Name: Um método de montagem versátil para Long Term Imagens de Desenvolvimento Zebrafish (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 55 s
Description: Aprenda um método versátil de montagem para imagens de longo prazo de embriões de zebrafish, permitindo o desenvolvimento normal da região posterior do corpo. Esta técnica facilita a observação detalhada dos comportamentos celulares durante a morfogênese em biologia do desenvolvimento.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Estelle Hirsinger: Financiamento básico do Institut Pasteur e da Agence Nationale de la Recherche (ANR-10-BLAN-121801 DEVPROCESS). Estelle Hirsinger é do Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS). Benjamin Steventon foi financiado pela Agence Nationale de la Recherche (ANR-10-BLAN-121801 DEVPROCESS), depois uma bolsa Roux (Institut Pasteur) e depois uma bolsa AFM-Téléthon (número 16829). Ele agora é apoiado por uma bolsa Wellcome Trust / Royal Society Sir Henry Dale.

1. Preparação de Soluções e puxou vidro Needle <ol><li> Adicione uma solução de estoque de 25x tricaina (3-amino éster de etilo do ácido benzóico, também chamado de acetato de 3-aminobenzoato de metilo) a 4 mg / mL em Tris 20 mM, pH 8,8 e trazer esta solução é a pH 7. alíquota, de 4 ml e armazenar a -20 ° C. NOTA: O tricaina anestésico actua preferencialmente nos canais de sódio dependentes da voltagem neurais bloqueando assim espasmos musculares e movimento 6. </li><li> Adicione uma solução de trabalho de tricaina a uma concentração final de 0,17 mg / mL em meio de embrião E3. 7 NOTA: Faça o tricaina solução de trabalho de improviso como o pH desta solução deriva. </li><li> Dissolve-se o de agarose de baixo ponto de fusão até uma concentração final de 1,5% em meio de embrião E3, em um tubo de 50 ml por aquecimento da solução em um forno de microondas. Deixe que esta solução se equilibrar a 42 - 45 ° C em qualquer um banho de água ou de bancada incubadora. Se preparando grandes pratos para verticaisluz folhas de imagem (passo 4), faça um adicional de 25 mL de 1% de fusão padrão de agarose em meio embrião E3. </li><li> Use o vidro de borosilicato com capilares de filamentos com dimensões de OD 1,20 mm, 0,69 mm ID, comprimento 10 mm. </li><li> Se capilares são puxados sobre o tipo de aquecimento-filamento extrator de agulhas descrito na Tabela de equipamentos e reagentes, use as seguintes configurações: Calor 600, Pull 120, Velocity 50, Tempo 225, Pressão 500. Com um par de fórceps afiadas, ruptura a agulha apenas após o ponto em que se flexiona para criar uma agulha limpa e nítida para orientar os embriões e removendo o excesso de agarose. Um micro-bisturi também pode ser utilizado para remover o excesso de agarose. </li></ol> 2. Incorporação de embriões para Invertido ou Microscopia Vertical <ol><li> Levantar os embriões até o estágio adequado em meio embrião E3. 7 </li><li> Na fase necessária, embriões dechorionate com um par de fórceps afiadas debaixo de uma dissecção binocularmicroscópio ting. </li><li> Incubar os embriões dechorionated para, pelo menos, 5 minutos na solução de trabalho tricaina. </li><li> Uma vez que a solução de agarose fundida foi arrefecida até 45 ° C, utilizar uma pipeta de Pasteur de vidro para transferir o embrião dechorionated directamente para o tubo de 50 ml com transferência mínima de meio E3. </li><li> Remover embrião em conjunto com cerca de 1 ml de meio de montagem e adicionar aprox. 100 ul de meio de montagem em conjunto com o embrião ao círculo central de uma placa de Petri com fundo de vidro com 35 milímetros de micropoços de 10 mm. </li><li> À medida que o meio de montagem é a criação, mover o embrião para a borda do círculo de agarose com a cauda virada para fora (Figura 1A). Usar a agulha capilar para manter o embrião na orientação lateral desejada até que o gel é completamente definido. Para a imagem desenvolvimento corporal posterior, ter o cuidado de orientar o embrião de uma orientação que de lateral possível. Assim, manter o embrião nesta posição por adjustmen cuidadosasst com a agulha capilar. NOTA: Múltiplos embriões podem ser adicionados ao prato de montagem neste ponto, se necessário. Se este for o caso, a transferência da agarose de baixa fusão no primeiro prato e adicionar os embriões para o centro da gota de agarose. Em seguida, empurrar os embriões para as extremidades do anel de vidro e orientação para a posição desejada. Até seis embriões pode ser montado desta maneira antes da agarose torna-se solidificou. </li></ol> 3. remoção do excesso de agarose em torno do corpo Posterior NOTA: Esta seção descreve o procedimento pelo qual agarose é removido da região em torno do corpo posterior. No caso do alongamento do corpo posterior, é importante para garantir que a cauda podem crescer-out normalmente. Ao remover a agarose após o embrião tenha sido completamente incluídos por agarose, o embrião é deixado fechado pela região da cabeça e aproximadamente metade do saco vitelino. <ol><li> Uma vez que a queda de agarose definiu, inundar o petri dish com a solução de trabalho tricaina. </li><li> Sob um microscópio de dissecação binocular com uma base de luz de transmissão, ajustar a posição do espelho e o ângulo de luz incidente de tal forma que o contraste forte permite que os cortes na agarose para ser visto claramente por meio da operação. </li><li> Para executar corte 1 (Figura 1), utilizar a agulha capilar ou o micro-bisturi para cortar a meio caminho de agarose ao longo da gema, a partir de uma posição imediatamente posterior ao campo do coração formando para a posição de somito 5 (a 5 th somite anterior). </li><li> Inicie o corte inicial adjacente ao coração formando como mostrado, e a forma total através da agarose ao vidro. </li><li> Mantenha o capilar ou micro-escalpelo nas profundezas da agarose, e, lentamente, viu cima e para baixo, enquanto começando a fazer um longo corte sobre o embrião como mostra a Figura 1. Cortar o mais perto do embrião quanto possível, sem perfurar o embrião ou gema. </li><li> Em seguida, fazer cortes 2 e 3 (Figura 1 </strong&gt;), A partir da posição contra o embrião e com o corte indo todo o caminho até o fundo de vidro prato. Adicione corte 2, de modo que é tangencial aos primeiros 5 somitos, permitindo dorsalward desdobramento completo do corpo posterior. Adicione cortar 3 a um ângulo de 90 ° com a superfície da gema e a partir da HEARTFIELD. NOTA: o corte de agarose até que a extremidade do círculo de vidro (como se mostra na Figura 1) auxiliares na remoção da agarose como um bloco completo (passo 3.6). No entanto, isso não é necessário. </li><li> Começando na intersecção dos cortes 1 e 3, fazer um corte diagonal lento no final do corte 2 enquanto levanta-se lentamente para cima, a fim de desalojar o quadrado de agarose em torno do corpo posterior. Notas: Em alguns casos, este será lançado em um bloco e a conclusão da operação de uma só vez. Em outros, pode levar várias tentativas para dis-lodge toda a agarose em torno do embrião. </li><li> Com um par de pinças cortantes, remover o b desalojadomechas de agarose a partir do meio do embrião. Para ajudar neste processo, movimentar as peças de agarose para o lado do prato e usar a parede da placa de Petri como suporte de elevação enquanto os pedaços de agarose. </li></ol><img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/55210/55210fig1.jpg" /> Figura 1: Diagrama de montagem set-ups. (A) O diagrama mostra a posição do embrião montado no interior do anel central de vidro numa placa de Petri. À direita é um zumbido do embrião com cada corte sucessivo através do circunda agarose mostrado com linhas vermelhas dottted. (B) Os embriões montados é diagramado em vista lateral exibindo a facilidade de acesso para ambos os objetivos invertidos e verticais. (C) A digram semelhante mostrando como os embriões podem ser montado para imagiologia folha de luz vertical set-ups. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55210/55210fig1large.jpg" target="_blank">Por favor cl</a>ick aqui para ver uma versão maior desta figura. <ol start="9"><li> Se espasmos musculares não está completamente bloqueada nesse ponto, adicionar gotas de tricaina a partir da solução stock de 4 mg / ml, pH 7. </li></ol> 4. Montagem de embriões para Luz folhas Vertical Microscopia NOTA: Esta é uma variação do método descrito acima, que permite o acesso de múltiplos objetivos para geração de imagens de amostras por SPIM verticalmente orientada. A ideia subjacente a esta variação é a de elevar a amostra ligeiramente maior do que o fundo do recipiente, para permitir o fácil acesso de dois objectivos de imagem. <ol><li> Antes da amostra de montagem, um revestimento 100 milímetros placa de petri de plástico com 1% de agarose em forma E3 a uma altura de 5 mm e deixar solidificar. </li><li> Colocar uma gota de 1 ml de agarose de baixo ponto de fusão para o centro do prato e deixar solidificar. </li><li> embriões incorporar em agarose de baixo ponto de fusão como no ponto 2. No entanto, este tempo, retire o embrião a partir do tubo de 50 mlde agarose com uma queda menor de solução (0,5 ml) e colocar esta pequena gota no topo de 1 ml a cair no centro do prato. </li><li> Usar a agulha capilar para colocar o embrião no centro da pequena gota e manter a sua orientação correcta até gel é definido. </li><li> Inundar o prato com solução de trabalho tricaina e remover o excesso de agarose, como na seção 3, mas sem cortar a almofada de 1% de agarose padrão. </li></ol>

<ol><li>Graeden, E., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+Imaging+of+the+Zebrafish+Embryonic+Brain+by+Confocal+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Live Imaging of the Zebrafish Embryonic Brain by Confocal Microscopy.</a> J Vis Exp. (26), e1-e2 (2009).</li>
<li>Delaune, E. A., François, P., Shih, N. P., Amacher, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-Cell-Resolution+Imaging+of+the+Impact+of+Notch+Signaling+and+Mitosis+on+Segmentation+Clock+Dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Single-Cell-Resolution Imaging of the Impact of Notch Signaling and Mitosis on Segmentation Clock Dynamics.</a> Dev Cell. 23 (5), 995-1005 (2012).</li>
<li>Lawton, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulated+tissue+fluidity+steers+zebrafish+body+elongation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Regulated tissue fluidity steers zebrafish body elongation.</a> Development. 140 (3), 573-582 (2013).</li>
<li>Dray, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell-Fibronectin+Interactions+Propel+Vertebrate+Trunk+Elongation+via+Tissue+Mechanics%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell-Fibronectin Interactions Propel Vertebrate Trunk Elongation via Tissue Mechanics.</a> Curr Biol. 23 (14), 1335-1341 (2013).</li>
<li>Steventon, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Species+tailoured+contribution+of+volumetric+growth+and+tissue+convergence+to+posterior+body+elongation+in+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Species tailoured contribution of volumetric growth and tissue convergence to posterior body elongation in vertebrates.</a> Development. 143, 1732-1741 (2016).</li>
<li>Attili, S., Hughes, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthetic+Tricaine+Acts+Preferentially+on+Neural+Voltage-Gated+Sodium+Channels+and+Fails+to+Block+Directly+Evoked+Muscle+Contraction%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Anaesthetic Tricaine Acts Preferentially on Neural Voltage-Gated Sodium Channels and Fails to Block Directly Evoked Muscle Contraction.</a> PLoS ONE. 9 (8), 103751-103756 (2014).</li>
<li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="https://zfin.org/zf_info/zfbook/zfbk.html">The Zebrafish Book, 5th Edition; A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio)</a>. , University of Oregon Press. Eugene. Paperback (2007).</li>
<li>Schröter, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+zebrafish+somitogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Dynamics of zebrafish somitogenesis.</a> Dev Dyn. 237 (3), 545-553 (2008).</li>
<li>Megason, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+toto+imaging+of+embryogenesis+with+confocal+time-lapse+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol+%28Clifton%2C+N.J.%29%22%5BJournal%5D)">In toto imaging of embryogenesis with confocal time-lapse microscopy.</a> Methods Mol Biol (Clifton, N.J.). 546, Chapter 19 317-332 (2009).</li>
<li>Sugiyama, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Illuminating+cell-cycle+progression+in+the+developing+zebrafish+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Illuminating cell-cycle progression in the developing zebrafish embryo.</a> PNAS. 106 (49), 20812-20817 (2009).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Esta técnica de montagem permite que embriões que permanecer estática durante a transferência para o microscópio e mais experimentos com imagens de lapso de tempo de longo prazo destinadas a seguinte alongamento do corpo posterior em várias escalas de comprimento. Além disso, é versátil na medida em que permite a imagem em microscopia invertida na vertical e fixados-ups, e uma sugestão é feita para como isto pode ser ainda adaptado para SPIM orientada verticalmente. Um passo essencial no pre...

Posterior alongamento corpo é um processo essencial do desenvolvimento embrionário em que o embrião se estende de modo a formar uma grande parte do eixo do corpo. É um exemplo de um processo morfogenético complexo, através da qual vários comportamentos de células agir coordenadamente para gerar a morfogénese no nível de tecidos individuais. Estas deformações tecido diferencial, em seguida, actuar em conjunto para gerar o alongamento do corpo posterior em todo o nível da estrutura. Para entender como esses processos são controlados e coordenados durante o desenvolvimento, que deve ser capaz de seguir esses processos em múltiplas escalas (ou seja, no nível de moléculas, células, populações de células e tecidos) e relacionar esta diretamente para a morfogênese de toda a estrutura . embriões de peixe-zebra são ideais para imagiologia alongamento posterior do corpo como a sua transparência óptica e pequeno tamanho permite a aplicação de luz de imagens minimamente invasiva abordagens bem adequado para live imagiologia. 1 Isto foi evidenciado por uma série de publicações recentes que lançaram luz sobre o desenvolvimento corporal posterior ao nível de moléculas, 2 células individuais, 3 e inter-tecidos comportamentos, 4, bem como ao nível da população celular e órgão inteiro. 5 técnicas de imagem avançadas, como confocal, microscopia multi-fotão e microscopia de iluminação avião seletiva (SPIM) estão permitindo que a imagem a longo prazo dos processos de desenvolvimento, com efeitos de toxicidade luz e foto-branqueamento diminuiu. técnicas robustas para a montagem de amostras vivas são necessárias para atingir três objectivos: 1) um apoio suficiente para manter as amostras na orientação correcta, durante a transferência para o microscópio e durante a aquisição, 2) liberdade de movimento suficiente da amostra para permitir a excrescência de a região do corpo posterior sem afectar a sua devel normaisvolvimento, e, finalmente, 3) um certo grau de versatilidade do método de montagem para permitir a imagiologia em diversas imagem set-ups. Este protocolo apresenta uma técnica de montagem para a imagiologia do desenvolvimento do peixe-zebra D. rerio. Esta técnica envolve a montagem de embriões de tal forma que as regiões da cabeça e do saco vitelino são quase inteiramente incluídas na agarose, deixando região do corpo posterior para alongar e desenvolver normalmente. Como tal, também é um método adequado para a imagiologia de longo prazo de outras regiões do corpo em desenvolvimento como a agarose permite imagiologia por meio de técnicas de imagiologia de luz padrão. Este protocolo demonstra a montagem de embriões em uma orientação lateral, embora também seja possível a montagem em orientações embriões alternativos. Ela vai mostrar ainda mais como adaptar o método para configurações de microscopia na vertical, invertida e verticais de luz folhas.

<table><tbody><tr><td><forte>CONSUMÍVEIS</forte></td>Pratos com fundo de vidro Mattek P35-1.5-10-C Placa de Petri de 35 mm, micropoço de <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>10 mm. Vidro de cobertura nº 1.5</td></tr><tr><td>Capilares para agulhas de injeção</td><td>&nbsp; Sutter&nbsp;</td><td>BF 120-94-10</td><td>Usamos vidro de orosilicato com filamento, OD 1,20 mm, ID 0,94 mm, comprimento 10 cm. No entanto, as agulhas de filamento não são necessárias e a maioria das agulhas padrão de injeção deve funcionar.</td></tr><tr><td>Micro-bisturi</td><td>Feather</td><td>P-715</td><td>Micro Feather bisturi oftálmico</td></tr><tr><td></td><td></td> descartável com cabo de plástico<td>Pipetas Pasteur</td><td>230 mm de comprimento</td></tr><tr><td><forte>REAGENTES</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tricaína</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5040</td><td></td></tr><tr><td>Agarose de baixo ponto de fusão</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9414</td><td></td></tr><tr><td>< forte>EQUIPAMENTO</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinça fina&nbsp;</td><td>FINE SCIENCE TOOLS GMBH&nbsp;</td><td>11252-30&nbsp;</td><td>Dumont #5</td></tr><tr><td>Extrator de agulhas&nbsp;</td><td>Sutter&nbsp;</td><td>P97</td><td>Extrator de agulha de filamento</td></tr><tr><td>de aquecimento Microscópio de dissecação binocular</td><td>Leica</td><td>S8 Apo</td><td></td></tr></tbody></table>

um método de montagem versátil para long term imagens de desenvolvimento zebrafish

A Versatile Mounting Method for Long Term Imaging of Zebrafish Development

embriões de peixe-zebra oferecer um sistema experimental ideal para estudar processos morfogenéticos complexas devido à sua facilidade de acessibilidade e transparência óptica. Em particular, o alongamento do corpo posterior é um processo essencial do desenvolvimento embrionário, através da qual múltiplos deformações tecido agir em conjunto para dirigir a formação de uma grande parte do eixo do corpo. A fim de observar esse processo por meio de imagens de lapso de tempo de longo prazo, é necessário utilizar uma técnica de montagem que permite um apoio suficiente para manter amostras na orientação correta durante a transferência para o microscópio e aquisição. Além disso, a montagem também deve proporcionar liberdade suficiente de movimento para a excrescência da região do corpo posterior, sem afectar o seu desenvolvimento normal. Finalmente, deve haver um certo grau de versatilidade do método de montagem para permitir a imagiologia em diversas imagem set-ups. Aqui, apresentamos uma técnica de montagem para a imagiologia do desenvolvimento de posterior elongatio corpon no peixe-zebra D. rerio. Esta técnica envolve a montagem de embriões de tal forma que as regiões da cabeça e do saco vitelino são quase inteiramente incluídas no agarose, deixando de fora região do corpo posterior para alongar e desenvolver normalmente. Vamos mostrar como isso pode ser adaptado para microscopia de luz folhas na vertical, invertida e vertical set-ups. Embora este protocolo centra-se na montagem de embriões para a imagem latente para o corpo posterior, poderia ser facilmente adaptado para a imagem ao vivo de vários aspectos do desenvolvimento do peixe-zebra.

O protocolo descrito acima detalha uma técnica versátil para a montagem de embriões de peixes-zebra para imagiologia de lapso de tempo de longa duração. Um exemplo disto é mostrado na Figura 2A e na animação / vídeo Figura 1. Os embriões foram injectados no estádio de uma célula com o ARNm que codifica a proteína fluorescente photoconvertible kikumeGR. Na fase de 15 somito eles foram montados como descrito acima e trabalhada durante 12 horas em um micros...

Aqui, apresentamos um método de montagem versátil que permite a imagem de lapso de tempo de longo prazo do desenvolvimento posterior do corpo de embriões vivos de peixe-zebra sem perturbar o desenvolvimento normal.

Um método de montagem versátil para Long Term Imagens de Desenvolvimento Zebrafish

Zebrafish embryos offer an ideal experimental system to study complex morphogenetic processes due to their ease of accessibility and optical transparency. ...

O objetivo geral deste método é montar embriões de peixe-zebra para imagens em tempo real, permitindo o crescimento normal da região posterior do corpo. Este método pode ser adaptado para a obtenção de imagens de outras regiões do peixe-zebra em desenvolvimento. Esta técnica ajuda a responder perguntas fundamentais na Biologia do Desenvolvimento, como a forma pela qual os comportamentos individuais das células levam à morfogênese ao nível de tecidos inteiros.A principal vantagem desta técnica é que ela permite o movimento livre do corpo posterior enquanto mantém o embrião na orientação correta. Para começar, adicione agarose de ponto de fusão baixo em meio E3 numa concentração final de 1,5% em um tubo de 50 mililitros e dissolva a agarose aquecendo no micro-ondas. Deixe a solução atingir o equilíbrio entre 42 e 45 graus Celsius em banho-maria ou incubadora de bancada.Após puxar as agulhas de vidro de acordo com o protocolo descrito. Com um par de pinças, quebre a agulha logo após o ponto em que ela se flexiona, para criar uma agulha limpa e afiada para orientar os embriões e remover o excesso de agarose. Eleve os embriões até o estágio apropriado em meio E3.Em seguida, sob um microscópio estereoscópico binocular, utilize um par de pinças finas para descorionar os embriões. Incube os embriões descorniados por pelo menos cinco minutos em solução de tricaina preparada. Em seguida, utilize uma pipeta de Pasteur de vidro para transferir o embrião descorniado com o mínimo de E3 diretamente para o tubo de 50 mililitros contendo agarose a 45 graus Celsius.Remova o embrião junto com aproximadamente um mililitro do agarose de montagem e transfira aproximadamente 100 microlitros do meio com o embrião para o centro de um micropoço de 10 milímetros localizado na base de uma placa de Petri de 35 milímetros com fundo de vidro. Enquanto o meio de montagem estiver solidificando, mova o embrião para a borda do círculo de agarose, com a cauda voltada para fora. Utilize a agulha capilar para posicionar o embrião o mais lateralmente possível, a fim de obter imagens do desenvolvimento da região posterior do corpo.Em seguida, com a micropipeta, mantenha o embrião na orientação lateral desejada até que o gel esteja completamente solidificado. Uma vez que a gota de agarose tenha endurecido, utilize a solução de trabalho de tricaina para inundar a placa de Petri. Depois, sob um microscópio estereoscópico com base de luz transmitida, ajuste a posição do espelho e o ângulo da luz incidente para que o alto contraste permita visualizar claramente os cortes no agarose.Para realizar o corte um, use a agulha capilar ou micro-escalpelo para cortar o agarose com movimento de serra para cima e para baixo, adjacente e no ponto médio do vitelo, logo posterior aos campos cardíacos em formação até o quinto somito anterior, e completamente através do agarose até o vidro. É fundamental garantir que o embrião não seja danificado ao cortar o agarose sobre o saco vitelínico. Em seguida, faça os segundos e terceiros cortes, iniciando em direção ao embrião até o vidro, tangenciais aos cinco primeiros somitos, permitindo o desdobramento dorsal da região posterior do corpo.Em seguida, começando na interseção dos cortes um e três, faça um corte diagonal lento em direção à extremidade do corte três, elevando lentamente para cima a fim de soltar o quadrado de agarose ao redor da região posterior do corpo. Com um par de pinças finas, remova os blocos de agarose soltos do meio embrionário, usando a parede da placa de Petri como apoio ao retirar os pedaços de agarose. Antes da montagem da amostra, use agarose a 1% em E3 para revestir uma placa plástica de 100 milímetros até uma altura de cinco milímetros e deixe solidificar.Em seguida, coloque uma gota de um mililitro de agarose de ponto de fusão baixa no centro do recipiente e deixe também solidificar. Incorpore os embriões na agarose de ponto de fusão baixa conforme demonstrado anteriormente neste vídeo. No entanto, desta vez, remova o embrião do tubo de 50 mililitros de agarose com uma gota menor da solução e coloque essa pequena gota sobre a gota de um mililitro no centro do recipiente.Use a agulha capilar para posicionar o embrião no centro da pequena gota e manter sua orientação correta até que o gel esteja solidificado. Por fim, alague a placa com a solução de trabalho de tricaina e remova o excesso de agarose. Um exemplo de embrião de peixe-zebra injetado com mRNA que codifica a proteína fluorescente fotoconvertível kikumeGR, montado no estágio de 15 somitos e submetido a imagens de lapso de tempo por 12 horas, é mostrado neste vídeo animado.O corpo posterior é deixado livre para se mover e exibe mudanças semelhantes na morfologia, como observado em embriões que se desenvolvem livremente de seu córion em condições normais de cultura. Neste vídeo, embriões foram injetados no estágio de 16 células com mRNA que codifica a histona 2B-RFP, que marca os núcleos, e CAAX-GFP, que marca as membranas celulares. As imagens foram obtidas em um microscópio multiphotônico ereto com uma objetiva de imersão em água de 25X, a partir do estágio de 10 somitos, durante três horas, para visualizar os comportamentos celulares durante a formação da massa caudal.As células podem ser vistas gerando protrusões ativas e movimento direcional enquanto a gema da cauda se forma normalmente. Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em 20 minutos, se feita corretamente. Durante a realização deste procedimento, é importante garantir que o embrião esteja em posição lateral enquanto o gel de agarose está solidificando.Caso contrário, a região de interesse se moverá rapidamente para fora do campo de visão durante a aquisição de imagens. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma compreensão clara de como montar embriões de peixe-zebra para a imagem em tempo real da alongamento do corpo posterior.

a-versatile-mounting-method-for-long-term-imaging-zebrafish

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia do Desenvolvimento

Aqui nós descrevemos um método para a montagem de embriões zebrafish de longo prazo de imagem, de dois fótons de imagem e tecidos de danos técnicas e lapso de tempo de imagem confocal.

Dois fótons axotomia e lapso de tempo de imagem confocal em embriões de peixe-zebra ao vivo

Este artigo descreve um método para montar embriões vivos de peixe-zebra para imagens de longo prazo. Este método é econômico e fácil de executar usando placas de microscopia com fundo de vidro comuns para imagens em microscópio invertido. A montagem é realizada em camadas de agarose em diferentes concentrações.

Montagem em ágar em camadas: Preparando embriões vivos de peixe-zebra para imagens de longo prazo com um microscópio invertido

Este vídeo descreve instruções passo a passo sobre a montagem de embriões vivos de peixe-zebra em placa de 6 poços usando agarose de baixo ponto de fusão. Ele também fornece o processo para adquirir imagens de embriões vivos e analisá-los usando software.

Montagem em ágar: um método básico de montagem de embriões vivos de peixe-zebra para imagens de longo prazo

Processos de desenvolvimento, tais como a proliferação, a modelagem, diferenciação, e a orientação do axónio pode ser facilmente modelada na medula espinal do peixe-zebra. Neste artigo, nós descrevemos um procedimento de montagem para os embriões de peixe-zebra, que otimiza a visualização destes eventos.

Dissecção e montagem lateral de embriões Zebrafish: Análise de Desenvolvimento da Medula Espinhal

O desenvolvimento do peixe-zebra pode ser seguido ao longo de dias com microscopia folha de luz quando os embriões estão embutidos em tubos de polímero opticamente clara com agarose de baixa concentração.

Multicamadas de montagem para longo prazo Microscopia de Luz Folha de Zebrafish

A imagem do comportamento dinâmico de organelas e outras estruturas subcelulares in vivo pode lançar luz sobre sua função em condições fisiológicas e de doença. Aqui, apresentamos métodos para marcar geneticamente duas organelas, centrossomas e mitocôndrias, e imagens de sua dinâmica em embriões vivos de peixe-zebra usando microscopia de campo amplo e confocal.

Imagiologia estruturas celulares no embrião vivo Zebrafish

Desenvolvimento de cílios é vital para a organogênese adequada. Este protocolo descreve um método otimizado para rotular e Visualizar células ciliadas do zebrafish.

Visualização de células Multiciliated no Zebrafish através de um protocolo combinado de toda montagem fluorescente In Situ da hibridação e imunofluorescência

Este artigo descreve um método para montar embriões frágeis do zebrafish para a microscopia confocal prolongada do tempo-lapso. Este método de baixo custo é fácil de executar usando pratos regulares de microscopia com fundo de vidro para imagens em qualquer microscópio invertido. A montagem é realizada em camadas de agarose em diferentes concentrações.

Um método de montagem em camadas para a microscopia confocal de lapso de tempo prolongado de embriões zebrafish inteiros

Este protocolo descreve uma abordagem para rotulagem e imagem multidimensional de zebrafish desenvolvimento precoce dos olhos. Descrevemos rotulagem, incorporação e imagens quadridimensionais (4D) usando microscopia confocal de varredura a laser, e considerações para otimizar a aquisição de conjuntos de dados para dissecção de mecanismos de morfogênese de copo óptico.

Imagem 4-Dimensional da Morfogense da Copa Óptica de Zebrafish

Este protocolo utiliza imagens de lâminas de luz para investigar a função contrátil cardíaca em larvas de peixe-zebra e obter informações sobre mecânica cardíaca por meio de rastreamento celular e análise interativa.

Imagem de folha de luz 4D da contração cardíaca do peixe-zebra

Aprenda um método versátil de montagem para imagens de longo prazo de embriões de zebrafish, permitindo o desenvolvimento normal da região posterior do corpo. Esta técnica facilita a observação detalhada dos comportamentos celulares durante a morfogênese em biologia do desenvolvimento.

Um método de montagem versátil para Long Term Imagens de Desenvolvimento Zebrafish

Explorar mais vídeos