme ilustrado na Figura 2D. </li><li> Criar outra trama do &quot;singlet&quot; porta: TCRβ por CD5. Desenhar portões i, ii, iii, iv, como representado na Figura 2E. Esta é uma outra estratégia para a análise de selecção positiva. </li><li> Aplicar DN, DP opaca, DP brilhante, int CD4, CD4SP e CD8SP portões de debaixo &quot;singleto&quot; para portões i, ii, iii, iv A, B, C, D (Figura 2D, E). </li><li> Calcule o número de células em um subconjunto específico multiplicando celularidade órgão pela freqüência de cada portão posterior até chegar ao seu público-alvo. Por exemplo, o número de TCRβ CD69 hi-CD8SP timócitos seria determinado por timo celularidade x% TCR bhi CD69-(fracção D) x CD8SP%. <ol><li> Contando já leva em conta as células vivas e mortas para que não incluem o lymphoc &quot;gate &quot;YTE nos seus cálculos. </li></ol></li></ol> 5. Análise de dados de citometria de fluxo - TCR transgênico Ratos Consulte a Figura 3A para a estratégia de gating para camundongos transgênicos TCR. <ol><li> Siga os passos 4.1 e 4.2 como na seção anterior. </li><li> Sob o título &quot;singleto&quot; gate, criar um T3.70 por SSC trama e portão na T3.70 + população de células para análise de células T específicas de antigénio (Figura 3B). Em algumas circunstâncias, pode ser de interesse para comparar esta população para o antigénio não específico de população celular (T3.70) T. </li><li> Dentro da população + T3.70, desenhar DN, DP, CD4SP e CD8SP portas (Figura 3C). <ol><li> Para as amostras controle WT, desenhar estas portas sob o &quot;singlet&quot; portão ou criar um T3.70 porta-uma vez que haverá muito poucos T3.70 + células. </li></ol></li><li> Sob o portão CD8SP, criar umT3.70 por CD24 trama. Use a ferramenta de propagação do quadrante para dividir as células em quatro populações (Figura 3F). </li><li> Criar um histograma representando sobreposto expressão CD69 no compartimento DP de ratinhos WT e T3.70 + DP compartimento de camundongos CD4 HY (Figura 4A). Repetir para examinar a expressão CD5 (Figura 4B). </li><li> Calcula-se o número absoluto de células em cada subconjunto de interesse como em 4.8. </li></ol>

<ol><li>Liston, A., Lesage, S., Wilson, J., Peltonen, L., Goodnow, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aire+regulates+negative+selection+of+organ-specific+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Aire regulates negative selection of organ-specific T cells.</a> Nat. Immunol. 4, 350-354 (2003).</li>
<li>Liston, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+dosage--limiting+role+of+Aire+in+thymic+expression%2C+clonal+deletion%2C+and+organ-specific+autoimmunity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Gene dosage--limiting role of Aire in thymic expression, clonal deletion, and organ-specific autoimmunity.</a> J. Exp. Med. 200, 1015-1026 (2004).</li>
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<li>Ueno, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CCR7+signals+are+essential+for+cortex-medulla+migration+of+developing+thymocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">CCR7 signals are essential for cortex-medulla migration of developing thymocytes.</a> J. Exp. Med. 200, 493-505 (2004).</li>
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<li>Kisielow, P., Bluthmann, H., Staerz, U. D., Steinmetz, M., von Boehmer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tolerance+in+T-cell-receptor+transgenic+mice+involves+deletion+of+nonmature+CD4%2B8%2B+thymocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Tolerance in T-cell-receptor transgenic mice involves deletion of nonmature CD4+8+ thymocytes.</a> Nature. 333, 742-746 (1988).</li>
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</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

O protocolo aqui apresentado pode ser usado para examinar a selecção positiva e negativa, em não-transgénicos TCR e ratinhos transgénicos TCR. Este protocolo descreve a coloração de antigenes de superfície. Para uma análise mais aprofundada dos mecanismos moleculares, é muitas vezes necessário efectuar a coloração intracelular. Nós usamos o BD Biosciences Kit Cytofix / Cytoperm para a maioria das proteínas intracelulares e da BD Biosciences kit de coloração Foxp3 para fatores de transcrição. Nós geralmente adquirem noss...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários (opcional) </td></tr><tr><td> HyClone solução salina balanceada de Hank </td><td> Thermo Scientific </td><td> SH30030.02 </td><td></td></tr><tr><td> Telas de malha de metal </td><td> Cedarlane </td><td> CX-0080-E-01 </td><td></td></tr><tr><td> Placas de Petri (60 x 15 mm) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 877221 </td><td></td></tr><tr><td> Seringas (3 ml) </td><td> BD Biosciences </td><td> 309657 </td><td></td></tr><tr><td> Tubos cônicos (15 ml) </td><td> Sarstedt </td><td> 62.554.205 </td><td></td></tr><tr><td> Microscópio </td><td> Zeiss - Primo Star </td><td> 415.500-00XX-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemocitômetro </td><td> HausserCientífico </td><td> 3110 </td><td></td></tr><tr><td> Placa de 96 poços </td><td> Sarstedt </td><td> 82.1582.001 </td><td></td></tr><tr><td> Pipeta multicanal </td><td> Fisherbrand </td><td> 21-377-829 </td><td></td></tr><tr><td> Soro fetal de vitela </td><td> PAA </td><td> A15-701 </td><td></td></tr><tr><td> Salina tamponada com fosfato </td><td> Fisher Scientific </td><td> SH3025802 </td><td></td></tr><tr><td> A azida de sódio </td><td> IT Baker Chemical Co. </td><td> V015-05 </td><td></td></tr><tr><td> Reagente de bloqueio FcR </td><td></td><td></td><td> Clone 2.4G2 </td></tr><tr><td> Anti-rato HY TCR </td><td> eBioscience </td><td> XX-9930-AA * </td><td> Clone T3.70 </td></tr><tr><td> Anti-CD4 de ratinho </td><td> eBioscience </td><td> XX-0042-AA * </td><td> Clone RM4-5 </td></tr><tr><td> Anti-rato CD8u </td><td> eBioscience </td><td> XX-0081-AA * </td><td> Clone 53-6,7 </td></tr><tr><td> Anti-mouse CD24 </td><td> eBioscience </td><td> XX-0242-AA * </td><td> Clone M1/69 </td></tr><tr><td> Anti-rato TCRβ </td><td> eBioscience </td><td> XX-5961-AA * </td><td> Clone H57-597 </td></tr><tr><td> Anti-CD69 rato biotinilado </td><td> eBioscience </td><td> 13-0691-AA * </td><td> Clone H1.2F3 </td></tr><tr><td> Anti-rato CD5 biotinilado </td><td> eBioscience </td><td> 13-0051-AA * </td><td> Clone 53-7,3 </td></tr><tr><td> Estreptavidina </td><td> eBioscience </td><td> XX-4217-AA * </td><td></td></tr><tr><td> Citómetro </td><td> BD Biosciences - FACS Canto </td><td> 338962 </td><td></td></tr><tr><td> FACS tubos </td><td> BD Biosciences </td><td> 352052 </td><td></td></tr><tr><td> Fluxo de software de análise de citometria </td><td> TreeStar - FlowJo </td><td> FlowJo v7 / 9 </td><td></td></tr><tr><td> HyClone RPMI - 1640 </td><td> Thermo Scientific </td><td> SH30027.01 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> * XX varia de acordo com fluorocromo e YY varia com o tamanho do frasco. </td></tr></tbody></table>

exame de seleção positiva e negativa tímico por citometria de fluxo

Examination of Thymic Positive and Negative Selection by Flow Cytometry

Um sistema imunitário saudável requer que as células T respondem a antigénios estranhos, permanecendo tolerante para auto-antígenos. Rearranjo aleatório do receptor de células T (TCR) e loci α β gera um repertório de células T com grande diversidade de especificidade antigénica, tanto a auto-e estrangeiras. A selecção do repertório durante o desenvolvimento do timo é crítico para a geração segura e úteis células T. Defeitos de selecção tímica contribuir para o desenvolvimento de doenças auto-imunes e da imunodeficiência 1-4. Progenitores de células T do timo entrar como duplamente negativos (DN) timócitos que não expressam CD4 ou CD8 co-receptores. Expressão da αβTCR e ambos os co-receptores ocorre na fase dupla (DP) positivo. Interacção do αβTCR com auto-péptido-MHC (pMHC) apresentado pelas células do timo determina o destino do timócito DP. Interações de alta afinidade levar a seleção negativa e eliminaçãoção de auto-reactivos timócitos. Baixa afinidade interacções resultam na selecção positiva e desenvolvimento de CD4 ou CD8 positivas únicas células (SP) T capazes de reconhecer antigénios estranhos apresentados pelo MHC próprio 5. Selecção positiva pode ser estudada em ratinhos com um anticorpo policlonal repertório de TCR (tipo selvagem), observando a geração de células T maduras. No entanto, eles não são ideais para o estudo de selecção negativa, o que envolve a eliminação de pequenas populações específicas de antigénio. Muitos sistemas de modelos têm sido utilizados para estudar a selecção negativa, mas variam na sua capacidade para recapitular eventos fisiológicos 6. Por exemplo, a estimulação in vitro de timócitos falta o ambiente do timo, que está intimamente envolvido na selecção, ao passo que a administração de antigénio exógeno pode levar à supressão não específica de timócitos 7-9. Atualmente, as melhores ferramentas para estudar na seleção negativa vivo são ratos que expressam uma transgenic específica TCR para endógena antígeno próprio. No entanto, muitos modelos clássicos TCR transgénicos são caracterizados pela expressão prematura da cadeia TCRα transgénico no estádio de DN, resultando em prematuro de selecção negativa. O nosso laboratório desenvolveu o HY modelo CD4, no qual a transgénico HY TCRα condicionalmente está expresso na fase de DP, permitindo a selecção negativa para ocorrer durante a transição para DP SP como ocorre em ratinhos de tipo selvagem 10. Aqui, nós descrevemos um protocolo de citometria de fluxo com base em examinar selecção positiva e negativa do timo no modelo do rato HY CD4. Enquanto a selecção negativa nos ratos CD4 HY é altamente fisiológico, estes métodos podem também ser aplicados a outros modelos de TCR transgénicas. Nós também irá apresentar as estratégias gerais para a análise de seleção positiva em um repertório policlonal aplicáveis ​​a quaisquer camundongos geneticamente manipulados.

Em fisiológicas modelos TCR transgênicos e camundongos WT, a seleção positiva começa na fase DP brilhante antes de passar à fase DP aborrecido após encontro antígeno. Timócitos DP maçantes em seguida, digite um CD4 + fase de transição CD8 lo antes de se tornar CD4SP ou timócitos CD8SP (Figura 2B). Timócitos maduros SP são caracterizados pela expressão de TCR e da elevada perda de CD24 (Figura 2C). Enquanto o CD8 por CD4 perfil pode ...

Apresenta-se um método de citometria de fluxo com base para examinar o desenvolvimento das células T<em&gt; In vivo</em&gt; Usando camundongos geneticamente manipulados em um tipo selvagem ou de fundo do receptor de células T transgênico.

Exame de seleção positiva e negativa Tímico por citometria de fluxo

Um sistema imunológico saudável requer que as células T respondam a antígenos estranhos, permanecendo tolerantes aos autoantígenos. O rearranjo aleatório das células T...

O objetivo geral do experimento a seguir é examinar o desenvolvimento timocítico em camundongos por citometria de fluxo. Isso é realizado preparando suspensões de células únicas a partir do timo e do baço do camundongo. Como segundo passo, os timócitos e as células são corados com um coquetel de anticorpos para a identificação de populações timocíticas específicas.No final, a frequência e o número de várias populações de linfócitos podem ser avaliados por meio de análise citométrica de fluxo. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais no desenvolvimento de linfócitos T, como quais genes e vias são importantes para gerar um repertório de células T funcional, porém tolerante a células. Embora este método possa fornecer informações sobre o desenvolvimento de células T no timo, ele também pode ser aplicado no exame do desenvolvimento de outros tipos de células imunes.Em geral, indivíduos novos neste método terão dificuldade no planejamento de seus coquetéis de anticorpos para citometria de fluxo. Antes de iniciar a dissecação, coloque uma tela de malha de aço estéril em uma placa de Petri de 60 por 15 milímetros. Em seguida, adicione cinco mililitros de HBSS à placa e a

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

Este vídeo demonstra uma técnica baseada em citometria de fluxo usando dois fluorocromos para identificar células T CD4+ e CD8+, células T γδ, células B, células natural killer (NK) e monócitos em células mononucleares do sangue periférico humano (PBMCs). Ao incubar as células com anticorpos conjugados com fluorocromo contra os marcadores de superfície, os subconjuntos de células são identificados usando uma estratégia ideal de controle citométrico de fluxo.

Um ensaio de citometria de fluxo para identificar subconjuntos de células imunes em células mononucleares do sangue periférico

Descrevemos aqui um método eficaz para o isolamento, identificação e purificação de células epiteliais do timo do rato (TEC). O protocolo pode ser utilizada para estudos da função do timo para o desenvolvimento normal das células T, disfunção do timo, e a reconstituição de células T.

Isolamento, identificação e purificação de células epiteliais do timo murino

Descreve-se a preparação de fatias do timo que, em combinação com a citometria de fluxo, podem ser utilizados para modelar selecção positiva e negativa do desenvolvimento de células T. Fatias do timo pode também ser adaptado para a análise in si tu de migração de timócitos, localização e a sinalização através de imunofluorescência e microscopia de dois fotões.

Preparação e Aplicações de culturas organotípicas Tímico Fatia

A superfície ocular normal exposta consiste em córnea e conjuntiva. As células epiteliais, as células caliciformes e as células imunes estão presentes na conjuntiva. Aqui, uma técnica não invasiva de citologia de impressão é descrita usando um dispositivo de citação de impressão e citometria de fluxo para analisar células imunes na conjuntiva.

Uma maneira não invasiva de isolar e células de fenótipo da Conjuntiva

Aqui, um protocolo para o isolamento e caracterização de CD4+ células T subconjuntos do sangue periférico humano é descrito. Purificado CD4+ T-células são analisadas por citometria de fluxo para determinar proporções de subconjuntos de célula auxiliar T-folicular.

Isolamento de CD4+ T-células e análise de circulação folicular-T Helper (cTfh) célula subconjuntos de citometria de fluxo de 6 cores usando o sangue periférico

Neste documento, apresentamos um protocolo para preparar células únicas de Timo murino, pancreático drenagem do linfonodo e baço para um estudo mais aprofundado destas células usando citometria de fluxo. Além disso, este protocolo foi utilizado para determinar os subconjuntos de pilhas de T reguladoras usando citometria de fluxo.

Determinação de subconjuntos de regulação de células T no timo murino, pancreático drenagem do linfonodo e baço usando citometria de fluxo

Aqui, apresentamos um protocolo de fluxo cytometric para identificar CD4+ e CD8+ T células, as células γδ T, células B, células NK e monócitos no sangue periférico humano usando apenas dois fluorochromes em vez de sete. Com esta abordagem, cinco marcadores adicionais podem ser gravadas na maioria dos citômetros.

Discriminação de sete subconjuntos de células imunes por dois-fluorocromo citometria de fluxo

Descrevemos aqui uma simples análise da heterogeneidade do compartimento de células B imunes da murina nos tecidos peritônio, baço e medula óssea por citometria de fluxo. O protocolo pode ser adaptado e estendido a outros tecidos do mouse.

Caracterização citométrica de fluxo do desenvolvimento de células B murinas

Este protocolo descreve o isolamento de timócitos duplo-negativos do timo de camundongo seguido de transdução retroviral e co-cultura no sistema de co-cultura de linhagem celular estromal de medula óssea delta-like 4 (OP9-DL4) para análise funcional adicional.

Co-cultura e transdução de timócitos murinos em células estromais delta-like 4 expressando para estudo de oncogenes em leucemia de células T

Descrevemos protocolos para a preparação de suspensão unicelular de células epiteliais tímicas de camundongo e a coloração de moléculas intracelulares para análise citométrica de fluxo.

Preparação de Suspensão de Célula Única de Células Epiteliais Tímicas de Camundongo e Coloração de Moléculas Intracelulares para Análise por Citometria de Fluxo

Aprenda a examinar o desenvolvimento de células T no timo por citometria de fluxo usando camundongos geneticamente manipulados. Este método permite avaliar populações linfocitárias e investigar genes cruciais para a geração do repertório T.

Exame de seleção positiva e negativa Tímico por citometria de fluxo

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