Name: Correlativa Luz e Microscopia Eletrônica para estudar interações Microglial com placas de beta-amilóide (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 52 s
Description: Aprenda a identificar placas de beta-amilóide em modelos de Alzheimer usando methoxy-X04 para pré-triagem de tecido cerebral antes da imunomarcação e microscopia eletrônica. Este método facilita o estudo das interações microgliais com sinapses próximas às placas.

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Agradecemos ao Dr. Sachiko Sato e Julie-Christine Lévesque da Plataforma de Bioimagem do Centre de recherche du CHU de Québec por sua assistência técnica. Subsídios do Conselho de Pesquisa em Ciências Naturais e Engenharia do Canadá (NSERC) RGPIN-2014-05308, da Fundação de Pesquisa Banting e da Fundação de Caridade do Rito Escocês do Canadá para o MET apoiaram este trabalho.
H.E.H. é bolsista do Ministério da Educação e Ensino Superior do Líbano, e K.B. da Faculté de médecine da Université Laval.

Nota: Todos os experimentos foram aprovados e realizados sob as orientações do comitê de ética animal Institucional, em conformidade com a Canadian Council on Animal Care diretrizes administrado pelo Comitê de Cuidados Animais da Université Laval. Foram utilizados ratos macho APP-PS1 entre 4 e 21 meses de idade. Estes animais foram alojados sob um ciclo de luz-escuro de 12 h a 22-25 ° C, com livre acesso a comida e água. 1. Metoxi-X04 Preparação de Soluções <ol><li> Prepara-se uma solução de 5 mg / ml de metoxi-X04 9 dissolvendo metoxi-X04 em uma solução contendo 10% de dimetilsulfóxido (DMSO), 45% de propileno glicol e 45% de fosfato de sódio salino (NaCl a 0,9% em tampão de fosfato 100 mM , pH 7,4). <ol><li> Usando uma microbalança, Pesar 5 mg do composto metoxi-X04. De acordo com um exaustor, dissolve-se o metoxi-X04 em DMSO e agita-se até se obter uma solução esverdeada clara. Sucessivamente adicionar propilenoglicol e pHosphate tampão de solução salina com agitação após cada adição. </li><li> Agita-se a solução a 4 ° C num rotor O / N. Obter uma emulsão verde amarelado. A solução pode ser armazenada a 4 ° C durante até dois meses, sem degradação. </li></ol></li></ol> 2. Metoxi-X04 Injecção Solução <ol><li> 24 h antes da perfusão, pesar os ratinhos e atribuir a cada ratinho uma injecção intraperitoneal de metoxi-X04 a uma dose de 10 mg / kg de peso do corpo, utilizando uma agulha de 27 G ½. </li></ol> 3. transcardial Perfusão do camundongos injetados <ol><li> No dia antes da perfusão, preparar volumes apropriados de tampão fosfato salino (PBS), 3,5% de acroleína, e soluções de 4% de paraformaldeído (PFA) 13 e armazená-las a 4 ° CO / N. Nota: Estas soluções serão utilizadas tanto para a perfusão e a incorporação de pré-imuno-histoquímica. Tome especial cuidado quando se trabalha com acroleína, como é corrosivo e tóxico para ambospesquisadores e meio ambiente. Além disso, uma vez que a acroleína é corrosivo para o plástico, sempre utilizar material de vidro adequado para preparar soluções de acroleína. </li><li> No dia da perfusão, filtrar o PFA e acroleína, utilizando papel de filtro vulgar de retenção de partículas de 25 um. </li><li> Durante a perfusão, utilizar uma bomba peristáltica para fornecer 15 ml de PBS, 75 ml de acroleína, e 150 mL de PFA, sucessivamente, para a circulação do rato, a uma taxa de fluxo de 25 ml / min. Tenha cuidado. Realização de perfusão estritamente dentro de um exaustor para evitar fumos nocivos da PFA e acroleína. <ol><li> Para configurar a bomba, insira uma extremidade na solução PBS, encher o tubo (segurando cerca de 15 ml) com PBS e fixar um alado agulha de recolha de sangue 25 G para a outra extremidade. Em todos os momentos, garantir que a tubulação está livre de quaisquer bolhas de ar aprisionadas. </li><li> Colocar o tubo directamente na garrafa de acroleína após ajustar a bomba de perfusão com o tubo cheio com PBS. </li></ol></li><li> Aaesthetize um rato de cada vez com 90 mg / kg de peso corporal dose de pentobarbital de sódio injectado intraperitonealmente utilizando uma agulha de 27 G ½. Avaliar as respostas para pitadas cauda / tep. Prossiga apenas se o rato não responde a tais aversivas, estímulos dolorosos. </li><li> Garantir o mouse na posição supina (deitada de costas, com o rosto para cima) gravando as patas dianteiras e patas posteriores à superfície de trabalho e expor cuidadosamente o coração, sem causar danos a outros órgãos. Certifique-se de trabalhar rapidamente após a perfuração do diafragma. <ol><li> Realizar uma incisão através da pele com uma tesoura cirúrgica ao longo da linha média torácica começando caudal para a caixa torácica e proceder rostral à clavícula. </li><li> Faça duas incisões laterais adicionais ao longo da base da caixa torácica ventral. Suavemente mover e fixar as duas abas de pele, certificando-se de expor toda a cavidade torácica. </li><li> Segure o apêndice xifóide com uma pinça sem corte para expor a cavidade torácica e estabilize a tesoura pointeds. Corte através do diafragma e da caixa torácica, tomando cuidado para evitar atingir os pulmões, e continuar a rostral incisão para as clavículas. Certifique-se de trabalhar rapidamente após a perfuração do diafragma. </li></ol></li><li> Gentilmente rasgar o saco pericárdio com uma pinça sem corte. Segure o coração estável com uma pinça sem corte, corte o átrio direito, e começar a infusão de PBS. Imediatamente insira a agulha de recolha de sangue para o ventrículo esquerdo. </li><li> Perfundir o rato com PBS (no tubo) seguido de acroleína durante 3 min (correspondendo a 75 ml), em seguida mudar para PFA durante 6 min (correspondendo a 150 ml). Certifique-se de fazer uma pausa no fluxo da bomba antes da solução de comutação para evitar bolhas de entrar no tubo. </li><li> Decapitar o rato e extrair o cérebro fixo e colocá-la directamente para um frasco de vidro contendo PFA a 4% durante pelo menos 2 horas a 4 ° C. <ol><li> Para extrair o cérebro, utilizar tesouras e pinças para cortar através da pele para expor o crânio. Cuidadosamente quebrar o op crânioPT entre os olhos, e chip fora pequenos pedaços do mesmo para expor o cérebro subjacente. </li><li> Retire cuidadosamente o cérebro e pós expostos corrigi-lo com PFA 4% para mais 2 horas antes de prosseguir para vibratome seccionamento. </li></ol></li></ol> 4. Seccionamento cérebro usando um Vibratome <ol><li> Lavar o cérebro fixo 3 vezes com PBS arrefecido. Usando uma lâmina de barbear afiada, remover o bolbo olfactivo (a menos que esta região está sob investigação) e cortar transversalmente o cérebro em 2 - 3 pedaços de aproximadamente a mesma altura, todos os quais podem ser seccionados em simultâneo, a fim de acelerar o processo. </li><li> Cole as peças de tecido cerebral verticalmente sobre a placa de amostra fixada na bandeja. Certifique-se de que a superfície de corte lisa adere firmemente à placa de amostra e não ficar desalojado durante o processo de corte. Adicionar solução PBS o suficiente na bandeja até a superfície do cérebro inteiro está completamente submerso. É importante manter the peças de cérebro e secções subsequentes totalmente imersa em PBS ao longo deste passo. </li><li> Coloque a bandeja na vibratome, ajustar a velocidade de corte a 0,5 mm / seg, a frequência de corte de 90 Hz, e a espessura de alimentação a 50 um, a fim de se obter 50 mm de espessura. Em seguida, transferir as secções em frascos de vidro de 20 ml contendo solução de crioprotector (40% de PBS, 30% de etileno-glicol e 30% de glicerol) utilizando um pincel fino. Armazenar os tubos a -20 ° C até à sua utilização. Alternativamente, manter as secções em PBS para o rastreio imediato tal como descrito nas etapas seguintes. </li></ol> 5. Secção de triagem para a presença de placas Metoxi-X04-manchadas <ol><li> Com o auxílio de um cérebro de rato atlas estereotáxico 14, secções do cérebro seleccione contendo a região de interesse, por exemplo, o hipocampo CA1 como usado no presente exemplo. Colocar cada secção em um poço numa placa de cultura de 24 poços contendo a solução de agente crioprotector suficientede modo a evitar que as secções de secagem para fora. </li><li> Examine cada seção sucessivamente, para evitar a secagem das secções, utilizando o seguinte procedimento: <ol><li> Adicionar uma gota de PBS para uma lâmina de microscópio com uma pipeta descartável, e colocar a seção sobre a gota. </li><li> Examinar a secção sob um microscópio de fluorescência para identificar regiões que contêm placas de Ap metoxi-X04 rotulados. Nota: metoxi-X04 pode ser facilmente visualizadas utilizando um filtro de fluorescência de raios ultravioleta (UV) (excitação 340-380 nm). </li></ol></li><li> Capturar imagens de regiões de interesse (ROI) no campo luminoso, bem como em modo de fluorescência sem mover a platina do microscópio, uma vez que cada imagem deve mostrar a mesma região em ambos os domínios, a fim de correlacionar a presença das placas directamente à região estrutural de a secção de tecido. </li><li> Salve e nomeie as imagens tiradas de acordo com o número de animais. Também gravar o número poço na placa e no campo das imagens de TAken. Por exemplo, Ex: 9978A1B; número de animais: 9978; Bem número: A1; Campo: Bright. Coloca a secção de volta no bem o seu designado uma vez que a imagem é concluída. Nota: No final, para cada secção examinados, duas imagens são obtidas, uma em campo brilhante e uma outra no campo UV. </li><li> Abra as duas imagens do mesmo ROI (um em campo claro e outro no campo UV) em Imagem J, e usando o plugin MosaicJ, alinhar as bordas das duas imagens e guardar a imagem alinhada e combinados de acordo com o número bem ele veio de. </li><li> Salvar a imagem em uma pasta separada com o número do animal particular. Combine as imagens para identificar e localizar as placas na secção de tecido, e ter uma visão completa de toda a secção nos dois campos diferentes (brilhantes e UV). </li><li> Após o processo de triagem é completada, armazenar as secções examinadas a -20 ° C em uma placa de cultura de 24 poços contendo crioprotector até imunocoloração ou processamento posterior é cArried fora. </li></ol> 6. Pré-incorporação imunocoloração para IBA1 Nota: Execute a marcação para IBA1 em seções livremente flutuantes selecionados, colocando a placa em uma cadeira de balanço movendo-se lentamente à temperatura ambiente. <ol><li> Lavar exaustivamente as secções 3 vezes com aproximadamente 1 mL de PBS, de cada lavagem com duração de 10 min. </li><li> Extingue-se as peroxidases endógenas com 0,3% de peróxido de hidrogénio em solução de PBS durante 10 min. Este passo evita a actividade da peroxidase não-específica, o que é importante para evitar a coloração de fundo. </li><li> Lavar o tecido em PBS 3 vezes durante 10 minutos cada. </li><li> Incubam-se as secções em 0,1% de borohidreto de sódio em solução de PBS durante 30 min. Esta etapa é importante para reduzir quaisquer aldeídos remanescentes do passo de fixação, e é especialmente importante se a acroleína é usado na fixação do tecido. </li><li> Lave o tecido em PBS 3 vezes durante 10 minutos de cada vez e certifique-se de remover todas as bolhas. </li><li> Bloquear as secções durante 1 h.Diferentes anticorpos podem requerer diferentes tempos e soluções de bloqueio. Para IBA1, preparar tampão contendo 10% de soro fetal de bovino, 3% de albumina de soro de bovino, e 0,01% de Triton X-100 em 50 mM Tris-salino tamponado de bloqueio (TBS, pH 7,4). Nota: O passo de bloqueamento é para evitar a ligação não específica do anticorpo primário. A baixa concentração de Triton X-100 permite ligeira permeabilização de membranas para melhor coloração e é baixo o suficiente para preservar a maioria das características ultra-estruturais de tecido sob EM. </li><li> Remover o tampão de bloqueio a partir do tecido, e incubar em solução de anticorpos primários (anticorpo de coelho anti-IBA1, diluiu-se [1: 1000] em tampão de bloqueio) a 4 ° CO / N. </li><li> Lavar 3 vezes em TBS durante 10 min de cada vez. </li><li> Incubar em anticorpo secundário (anticorpo de cabra anti-coelho conjugado com biotina) [1: 200] em TBS 0,05 M durante 90 min. </li><li> Lavar com TBS 5 vezes durante 5 min cada vez. </li><li> Incubar em solução de complexo avidina-biotina (Avidina [1: 100], Biotina [1: 100]) em TBSsolução durante 1 h. </li><li> Lavar com TBS 5 vezes durante 5 min cada vez. </li><li> Revelar a coloração IBA1 com 0,05% de diaminobenzidina (DAB) e 0,015% de peróxido de hidrogénio em TBS durante 8 min. Nota: O tempo de desenvolvimento pode variar de DAB protocolo de protocolo e deve ser determinada pelo exame rapidamente as secções coradas sob um microscópio de luz. Nota: Para IBA1, um deve ser capaz de visualizar claramente os corpos celulares e processos dos microglia manchado de IBA1 em 20X (veja a Figura 2, por exemplo representativo). Seja cauteloso usando DAB, como é um conhecido agente cancerígeno. </li><li> Evitar o excesso de desenvolvimento através da monitorização cuidadosa das seções (como descrito acima) durante esta etapa. Parar a reacção por lavagem das secções em PB refrigeradas 5 vezes, durante 5 min de cada vez. </li></ol> 7. Processamento de Microscopia Eletrônica <ol><li> Preparar a solução de tetróxido de ósmio a 1% em PBS num frasco de vidro. Tetróxido de ósmio é fotossensível; cobrir o gfrasco moça com folha de alumínio para proteger a solução da luz. Seja cautelosa, utilizando tetróxido de ósmio, como é uma substância química muito perigosos. Executar esta e as seguintes etapas dentro de um exaustor. </li><li> Remover o PBS das seções e espalhá-los plana usando um pincel fino. Execute esta etapa um poço de cada vez para manter as seções de secar. Certifique-se de achatar as secções imediatamente antes da adição de tetróxido de ósmio, como quaisquer dobras nas seções irá tornar-se permanente e tentando alisar o tecido pós ósmio fixação só vai quebrar as seções. </li><li> Mergulhar as secções em tetróxido de ósmio durante 30 min à temperatura ambiente, adicionando uma gota de tetróxido de ósmio de uma vez com uma pipeta de transferência, para evitar que as secções de dobragem. Cobrir o poço com uma folha de alumínio para proteger as seções da luz. Nota: Esta etapa corrige os lípidos dentro das seções. O tecido vai aparecer muito escuro depois de ósmio pós-fixação. </li><li> Enquanto que as secções estão em tetro de ósmiohidróxido O, preparar a resina de plástico numa proveta descartável através da mistura de 20 g de componente A e 20 g de componente B, 0,6 g de componente C, e 0,4 g de componente D. Combinar os componentes juntos na ordem acima e misturá-los bem utilizando uma pipeta de 10 ml serológica até se obter uma cor uniforme. </li><li> Transfira a mistura preparados para pratos de alumínio de pesagem. Eles receberão as secções de tecido depois de terem sido desidratadas. </li><li> Desidratar as secções em concentrações crescentes de etanol, durante 2 minutos na seguinte ordem: 35%, 35%, 50%, 70%, 80%, 90%, 100%, 100%, 100%. </li><li> Para remover o etanol residual, imergir as secções de óxido de propileno de 3 vezes durante 2 min de cada vez. Remover os desidratados secções da placa de cultura de 24 poços em 20 ml de frascos de vidro. Sempre utilizar frascos de vidro quando se trabalha com óxido de propileno, uma vez que se dissolve de plástico, e manter cautela, uma vez que é perigoso. </li><li> Use uma ponta de pipeta de vidro dobrada ou um pincel fino para transferir as seções de soluti óxido de propilenona na resina e deixar O / N para a infiltração à TA. Tenha cuidado para não diluir a resina com óxido de propileno. </li><li> Incorporar a secção com a resina de poli-cloro-tri-f luoro-etileno (PCTFE) filmsheets: <ol><li> Colocar os pratos de pesagem de alumínio contendo as amostras em um 50 - 60 ° C forno por 10 - 15 min antes da incorporação das secções em filmsheets PCTFE. </li><li> Ao incorporar secções, trabalhar com um prato de pesagem de alumínio de cada vez. Usando um pincel fino, pinte uma fina camada de resina na folha de filme de uma PCTFE. </li><li> Mover uma seção de tecido de cada vez a partir da pesagem de alumínio prato para a folha de filme PCTFE. Retire o excesso de resina de todo o tecido, tomando cuidado para não perturbá-la. </li><li> Depois de mover todas as secções de um prato de pesagem para a folha de película PCTFE, colocar uma segunda folha PCTFE através da primeira, a criação de um sanduíche de tecido e resina em entre 2 folhas. </li></ol></li><li> Polimerizar a resina em uma incubadora durante 3 dias a 55-60 ° C. </li><li> O material está pronto para corte ultrafinos e exame ultra-estrutural, técnicas especializadas, que são muitas vezes realizados por instalações nucleares do EM. Armazene as amostras entre folhas de filme PCTFE com segurança em RT sem degradação ultra-estrutural. Nota: Os passos subsequentes para ultrafino seccionamento e transmissão exame de microscopia eletrônica são explicadas em um protocolo separado 13. </li></ol>

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</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Este protocolo explica uma abordagem correlativa para a segmentação do núcleo denso placas de Ap com EM. Metoxi-X04 na injeção vivo permite uma rápida seleção de seções do cérebro que contêm placas de Ap em determinadas regiões e camadas de interesse, por exemplo, a CA1 do hipocampo, radiatum estratos, e lacunosum-moleculare. No presente exemplo, metoxi-X04 pré-rastreio foi combinada com pré-incorporação de imunocoloração para IBA1 para estudar como diferentes fenótipos microgliais interagir com sinaps...

Ap a formação de placa amilóide é a principal característica neuropatológica da doença de Alzheimer (AD). No entanto evidência crescente sugere funções importantes do sistema imunitário em 1,2 a progressão da doença. Em particular, os novos dados de estudos pré-clínicos e clínicos estabelecidos disfunção imunológica como piloto principal e contribuinte para a patologia. Com estes resultados, as células imunes centrais e periféricas surgiram como alvos terapêuticos promissores para 3 AD. O protocolo a seguir combina microscopia óptica e eletrônica (EM) para gerar novos insights sobre a relação entre a deposição de placas de Ap e alterações fenotípicas microgliais em AD. Este protocolo permite a rotulagem de placas de Ap em modelos do rato de AD usando na injeção vivo do corante fluorescente metoxi-X04. Metoxi-X04 é um derivado de Vermelho do Congo que pode facilmente atravessar a barreira sangue-cérebro para entrar no parênquima cerebral e ligar folhas β-pregueadas com um elevadoffinity. Uma vez que o corante fluorescente é, ele pode ser utilizado para a detecção in vivo de deposição de placas de Ap com microscopia de dois fotões 4. Uma vez ligado ao Aâ, metoxi-X04 não se dissociam ou redistribuir longe de placas, e que mantém a sua fluorescência ao longo do tempo. É geralmente administrada perifericamente para permitir a imagem não invasiva de dinâmica cerebral 5. A fluorescência também permanece seguinte fixação aldeído, permitindo análises correlativa post-mortem, incluindo a investigação de morte neuronal na vizinhança de Ap placas 6. Este protocolo tira proveito das propriedades de metoxi-X04 para selecionar seções do cérebro de APP SWE / PS1A 246e ratos (APP-PS1; coexpressï¿½ uma mutação dupla na gene APP Lys670Asn / Met671Leu, ea variante presenilina PS1-A264E humana) 7, que exibem Ap placas em regiões específicas de interesse (CA1 do hipocampo, radiatum estratos, e lacunosum-moleculare) Antes da pré-incorporação de imunocoloração com o marcador de microglia ionizado molécula de adaptador se liga a cálcio 1 (IBA1) para visualizar os corpos celulares microgliais e processos com EM. Os ratinhos são dadas injecção intraperitoneal de solução de metoxi-X04, 24 horas antes da fixação do cérebro através de perfusão transcardial. secções cerebrais coronais são obtidos utilizando um vibratome. As secções que contêm a CA1 do hipocampo são rastreadas sob um microscópio fluorescente para a presença de placas de Ap em estratos radiatum e lacunosum-moleculare. Imunocoloração para IBA1, tetróxido de ósmio pós-fixação e inclusão em resina plástica são, então, realizada nas seções selecionadas do cérebro. No final deste protocolo, as seções podem ser arquivados sem mais degradação ultra-estrutural, pronto para corte ultrafinos e exame ultra-estrutural. Importante, as placas ainda são fluorescentes após imunocoloração com anticorpos diferentes, por exemplo IBA1 como no presente protocolo. Eles se tornam mais escuras than sua neurópilo envolvente seguinte tetróxido de ósmio pós-fixação, independentemente da coloração metoxi-X04, que ajuda a identificar com precisão as regiões de interesse, geralmente para baixo a alguns milímetros quadrados, a ser examinado com o microscópio eletrônico de transmissão. Esta abordagem correlativa oferece uma maneira eficiente para identificar as secções específicas do cérebro para examinar a nível ultra-estrutural. Isto é particularmente útil quando se estuda patologia AD cedo, dentro das regiões ou camadas específicas do cérebro que só pode conter algumas placas de Ap, presentes em apenas uma pequena fração dos cortes de tecido. Durante estes tempos em especial, seria ineficiente para usar imunocoloração para Ap (e etiquetagem dupla para outros marcadores celulares, tais como IBA1) em várias secções do cérebro simplesmente para se obter uma pequena fracção que contém placas de Ap no local certo. Além disso, a injecção de ratos ao vivo com metoxi-X04 antes do sacrifício e processamento de tecidos não compromisE é a preservação ultra-estrutural. Métodos alternativos, tais como coloração post mortem com vermelho do Congo, Tioflavina S, tioflavina T ou metoxi-X04 em secções de tecido fixadas requerem diferenciação coloração em etanol, o que faz com 8-11 stress osmótico e interrompe a ultra-estrutura. Vermelho do Congo é também um conhecido cancerígeno humano 12.

<table><tbody><tr><td>Methoxy-X04</td><td>Tocris Bioscience</td><td>4920</td><td>10 mg substrato por comprimido</td></tr><tr><td>Propilenoglicol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>W294004&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dimetilsulfóxido (DMSO)</td> <td>Fisher BioReagents</td><td>BP231-1</td><td>Cuidado: cloreto de</td></tr><tr><td>sódio tóxico NaCl</td><td>Sigma</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de sódio monobásico monohidratado</td><td>Sigma</td><td>S9638</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de sódio dibásico</td><td>Sigma</td><td>S0876</td><td></td></tr><tr><td>Cloridrato de</td><td>Tris Fisher BioReagents</td><td>BP153500</td><td></td></tr><tr><td>Acrolein</td><td>Sigma</td><td>110221</td><td>Cuidado:</td></tr><tr><td>Microscopia Eletrônica</td><td>Granular Paraformaldeído</td> Tóxica Sciences <td>19210</td><td>Cuidado: Papel</td></tr> de Filtro Tóxico Bomba Peristáltica <tr><td></td><td>Fisher</td><td>09-790-14F</td><td></td></tr><tr><td>com Tubulação</td><td>ColeParmer</td><td>cp.78023-00</td><td></td></tr><tr><td>Excel Conjunto de Coleta de Sangue Alado Agulhas 25&nbsp; G</td><td>Becton Dickinson</td><td>367341</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Extrafina</td><td>F.S.T</td><td>11152-10</td><td>Forma da ponta: curvada</td></tr><tr><td>Tesoura</td><td>F.S.T</td><td>14090-09</td><td>Forma da ponta: reta</td></tr><tr><td>Hartman Hemostats</td><td>F.S.T</td><td>13003-10</td><td>Forma da ponta: curva</td></tr><tr><td>Tesoura Cirúrgica</td><td>F.S.T</td><td>14004-16 Forma da</td><td>ponta: reta</td></tr><tr><td>Tesoura de Micro Dissecação</td><td>Loja cirúrgica ROBOZ</td><td>5818</td><td></td></tr><tr><td>Frascos de cintilação de vidro</td><td>Fisher Scientific</td><td>74515-20</td><td></td></tr><tr><td>Micrótomo de lâmina vibratória Leica VT1000 S</td><td>Leica Biosystems&nbsp;</td><td></td><td></td>14047235612</tr><tr><td>lâminas de vibratomo</td><td>Ciências de microscopia eletrônica</td><td>71990</td><td></td></tr><tr><td>Lâminas de microscópio</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>Placas de cultura de tecidos de 24 poços</td><td>Fisher Scientific</td><td>353047</td><td></td></tr><tr><td>Etilenoglicol</td><td>Fisher BioReagentes</td><td>BP230-4</td><td></td></tr><tr><td>Glicerol</td><td>Fisher BioReagentes</td><td>BP229-4</td><td></td></tr><tr><td>Peróxido de hidrogênio, 30%</td> <td>J.T.BAKER</td><td>gato: 2186-01</td><td></td></tr><tr><td>Borohidreto de sódio</td><td>Sigma</td><td>480886</td><td></td></tr><tr><td>Tris HCl</td><td>Fisher</td><td>BP153-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Soro bovino fetal (FBS)</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>F1051</td><td></td></tr><tr><td>Albumina de soro bovino (BSA), fração V</td><td>Thomas Scientific</td><td>C001H24</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>Anti IBA1, Coelho&nbsp;</td><td>WAKO</td><td>019-19741</td><td></td></tr><tr><td>IgG Anti-Coelho de Cabra Jackson</td><td>Immunoresearch</td><td>111066046</td><td></td></tr><tr><td>VECTASTAIN Elite ABC Kit (Padrão)</td><td>Vector Labs</td><td>PK-6100</td><td></td></tr><tr><td>3.3'-Diaminobenzidina tetra-cloridrato (DAB)</td><td>Sigma</td><td>D5905-50TAB</td><td>Cuidado:</td></tr><tr><td>tóxico Tetróxido de ósmio, solução a 4%</td><td>Microscopia Eletrônica Sciences</td><td>19150</td><td>Cuidado:</td></tr><tr><td>tóxico Durcupan&trade; Resina ACM de componente único A</td><td>Sigma</td><td>44611</td><td>Cuidado: Durcupan tóxico</td></tr><tr><td>&trade; Endurecedor de componente único ACM B</td><td>Sigma</td><td>44612</td><td>Cuidado: Durcupan tóxico&</td></tr><tr><td>trade; Plastificante de componente único ACM C</td><td>Sigma</td><td>44613</td><td>Cuidado: Durcupan tóxico</td></tr><tr><td>&trade; Acelerador ACM de componente único D</td><td>Sigma</td><td>44614</td><td>Cuidado: Etanol</td></tr><tr><td>Tóxico</td><td>LesAlcoolsdeComerce</td><td>151-01-15N</td><td></td></tr><tr><td>Óxido de propileno</td><td>Sigma</td><td>110205</td><td>Cuidado: pratos</td>de</tr><tr><td>pesagem de alumínio</td> corrosivos <td>Microscopia Eletrônica Sciences</td><td>70048-01</td><td></td></tr><tr><td>ACLAR&reg; &ndash; Filmes de fluoropolímero</td><td>Microscopia Eletrônica Sciences</td><td>50425</td><td></td></tr><tr><td>Forno/Incubadora</td><td>VWR</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

correlativa luz e microscopia eletrônica para estudar interações microglial com placas de beta-amilóide

Correlative Light and Electron Microscopy to Study Microglial Interactions with &#946;-Amyloid Plaques

Um protocolo detalhado é fornecido aqui para identificar placas amilóides de Ap em secções do cérebro a partir de modelos de rato da doença de Alzheimer antes de pré-incorporação de imunocoloração (especificamente para ionizado molécula de ligação ao cálcio do adaptador 1 (IBA1), uma proteína de ligação de cálcio expresso pela microglia) e processamento do tecido para microscopia eletrônica (EM). Metoxi-X04 é um corante fluorescente que atravessa a barreira sangue-cérebro e selectivamente se liga a folhas p pregueada encontradas no núcleo denso placas de Ap. Injeção dos animais com metoxi-X04 antes do sacrifício e fixação do cérebro permite pré-triagem e seleção das seções do cérebro contendo placas para posterior processamento com manipulações demorados. Isto é particularmente útil quando se estuda patologia AD início dentro de regiões específicas do cérebro ou camadas que podem conter muito poucas placas, presentes em apenas uma pequena fração das seções. processamento pós-mortem de secções de tecido com Vermelho do Congo, Tioflavina S e Thioflavin T (ou mesmo com metoxi-X04) pode rotular folhas beta-pregueada, mas requer extensa clareira com etanol para remover o excesso de corante e esses procedimentos são incompatíveis com a preservação ultra-estrutural. Além disso, seria ineficiente para realizar etiquetagem para Ap (e outros marcadores celulares, tais como IBA1) em todas as secções do cérebro a partir das regiões de interesse, apenas para se obter uma fracção contendo pequenas placas de Ap no local certo. Importante, placas de Ap ainda são visíveis após o processamento do tecido para a EM, permitindo uma identificação precisa das áreas (geralmente para baixo a alguns milímetros quadrados) para examinar ao microscópio eletrônico.

Esta secção ilustra os resultados que podem ser obtidos em diferentes etapas críticas do protocolo. Em particular, os resultados mostram exemplos de seções do cérebro contendo metoxi-X04 placas manchado na região específica e camadas de interesse: o CA1 do hipocampo, radiatum estratos, e lacunosum-moleculare. As placas e organização regional / lamelar do hipocampo são sucessivamente visualizadas utilizando uma combinação de filtros UV e de campo brilhante (Figura 1). As ...

Este artigo descreve um protocolo para a visualização de placas amilóides de Ap em modelos de rato da doença de Alzheimer utilizando metoxi-X04, que atravessa a barreira sangue-cérebro e selectivamente se liga a p-pregueadas folhas encontradas no núcleo denso placas de Ap. Ele permite pré-triagem de secções de tecido contendo placas antes de imunocoloração e processamento para microscopia eletrônica.

Correlativa Luz e Microscopia Eletrônica para estudar interações Microglial com placas de beta-amilóide

A detailed protocol is provided here to identify amyloid A&#946; plaques in brain sections from Alzheimer&#39;s disease mouse models before pre-embedding ...

O objetivo geral deste procedimento é identificar placas de beta-amiloides em cortes cerebrais de modelos murinos da doença de Alzheimer antes da imunomarcação pré-inclusão e do processamento tecidual para microscopia eletrônica. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área da neuroimunologia, como a interação da célula microglial com a sinapse próxima a placas de beta-amiloides. A principal vantagem desta técnica é que ela permite triar previamente cortes de tecido cerebral contendo placas de beta-amiloides nas regiões e camadas de interesse.Embora este método possa ser aplicado à doença de Alzheimer, ele também pode ser aplicado a quaisquer outras doenças ou tecidos onde haja amiloidose. Primeiro, prepare uma solução de cinco miligramas por mililitro do composto methoxy X04. Usando uma balança microanalítica, pese cinco miligramas do methoxy X04.Sob uma capela de exaustão, dissolva o X04 metoxilado em 100 microlitros de DMSO e agite até obter uma solução clara e esverdeada. Adicione sucessivamente 450 microlitros de propilenoglicol e 450 microlitros de solução salina tamponada com fosfato, sob agitação. Mantenha a solução em agitação a quatro graus Celsius d

correlative-light-electron-microscopy-to-study-microglial

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Fonte: Bisht, K., et. al. Microscopia de luz e eletrônica correlativa para estudar interações microgliais com placas β-amilóides. J. Vis. Exp. (2016) Este vídeo demonstra a visualização e o mapeamento de placas amilóides marcadas com metoxi-X04 no cérebro de camundongos com doença de Alzheimer seções usando fluorescência e microscopia de campo claro, permitindo a correlação precisa de placas com estruturas anatômicas para estudar a patologia de Alzheimer.

Visualização e mapeamento de placas amilóides marcadas com metoxi-X04 em uma seção do cérebro de camundongo com doença de Alzheimer

Ativação da micróglia e microgliose são respostas fundamentais para a neurodegeneração crónica. Aqui, apresentamos métodos para in vivo, visualização de longo prazo de CX3CR1-GFP + células microgliais da retina por oftalmoscopia confocal, e para limiar e análises morfométricas para identificar e quantificar a sua activação. Monitoramos alterações microgliais durante estágios iniciais de glaucoma relacionada com a idade.

In Vivo Dinâmica da Retinal microglia Ativação Durante Neurodegeneration: confocal oftalmoscópico Imagem e morfometria celular no mouse Glaucoma

Um método é descrito pelo qual nanopartículas de pontos quânticos (QD) podem ser usadas para estudos imunocitoquímicos correlativos de tecido de patologia humana embebido em epóxi. Empregamos QDs conjugados com fragmentos de anticorpos comerciais que são visualizados por microscopia de luz de fluorescência de campo amplo e microscopia eletrônica de transmissão.

Correlativa luz e de Microscopia Eletrônica Usando Quantum Dot Nanopartículas

Este manuscrito descreve um procedimento para controlar a remodelação do cerebrovasculature durante amyloid acúmulo de placa in vivo utilizando microscopia de dois fótons longitudinal. Uma preparação crânio-diluídos permite a visualização de corantes fluorescentes para avaliar a progressão do dano vascular cerebral num modelo de rato da doença de Alzheimer.

Longitudinal<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagens do Cerebrovasculature: Relevância para doenças do SNC

Desenvolvemos uma metodologia para 3D quantitativa na modelagem silico (q3DISM) de amilóide cerebral-β (Aâ) fagocitose por fagócitos mononucleares em modelos de roedores da doença de Alzheimer. Este método pode ser generalizado para a quantificação de praticamente qualquer evento fagocítica in vivo.

3D quantitativa In Silico Modelagem (q3DISM) de beta-amilóide cerebral fagocitose em modelos de roedores da doença de Alzheimer

Deposição de amiloide é uma marca registrada de diferentes doenças e aflige muitos órgãos diferentes. Este artigo descreve a aplicação da fluorescência luminescent oligothiophene conjugados coloração em combinação com técnicas de microscopia de fluorescência. Este método de coloração representa uma poderosa ferramenta para detecção e exploração de agregados de proteínas em configurações clínicas e científicas.

Imagem de tecidos amiloides manchado com Luminescent Oligothiophenes conjugados por hiperespectrais Confocal imagem de vida de fluorescência e microscopia

Imagem molecular com laser assistida por matriz baseada em ionização/dessorção de imagem espectrometria de massa (MALDI-IMS) permite o mapeamento simultâneo de vários analitos em amostras biológicas. Aqui, apresentamos um protocolo para a detecção e visualização da proteína β amiloide nos tecidos do cérebro de doença de Alzheimer e amostras de Angiopatia amiloide cerebral usando MALDI-IMS.

Visualização dos depósitos β amiloide no cérebro humano com Matrix-assisted Laser dessorção/ionização de imagem espectrometria de massa

O objetivo do presente protocolo é fornecer um sistema celular que Replica a formação do alfa-synuclein agrega na vivo. Inclusões intracelulares alfa-synuclein são semeados nos neurônios primários pela internalização e propagação de exógeno administrado agregados nativo associado microssomas alfa-synuclein, isolados de ratos transgênicos doentes alfa-synuclein.

Administração exógena de agregados de microssomas associados alfa-synuclein para os neurônios primários como um modelo de célula poderosos de formação de fibrilas

Apresentamos aqui um protocolo sobre como preparar culturas primárias de células gliais, astrócitos e micróglias de córtices de ratos para imagens de vídeo de lapso de tempo de Ca2+ intracelular para pesquisa sobre fisiopatologia da esclerose lateral amiotrófica no modelo de rato hSOD1G93A .

Culturas Primárias de Astrócitos de Rato e Microglia e Seu Uso no Estudo da Esclerose Lateral Amiotrófica

Este artigo demonstra um método para visualizar e quantificar a motilidade e o contato da microglia com pontos pós-sinápticos na retina usando microscopia confocal de disco giratório.

Imagem ao vivo e caracterização da dinâmica da microglia e interações com sinapses na retina murina doente

Aprenda a identificar placas de beta-amilóide em modelos de Alzheimer usando methoxy-X04 para pré-triagem de tecido cerebral antes da imunomarcação e microscopia eletrônica. Este método facilita o estudo das interações microgliais com sinapses próximas às placas.

Correlativa Luz e Microscopia Eletrônica para estudar interações Microglial com placas de beta-amilóide

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