Name: Administração simples e eficaz e visualização de micropartículas no sistema circulatório de peixes pequenos usando injeção de rim (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 28 s
Description: Aprenda a injetar micropartículas fluorescentes no sistema circulatório de peixes adultos por via renal. Esta técnica minimamente invasiva permite visualização intravital em brânquias e medições repetidas de pH sanguíneo in vivo em Danio rerio.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autores grandemente reconhecem a ajuda de Bogdan Osadchiy e Evgenii Protasov (Universidade Estatal de Irkutsk, Rússia) em preparação do protocolo de vídeo. Esta pesquisa foi apoiada pela Fundação de ciência russo (#15-14-10008) e a Fundação russo de pesquisa básica (#15-29-01003).

Todos os procedimentos experimentais foram realizados em conformidade com a directiva da União Europeia 2010/63/UE para experiências em animais e foram aprovados do Animal temas pesquisa Comissão do Instituto de biologia na Universidade Estatal de Irkutsk.
1. fabricação de microcápsulas
Nota: Microcápsulas carregando uma tintura fluorescente são preparadas usando um conjunto de camada por camada de polieletrolitos oposta carregado7,8. Todos os procedimentos foram realizados em temperatura ambiente.
<ol><li>Para sintetizar porosa CaCO3 microcores encerram o corante fluorescente, misture 2 mL da solução de dextran-SNARF-1 (a maioria dos polímeros-limite tintura fluorescente como FITC-BSA pode ser usada) em uma concentração de ~ 2 mg/mL com 0,6 mL cada uma das soluções 1 mol/L de CaCl 2 de e Na2CO3 sob agitação rápida. Nota: Preste atenção as diferentes sensibilidades de corantes fluorescentes para fotobranqueamento; Se for usada uma sonda fluorescente sensíveis à luz (como SNARF-1), a manipulação e armazenamento das micropartículas devem ser realizadas com como pouca luz possível.</li>
	<li>Após 5-10 s de agitação, transferir a suspensão para 2 mL microcentrifuge tubos e centrifugar por 15 s a 10.000-12.000 g de CaCO3 microcores de Pelotas.</li>
	<li>Desprezar o sobrenadante, lave os núcleos com ~ 2 mL de água desionizada e resuspenda o pellet por agitação.</li>
	<li>Repita o procedimento de centrifugação-lavar três vezes no total. Após a última centrifugação, descarte o sobrenadante.</li>
	<li>Incube a microcores por 1 min em um banho ultra-sônico para reduzir a sua agregação. Atenção: Não se esqueça de proteger os ouvidos com fones de ouvido.</li>
	<li>Para depositar a primeira camada polimérica sobre os modelos, resuspenda os núcleos em ~ 2 mL de uma solução de 4 mg/mL de poly(allylamine hydrochloride) (PAH) em 1 mol/L NaCl.<ol>
<li>Mantenha o microcores na solução para ~ 5 min com agitação constante.</li>
		<li>Depois de 15 s de centrifugação, descartar o sobrenadante com a PAH não acoplado. Lave o microcores coberto com água desionizada, pelo menos 3 vezes por meio de centrifugação múltiplas e etapas de lavagem. Após a última centrifugação, descarte o sobrenadante.</li>
		<li>Incube a microcores por 1 min em um banho ultra-sônico para reduzir a sua agregação. Nota: Se o corante fluorescente aplicado é catiônico, começar do poli (4-styrenesulfonate de sódio) (PSS) em 1 mol/L NaCl (consulte a etapa 1.7).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita a etapa 1.6 com ~ 2 mL de uma solução de 4 mg/mL de PSS (também contendo 1 mol/L NaCl) para depositar a segunda camada polimérica dos modelos.</li>
	<li>Repita os passos de 1.6 e 1.7 seis vezes para depositar 12 camadas poliméricas. Nota: Não é aconselhável fazer uma pausa longa (~ 12 h ou mais) no procedimento até ~ 3-5 camadas tenham sido depositadas por CaCO3 microcores sem cobertura tendem a recrystallize. Observe que cobertura PSS provoca uma maior agregação do microcores, e a longa pausa é aconselhável que somente quando PAH ou poli-L-lysine enxertado com polietileno glicol (PEG-PLL-g) é a camada de extrema.</li>
	<li>Incube o microcores coberto em 2 mg/mL PLL-g-PEG (~ 1 mL por microtubo) pelo menos 2 h.<ol>
<li>Lave o microcores de água através de centrifugação sequencial e ressuspensão passos. Após a última centrifugação, descarte o sobrenadante.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para obter microcápsulas ocas, dissolva os CaCO3 modelos, adicionando 2 mL de 0.1 mol/L ácido etilenodiaminotetracético (EDTA) solução ácida (ajustado ao pH 7.1 com NaOH) para o microcores coberto.<ol>
<li>Depois de ~ 5 min de incubação, Centrifugar as microcápsulas para 45 s e descartar o sobrenadante com o EDTA.</li>
		<li>Repita os passos de 1.10 1.10.1 duas vezes.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lave as microcápsulas com 0,9% NaCl três vezes através de centrifugação vários passos dentro de 45 s seguido de etapas de lavagem. Após a última etapa de centrifugação, descarte o sobrenadante. Nota: A solução final microcápsula para injeção deve ser mantida estéril (por exemplo, adicionando a ampicilina, 0,1 mg/mL), e a mídia deve ser biocompatível com o objeto da investigação (mídia isotônica com pH neutro).</li>
	<li>Estime a concentração das microcápsulas preparadas em um hemocytometer sob um microscópio de fluorescência. Tomar uma série de fotos das microcápsulas, medir o diâmetro das sobre cem microcápsulas usando software ImageJ de9 ou equivalente e investigar a distribuição de tamanho usando um histograma.</li>
	<li>Loja a obtidos encapsulado sonda no escuro. Nota: após várias lavagens em estéril 0,9% NaCl, as microcápsulas podem ser armazenadas durante meses a 4 ° C. Não é recomendado a secagem completa das microcápsulas durante o armazenamento.</li>
</ol>2. preparação da óptica de configuração e calibragem de microencapsulados SNARF-1
Nota: Medições de pH áspero com microencapsulados SNARF-1 pode ser feita usando imagens em dois canais de um microscópio fluorescente7, mas neste protocolo um microscópio fluorescente de um canal ligado a um espectrómetro de fibra foi aplicado.
<ol><li>Coloque o conjunto necessário de filtros de fluorescência para o microscópio fluorescente de acordo com as características do corante fluorescente aplicada e acender a lâmpada fluorescente.<ol>
<li>Puxe a alavanca para as oculares. Cuidado: Luz de excesso pode danificar a matriz do espectrômetro. Assim, certifique-se de que a alavanca está no modo "ocular", quando o espectrómetro não é usado.</li>
		<li>Conecte uma extremidade da fibra óptica para o espectrômetro e a outra extremidade a um colimador. Usando adaptadores, coloque o colimador no foco do tubo da câmera ou outra porta disponível do microscópio fluorescente.</li>
		<li>Ligue o espectrômetro. Execute o programa de controle do espectrômetro e preparar o espectrómetro para medições.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para a calibração do lote microcapsule, colocar ~ 5 µ l de suspensão de microcápsula (microcápsulas de ~ 10 000 por µ l em água desionizada) em uma corrediça do microscópio e secar a gota em um lugar escuro (por exemplo, em um termostato a 35 ° C).<ol>
<li>Para calibrar as características espectrais do SNARF-1 microencapsulados, use uma série de buffers com valores diferentes de pH na faixa de 6 ~-9. Deixar ~ 10 µ l de uma reserva para as microcápsulas secas com SNARF-1-dextrano e cubra-o com uma lamela.</li>
		<li>Coloque a lâmina de vidro sobre o palco do microscópio. Localize as microcápsulas usando um objectivo de 40 ×.</li>
		<li>Gire a alavanca do microscópio para a porta da câmara. Registre sua fluorescência com o espectrômetro. Gire a alavanca de volta para as oculares. Nota: Certifique-se de que o sinal espectral está muito além do nível de fundo e certifique-se de que as microcápsulas no campo de visão não estão em uma bolha (alternando para uma baixa ampliação se necessário). Evite iluminação prolongada de microcápsulas as mesmas. SNARF-1 é sensível ao fotobranqueamento.</li>
		<li>Repita a etapa 2.2.3 para diferentes microcápsulas 10 - 15 vezes.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Calcular os rácios de pico de fluorescência (por exemplo, usando o R ou Scilab) para todos os espectros registrados e determinar a linha de regressão entre a proporção mediana (para cada buffer) e pH médio usando a seguinte fórmula: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/57491/57491eq1.jpg"> Nota: SNARF-1 tem um espectro com dois picos correspondentes à emissão do corante protonados e deprotonado e a relação entre os picos é sensível ao pH do meio. Neste estudo, a relação entre a intensidade de fluorescência para 605 e 660 nm é usada. Estes comprimentos de onda são escolhidos dependendo do conjunto de filtro usado. a e b são coeficientes a determinar por regressão não-linear (por exemplo, usando o R). Valores de 0,15 e 1.1 são, respectivamente, os valores mínimos e máximos de eu605/i660 observadas durante a calibração.</li>
	<li>Recolha cerca de 10 µ l de sangue de peixe de aproximadamente 5 animais adultos. Lugar de peixe em um prato de Petri com 1 µ l/mL suspensão de óleo de cravo para a anestesia de água e esperar até que o animal vira de lado e para de responder com pitadas da nadadeira (normalmente ~ 2-3 min). Transfira o peixe em uma lâmina de vidro. Cortar o rabo de peixe com uma lanceta e coletar aproximadamente 2 µ l de sangue de peixe da veia da cauda. Nota: Para evitar a coagulação do sangue, tratar a incisão com heparina (5000 U/mL) e usar microcentrifuga tubos e capilares de vidro heparinizado para coletar o sangue.<ol>
<li>Cerca de 10 µ l de sangue com uma pipeta para a ponta do microeléctrodo de gotejamento e determinar o pH com um medidor de pH.</li>
		<li>Deixar o sangue numa lâmina com microcápsulas secas e registrar a relação entre a intensidade da fluorescência, como descrito para os buffers de calibração (passos 2.2-2.3).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ajuste o coeficiente linear da curva de calibração para fazer a curva coincidir com as medições no sangue (para mais detalhes, consulte Borvinskaya et al . 20175) peixe.</li>
</ol>3. preparação para injeção
<ol><li>Solte a agulha de aço da ponta da caneta de insulina (ou seringa), removendo o plástico com uma lanceta afiada. Nota: Qualquer agulha fina (Ø0.33 mm ou menos) ou capilar de vidro (geralmente Ø1 mm) pode ser preparado para microinjeção de10,11.</li>
	<li>Introduza a agulha no meio do caminho a conta de vidro; rapidamente e suavemente solda-lo usando uma tocha de gás.</li>
	<li>Conectar-se a conta de vidro para o microinjector e nivelá-lo com água estéril, três vezes. Certifique-se de que o líquido flui através da agulha.</li>
	<li>Encha o sistema com água destilada. Nota: Certifique-se de que não há nenhuma bolha no sistema.</li>
</ol>4. injeção
<ol><li>Ressuspender a preparado suspensão de microcápsulas (estéril 0,9% NaCl, ou qualquer outra mídia usada para as injecções, com uma concentração de 0,5 a 6 milhões de microcápsulas por microlitro) usando o banho ultra-sônico por 1 min. Nota: Uma vez que as microcápsulas tendem a precipitar-se, durante a injeção seguinte, agitar o frasco com as microcápsulas mecanicamente (usando um rotor) ou manualmente a cada poucos minutos para ressuspendê-los e evitar sua agregação.</li>
	<li>Coloque o peixe em um prato de Petri com anestésico (0,1 mL/L de óleo de cravo, suspendido na água) ~ 2-3 min. espere até que o peixe vira de lado e para de responder com uma pitada de luz da nadadeira.</li>
	<li>Usando uma colher, transfira o peixe para fora a anestesia e delicadamente, coloque-o sobre uma esponja úmida em uma posição lateral com a cabeça para a esquerda (para uma pessoa destra) ou para a direita (para canhoto).</li>
	<li>Pouco antes da injeção, chupe 1-2mm de ar para o vidro capilar conectado com microinjector. Em seguida, carregá-lo com cerca de 2 µ l das microcápsulas dispersas. Nota: Antes da injeção, a solução da microcápsula deve ser ajustada à temperatura a que os peixes são mantidos.</li>
	<li>Delicadamente, estabilize o corpo do peixe sobre a esponja com a mão não dominante.<ol>
<li>Encontre a linha lateral dos peixes. Mentalmente, selecione um segmento que se estende do opérculo até o fim da cavidade abdominal. Encontre no meio desse segmento. Coloque a agulha 1 mm inferior na direção ventral.</li>
		<li>Com um movimento de raspagem, movimente suavemente o peixe escamas de lado e fazer uma punção. Insira a agulha no corpo em um ângulo de 45° para a superfície da mesa.</li>
		<li>Empurre a agulha em direção a espinha até cuidadosamente descansa contra ela.</li>
		<li>Cerca de 1 µ l de suspensão de microcápsulas de lançamento para o rim e lentamente, retirar a agulha. Nota: Para encontrar o local de punção adequada mais facilmente, é útil para a prática de encontrar o rim do porta-malas por transilluminating os peixes usando uma luz de fundo, como mostrado na Figura 2A e 2B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lave o peixe da cabeça à cauda com um fluxo de água para remover qualquer microcápsulas derramadas no local da injeção.</li>
</ol>5. visualização in Vivo
<ol><li>Use a tesoura de dissecação para remover a tampa da brânquia da cabeça do peixe e DDE das guelras de peixe. Enxague as brânquias com água.</li>
	<li>Usando uma colher, transfira o peixe para uma lâmina de microscópio e colocá-lo no palco do microscópio fluorescente. Nota: Certifique-se que as brânquias dos peixes não secar durante procedimentos sucessivos. Para evitar isso, Umedeça-os periodicamente com água com uma pipeta Pasteur (aproximadamente cada 1-2 min).</li>
	<li>Escurecer o quarto e usando baixa ampliação (x objetivo 10) inspecionar as brânquias para encontrar as microcápsulas fluorescentes. Nota: Quando o procedimento é usado para a introdução de algumas partículas fluorescentes no sistema circulatório de peixes, é recomendável inspecionar brânquias de vários indivíduos para partículas fluorescentes inesperados antes de injeções. Guelras de peixe-zebra selvagem-tipo não tem autofluorescência, mas em alguns casos esporádicas partículas fluorescentes (como pedaços de alimentos ou simbiontes unicelulares) podem estar presentes em suas brânquias. Se necessário, essas partículas podem ser reconhecidas com base na sua forma específica (por exemplo, pedaços de alimentos têm forma irregular, ao contrário de microcápsulas esféricas) ou espectro de fluorescência (i.e., cor).<ol>
<li>Mudar a lente para uma magnitude maior (objectivo × 40) e posicione um microcapsule ou um grupo de microcápsulas no centro do campo de visão.</li>
		<li>Gire a alavanca para a porta com um espectrômetro conectado. Grave o sinal espectral.</li>
		<li>Gire a alavanca de volta para a ocular.</li>
		<li>Repita as medições para diferentes microcápsulas várias vezes.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Transferi os peixes para o aquário com aeração adequada para recuperação. Nota: Com a prática mínima, é possível realizar a injeção e o sinal de gravação a uma taxa aproximada de 2-3 min por peixe. A medição pode ser repetida para um indivíduo várias vezes com o uso de doses repetidas de baixos, inofensivos de anestesia ou outro método de fixação. Para observação a longo prazo, use um sistema com anestesia contínua12.</li>
</ol>

<ol><li>Rivas-Aravena, A., Sandino, A. M., Spencer, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoparticles+and+microparticles+of+polymers+and+polysaccharides+to+administer+fish+vaccines%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Res%22%5BJournal%5D)">Nanoparticles and microparticles of polymers and polysaccharides to administer fish vaccines.</a> Biol. Res. 46 (4), 407-419 (2013).</li>
<li>Yashchenok, A. M., Jose, J., Trochet, P., Sukhorukov, G. B., Gorin, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multifunctional+polyelectrolyte+microcapsules+as+a+contrast+agent+for+photoacoustic+imaging+in+blood%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biophotonics%22%5BJournal%5D)">Multifunctional polyelectrolyte microcapsules as a contrast agent for photoacoustic imaging in blood.</a> J. Biophotonics. 9 (8), 792-799 (2016).</li>
<li>Pugach, E. K., Li, P., White, R., Zon, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retro-orbital+injection+in+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Retro-orbital injection in adult zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (34), e1645(2009).</li>
<li>Gurkov, A., Shchapova, Е, Bedulina, D., Baduev, B., Borvinskaya, E., Timofeyev, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remote+in+vivo+stress+assessment+of+aquatic+animals+with+microencapsulated+biomarkers+for+environmental+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Remote in vivo stress assessment of aquatic animals with microencapsulated biomarkers for environmental monitoring.</a> Sci. Rep. 6, e36427(2016).</li>
<li>Borvinskaya, E., Gurkov, A., Shchapova, E., Baduev, B., Shatilina, Z., Sadovoy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parallel+in+vivo+monitoring+of+pH+in+gill+capillaries+and+muscles+of+fishes+using+microencapsulated+biomarkers%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Open%22%5BJournal%5D)">Parallel in vivo monitoring of pH in gill capillaries and muscles of fishes using microencapsulated biomarkers.</a> Biol. Open. 6 (5), 673-677 (2017).</li>
<li>Diep, C. Q., Davidson, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+cells+directly+into+the+kidney+of+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Transplantation of cells directly into the kidney of adult zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (51), e2725(2011).</li>
<li>Kreft, O., Javier, A. M., Sukhorukov, G. B., Parak, W. J. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2007/jm/b705419j#!divAbstract">Polymer microcapsules as mobile local pH-sensors.</a> J. Mater. Chem. 17 (42), 4471-4476 (2007).</li>
<li>Sadovoy, A., Teh, C., Korzh, V., Escobar, M., Meglinski, I. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.7452/lapl.201210020">Microencapsulated bio-markers for assessment of stress conditions in aquatic organisms in vivo.</a> Laser Phys. Lett. 9 (7), 542-546 (2012).</li>
<li>Ferreira, T., Rasband, W. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerreira%2C+T+%22ImageJ+User+Guide+-+Version+1.44%22">ImageJ User Guide - Version 1.44</a>. , 
 <a target="_blank" href="imagej.nih.gov/ij/docs/guide/ ">imagej.nih.gov/ij/docs/guide/ </a> (2012).</li>
<li>Poland, R. S., Bull, C., Syed, W. A., Bowers, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+brain+microinjection+to+study+molecular+substrates+of+motivated+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Rodent brain microinjection to study molecular substrates of motivated behavior.</a> J. Vis. Exp. (103), e53018(2015).</li>
<li>Liu, L., Duff, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+serial+collection+of+cerebrospinal+fluid+from+the+cisterna+magna+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A technique for serial collection of cerebrospinal fluid from the cisterna magna in mouse.</a> J. Vis. Exp. (21), e960(2008).</li>
<li>Johnston, L., Ball, R. E., Acuff, S., Gaudet, J., Sornborger, A., Lauderdale, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+recording+in+the+brain+of+intact+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological recording in the brain of intact adult zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (81), e51065(2013).</li>
<li>Gerlach, G. F., Schrader, L. N., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+the+adult+zebrafish+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Dissection of the adult zebrafish kidney.</a> J. Vis. Exp. (54), e2839(2011).</li>
<li>McKee, R. A., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+renal+pathology%3A+Emerging+models+of+acute+kidney+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Pathobiol+Rep%22%5BJournal%5D)">Zebrafish renal pathology: Emerging models of acute kidney injury.</a> Curr Pathobiol Rep. 3 (2), 171-181 (2015).</li>
<li>Donath, E., Sukhorukov, G. B., Caruso, F., Davi, S. A., Möhwald, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+hollow+polymer+shells+by+colloid-templated+assembly+of+polyelectrolytes%5BTitle%5D)+AND+%22Angew.+Chem.+Int.+Ed%22%5BJournal%5D)">Novel hollow polymer shells by colloid-templated assembly of polyelectrolytes.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 37 (17), 2201-2205 (1998).</li>
<li>Antipov, A. A., Shchukin, D., Fedutik, Y., Petrov, A. I., Sukhorukov, G. B., Möhwald, H. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S092777570300195X">Carbonate microparticles for hollow polyelectrolyte capsules fabrication.</a> Colloids Surf. A. 224, 175-183 (2003).</li>
<li>Gaponik, N., Radtchenko, I. L., Gerstenberger, M. R., Fedutik, Y. A., Sukhorukov, G. B., Rogach, A. L. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/nl0259333">Labeling of biocompatible polymer microcapsules with near-infrared emitting nanocrystals.</a> Nano Lett. 3 (3), 369-372 (2003).</li>
<li>Volodkin, D. V., Larionova, N. I., Sukhorukov, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+encapsulation+via+porous+CaCO3+microparticles+templating%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Protein encapsulation via porous CaCO3 microparticles templating.</a> Biomacromolecules. 5 (5), 1962-1972 (2004).</li>
<li>Tzaneva, V., Perry, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Time+differential+staining+technique+coupled+with+full+bilateral+gill+denervation+to+study+ionocytes+in+fish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A Time differential staining technique coupled with full bilateral gill denervation to study ionocytes in fish.</a> J. Vis. Exp. (97), e52548(2015).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Para demonstrar a injeção de micropartículas no rim zebrafish, usamos semi-permeável microcápsulas carregadas com um corante indicador. Assim, o protocolo contém instruções para a preparação das microcápsulas usando o assembly de camada por camada de polieletrolitos oposta carregado7,8,15,16,17 ,18 (figu...

A administração de microtamanho de partículas em um organismo animal é uma tarefa importante em áreas como a droga e vacina entrega1, vasculatura visualização2, implantação de célula transgénicos3e implantação minúsculo sensor óptico 4 , 5. no entanto, o procedimento de implantação para microescala partículas dentro do sistema vascular dos animais de laboratório pequeno é difícil, especialmente para os organismos aquáticos delicados. Para amostras de pesquisa populares como zebrafish, aconselha-se que estes procedimentos ser esclarecido usando protocolos de vídeo.
Microinjeções intracardíacos e capilares exigem microcirurgia únicas instalações e pessoal treinado para a entrega de microobjects em sangue de zebrafish. Anteriormente, uma retro-orbital injeção manual3 foi sugerido como um método fácil e eficaz para a administração de células toda. No entanto, em nossa experiência, por causa da pequena área da rede capilar de olho, é preciso muita prática para alcançar o resultado desejado desta técnica.
Aqui, descrevemos um método para implantação de micropartículas robusta e eficiente para o sistema circulatório por injeção manual diretamente no tecido renal de zebrafish adulto, que é rica em capilares e vasos renais. Esta técnica baseia-se no protocolo de vídeo para transplante de células para o zebrafish rim6, mas foram eliminados os passos microcirúrgicos traumáticos e demorados. O método proposto é caracterizado por baixa mortalidade (0-20%) e alta eficiência (70-90% de sucesso) e é fácil de instituir utilizando equipamentos comumente disponíveis.
Uma parte importante do protocolo proposto é a visualização das implantado micropartículas (se eles são colorida ou fluorescente) nos capilares de gill, que permite a verificação da qualidade da injeção, uma áspera avaliação relativa do número de injetados de partículas e a deteção do sinal espectral para medições fisiológicas diretamente do sangue circulante. Como um exemplo das possíveis aplicações da técnica descrita, demonstramos o protocolo para medições em vivo do pH do sangue zebrafish usando uma sonda fluorescente microencapsulada, SNARF-1, originalmente sugerido em Borvinskaya et al. 20175.

<table><tbody><tr><td>SNARF-1-dextran, 70000 MW</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D3304</td><td>Sonda fluorescente. Qualquer outro corante fluorescente ligado a polímero apropriado pode ser usado como enchimento de microcápsula</td></tr><tr><td>Conjugado de isotiocianato de albumina-fluoresceína (FITC-BSA)</td><td>SIGMA</td><td>A9771</td><td>Sonda fluorescente</td></tr><tr><td>Isotiocianato de rodamina B-Dextrano (RITC-dextrano)</td><td>SIGMA</td><td>R9379</td><td>Sonda fluorescente</td></tr><tr><td>Cloreto de cálcio</td><td>SIGMA</td><td>C1016</td><td>CaCO3 formação</td></tr> <tr><td>de modelosCarbonato de sódio</td><td>SIGMA</td><td>S7795</td><td>CaCO3 formação de modelos</td></tr><tr><td>Poli(cloridrato de alilamina), MW 50000 (PAH)</td><td>SIGMA</td><td>283215</td><td>Polímero catiônico</td></tr><tr><td>Poli(4-estirenossulfonato de sódio), MW 70000 (PSS)</td><td>SIGMA</td><td>243051</td><td>Polímero aniônico</td></tr><tr><td>Poli-L-lisina [20 kDa] enxertado com polietilenoglicol [5 kDa], g = 3,0 a 4,5 (PLL-g-PEG)</td><td>SuSoS</td><td>PLL(20)- g[3.5]-PEG(5)</td><td>Polímero final para aumentar a biocompatibilidade de microcápsulas Cloreto de</td></tr><tr><td>sódio</td><td>SIGMA</td><td>S8776</td><td>Para dissolver polímeros aplicados</td></tr><tr><td>Sistema de Purificação de Água</td><td>Millipore</td><td>SIMSV0000</td><td>Para preparar água deionizada</td></tr><tr><td>Agitador magnético</td><td>Stegler</td><td></td><td>Para formação</td></tr> <tr><td>de modelos de CaCO3Eppendorf&nbsp; Pesquisa&nbsp; mais pipeta, 1000 &micro; L</td><td>Eppendorf</td><td></td><td>Soluções de dosagem</td></tr><tr><td>Eppendorf&nbsp; Pesquisa&nbsp; mais pipeta, 10 &micro; L</td><td>Eppendorf</td><td></td><td>Soluções de dosagem Ponteiras de</td></tr><tr><td>pipeta, faixa de volume de 200 a 1000 &micro; L</td><td>F.L. Medical</td><td>28093</td><td>Soluções de dosagem</td></tr><tr><td>Pontas de pipeta, faixa de volume 0.1-10&nbsp; &mu; L</td><td>Eppendorf</td><td>Z640069</td><td>Soluções de dosagem</td></tr><tr><td>Mini-centrífuga Microspin 12,</td><td>BioSan</td><td></td> de alta velocidade <td>Para procedimento de centrifugação-lavagem de microcápsulas</td></tr><tr><td>Tubos de microcentrífuga, 2 mL</td><td>Eppendorf</td><td>Z666513</td><td>Síntese e armazenamento de microcápsulas</td></tr><tr><td>Agitador Intelli-mixer RM-1L</td><td>ELMY Ltd.</td><td></td><td>Para reduzir a agregação de microcápsulas</td></tr><tr>Limpeza <td></td><td></td><td>ultrassônica</td><td>Para reduzir a agregação de microcápsulas</td></tr><tr><td>Fones de ouvido&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Para proteger os ouvidos do ultrassom</td></tr><tr><td>Ácido etilenodiaminotetracético</td><td>SIGMA</td><td>EDS</td><td>Para dissolver os modelos de CaCO3</td></tr><tr><td>Fosfato monossódico</td><td>SIGMA</td><td>S9638</td><td>Preparação de tampões de pH</td></tr><tr><td>Fosfato dissódico</td><td>SIGMA</td><td>S9390</td><td>Preparação de tampões de pH</td></tr><tr><td>Hidróxido de sódio</td><td>SIGMA</td><td>S8045</td><td>Para ajustar o pH da solução de EDTA e tampões</td></tr><tr><td>Câmara do termostato</td><td></td><td></td><td>Para secar microcápsulas em lâmina de vidro</td></tr><tr><td>Hemocitômetro câmara</td><td></td><td></td> de contagem de células sanguíneas <td>Para investigar a distribuição de tamanho e concentração das microcápsulas preparadas</td></tr><tr><td>Microscópio fluorescente Mikmed 2</td><td>LOMO</td><td></td><td>Visualização in vivo de microcápsulas em sangue</td></tr> <tr><td>de peixeConjunto de filtros fluorescentes para SNARF-1 (deve ser escolhido dependendo do modelo do microscópio; o exemplo é fornecido)</td><td>Chroma</td><td>79010</td><td>Visualização de microcápsulas com sondas fluorescentes</td></tr><tr><td>Espectrômetro de fibra QE Pro</td><td>Ocean Optics</td><td></td><td>Calibração de microcápsulas sob microscópio</td></tr><tr><td>Fibra óptica QP400-2-VIS NIR, 400 &mu; m, 2 m</td> Óptica <td></td><td>Oceânica</td><td>Para conectar o espectrômetro com a porta do microscópio</td></tr><tr><td>Colimador F280SMA-A</td><td>Thorlabs</td><td>Para conectar o espectrômetro com a porta do microscópio</td>Lâmina de microscópio de vidro Fisherbrand 12-550-A3 Calibração de microcápsulas sob microscópio Lamínulas, 22 x 22 mm Pérola MS-SLIDCV Calibração de microcápsulas <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>sob microscópio</td></tr><tr><td>Microcapilares de vidro Intra MARK, 10 &micro; L</td><td>Blaubrand</td><td>BR708709</td><td>Para coletar sangue de peixe</td></tr><tr><td>Óleo de cravo</td><td>SIGMA</td><td>C8392</td><td>Anestesia de peixe</td></tr><tr><td>Lanceta nº 11</td><td>Apexmed international B.V.</td><td>P00588</td><td>Para cortar a cauda do peixe e soltar a agulha de aço da ponta do autoinjetor de insulina</td></tr><tr><td>Heparina, 5000 U/mL</td><td>Calbiochem</td><td>L6510-BC</td><td>Para tratar todas as superfícies que entram em contato com o sangue de peixe durante a coleta de sangue de peixe</td></tr><tr><td>Seven 2 Go Pro pH-meter com um microeletrodo</td><td>Mettler Toledo</td><td></td><td>Para determinar o pH do sangue de peixe</td></tr><tr><td>Agulhas de caneta de insulina Micro-Fine Plus, 0,25 x 5 mm</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td></td><td>Para procedimento de injeção. Qualquer agulha fina (&Oslash; 0,33 mm ou menos) é apropriada</td></tr><tr><td>Capilares de vidro, 1 x 75 mm</td><td>Hirschmann Laborger&auml; te GmbH & Co</td><td>9201075</td><td>Para procedimento de injeção</td></tr><tr><td>Tocha</td><td></td><td></td><td>de gás Para soldar agulha de aço ao capilar de vidro</td></tr><tr><td>Microinjetor IM-9B</td><td>NARISHIGE</td><td></td><td>Para dosagem precisa de microcápsulas suspensão Placas de</td></tr><tr><td>Petri, 60 mm x 15 mm, poliestireno</td><td>SIGMA</td><td>P5481</td><td>Para manipulações com peixes sob anestesia</td></tr><tr><td>Colher</td><td></td><td></td> <td>de plásticoPara manipulações com peixes sob anestesia</td></tr><tr><td>Esponja</td><td></td><td></td> úmida <td>Para manipulações com peixes sob anestesia</td></tr><tr><td>Tesoura de dissecção</td><td>Thermo Scientific</td><td>31212</td><td>Para remover a cobertura branquial da cabeça do peixe</td></tr><tr><td>Pipeta Pasteur, 3,5 mL</td><td>MARCA</td><td>Z331767</td><td>Para umedecer as guelras dos peixes</td></tr></tbody></table>

administração simples e eficaz e visualização de micropartículas no sistema circulatório de peixes pequenos usando injeção de rim

Simple and Effective Administration and Visualization of Microparticles in the Circulatory System of Small Fishes Using Kidney Injection

A administração sistémica de tamanho micro partículas em um organismo vivo pode ser aplicada para a visualização da vasculatura, drogas e entrega de vacina, implantação de células transgénicas e pequenos sensores ópticos. No entanto, microinjeções intravenosas em animais de pequenos porte, que são principalmente usados em laboratórios biológicos e veterinários, são muito difíceis e exigem pessoal treinado. Aqui, vamos demonstrar um método robusto e eficiente para a introdução de micropartículas no sistema circulatório do adulto peixe-zebra (Danio rerio) por injeção para o rim de peixe. Para visualizar as micropartículas introduzidas na vasculatura, propomos uma técnica simples de intravital imagem em guelras de peixe. In vivo , monitoramento do zebrafish pH sangue foi realizada utilizando um fluorescente microencapsulado injetado sonda, SNARF-1, para demonstrar uma das possíveis aplicações da técnica descrita. Este artigo fornece uma descrição detalhada do encapsulamento do corante sensíveis ao pH e demonstra os princípios da injeção rápida e visualização das microcápsulas obtidas para in vivo de gravação do sinal fluorescente. O método proposto de injeção é caracterizado por uma taxa de mortalidade baixa (0-20%) e alta eficiência (70-90% de sucesso) e é fácil de instituir utilizando equipamentos comumente disponíveis. Todos os procedimentos descritos podem ser executados em outras espécies de peixes pequenos, tais como guppies e medaka.

Os resultados obtidos vêm de um dos três principais categorias do protocolo apresentado: a formação de micropartículas fluorescentes por encapsulamento de um corante fluorescente (Figura 1), a injeção de rim de microcápsulas com mais visualização no Gill capilares (Figura 2 e 3) e, finalmente, na vivo espectral gravação de fluorescência SNARF-1 para monitorar níveis de pH (<strong class=...

Este artigo demonstra os princípios de uma injeção rápida, minimamente invasiva de micropartículas fluorescentes para a circulatory system de peixes pequenos e a visualização na vivo das micropartículas em sangue de peixe.

Administração simples e eficaz e visualização de micropartículas no sistema circulatório de peixes pequenos usando injeção de rim

The systemic administration of micro-size particles into a living organism can be applied for vasculature visualization, drug and vaccine delivery, ...

O objetivo geral deste procedimento é demonstrar uma técnica para a introdução de micropartículas no sistema circulatório de peixes-zebra adultos por injeção no rim do peixe. As micropartículas introduzidas são visualizadas na vasculatura por uma técnica simples de imagem intravital nas brânquias dos peixes. Este procedimento pode ser usado, por exemplo, para realizar medições repetidas do pH do sangue de peixes in vivo pela introdução de sondas fluorescentes microencapsuladas para pH.Para fazer isso, no primeiro estágio, o corante sensível ao pH SNARF-1 conjugado com dextrano é encapsulado no invólucro de polieletrólito semipermeável usando a abordagem camada por camada. O corante fluorescente é co-precipitado em micronúcleos porosos de carbonato de cálcio, e os núcleos são revestidos com várias camadas de polímeros não biodegradáveis de carga oposta e revestidos com um polímero biocompatível contendo polietilenoglicol. Em seguida, os núcleos de carbonato de cálcio são resolvidos para obter microcápsulas inteiras envolvendo SNARF-1.No segundo estágio da anestesia e fixação do peixe, as microcápsulas preparadas são injetadas diretamente no rim do animal para fornecer corante encapsulado no sistema circulatório do peixe. Em seguida, é necessária uma cirurgia mínima para remover a cobertura branquial e desnudar os capilares das brânquias dos peixes. Em seguida, a visualização das microcápsulas no sangue e o registro do espectro fluorescente podem ser feitos in vivo por microscopia intravital para monitorar o pH do sangue.Quando a injeção foi realizada corretamente, é possível observar microcápsulas fluorescentes nas brânquias dos peixes imediatamente após o procedimento. O espectro de florescência da sonda encapsulada pode ser registrado usando um espectrômetro acoplado a um microscópio fluorescente. O SNARF-1 tem dois picos de emissão, e a razão entre dois comprimentos de onda correspondentes a esses picos pode ser usada para medir o pH.O procedimento proposto permite a entrega de microcápsulas fluorescentes no sistema circulatório de peixes e o monitoramento remoto da fluorescência no sangue de peixes in vivo. No caso de pesquisas fisiológicas, a principal vantagem desse método são as medições repetidas dos parâmetros sanguíneos em pequenos animais de laboratório, que geralmente são difíceis de realizar. Se for usada uma sonda fluorescente sensível à luz, é aconselhável realizar todo o procedimento em uma sala com luz reduzida.Misture dois mililitros de solução de um corante fluorescente ligado a polímero escolhido aqui, SNARF-1-dextrano, com 0,6 mililitro de uma solução molar de cloreto de cálcio e 0,6 mililitro de uma solução molar de carbonato de sódio sob agitação rápida. Nesta etapa, micronúcleos porosos de carbonato de cálcio que envolvem o corante fluorescente são sintetizados. Após cinco, 10 segundos de agitação, transferir a suspensão para microtubos de dois mililitros e centrifugar por 15 segundos para peletizar micronúcleos de carbonato de cálcio.Descarte o sobrenadante, lave os núcleos com cerca de dois mililitros de água deionizada e agite a suspensão. Repita o procedimento de centrifugação e lavagem três vezes. Incubar a suspensão durante um minuto num banho ultrassónico para reduzir a agregação dos micronúcleos.Ressuspenda os micronúcleos de carbonato de cálcio em aproximadamente dois mililitros de uma solução de quatro microgramas por mililitro do polímero catiônico PAH para depositar a primeira camada polimérica nos moldes. Mantenha os micronúcleos na solução de pH por cerca de cinco minutos com agitação constante. Após 15 segundos de centrifugação, rejeitar o sobrenadante com HAP não ligado e lavar os micronúcleos com água três vezes por centrifugação múltipla e por etapas de lavagem.Repita o mesmo procedimento com quatro miligramas por mililitro de solução de polímero aniônico PSS para depositar a segunda camada polimérica nos moldes. Logo antes de adicionar a próxima camada, é aconselhável aplicar um minuto de incubação em banho ultrassônico. Repita sequencialmente a deposição de polímeros catiônicos e aniônicos seis vezes para obter um invólucro de microcápsulas de 12 camadas.Em seguida, incube micronúcleos com conchas na poli-L-lisina enxertada com polietilenoglicol por pelo menos duas horas. Em seguida, lave os micronúcleos cobertos uma vez com água por centrifugação sequencial e ressuspensão. Finalmente, dissolva os moldes de carbonato de cálcio em dois mililitros de solução de EDTA 0,1 molar, ajustada para pH próximo a 7,1, para obter microcápsulas ocas.Rejeitar o sobrenadante após centrifugação de 45 segundos e repetir a lavagem com EDTA duas vezes. Descarte o sobrenadante após centrifugação de 45 segundos e adicione dois mililitros de solução salina. Repita as etapas de centrifugação de lavagem com solução salina três vezes.Investigar a distribuição de tamanho e a concentração das microcápsulas preparadas em um hemocitômetro sob um microscópio fluorescente. Use o ImageJ ou software equivalente para análise de tamanho das partículas. Armazene a sonda encapsulada obtida no escuro.Para preparar o sistema óptico, coloque o conjunto necessário de filtros fluorescentes no microscópio fluorescente de acordo com as características do corante fluorescente aplicado e ligue a lâmpada fluorescente. Puxe a alavanca para as oculares. Conecte a fibra óptica de uma extremidade ao espectrômetro e na outra extremidade a um colimador.Usando adaptadores, toque o colimador no foco do tubo da câmera ou em outra porta disponível do microscópio fluorescente. Para calibração das microcápsulas preparadas, coloque cerca de cinco microlitros da suspensão da microcápsula em uma lâmina de microscópio e seque a gota em local escuro. Ligue o espectrômetro.Execute o programa de controle do espectrômetro e prepare o espectrômetro para medições. Para calibrar as características espectrais do SNARF-1 microencapsulado, use uma série de tampões com pH diferente. Coloque cerca de 10 microlitros de tampão de sódio nas microcápsulas secas com SNARF-1 e cubra-as com uma lamínula.Coloque uma lâmina de vidro no microscópio stage. Localize as microcápsulas usando uma ampliação de cerca de 400. Gire a alavanca do microscópio para a porta da câmera.Registar a fluorescência com o espectrómetro. Certifique-se de que o sinal espectral esteja muito além do nível de fundo e observe que as microcápsulas não estão em uma bolha. Evite a iluminação prolongada das mesmas microcápsulas, pois o SNARF-1 é sensível ao fotobranqueamento.Gire a alavanca de volta para as oculares. Calcular a razão entre a intensidade de fluorescência do SNARF-1 encapsulado no comprimento de onda correspondente aos picos de emissão do corante protonado e desprotonado. Construa uma curva de calibração da dependência da razão com o pH do meio.Colete cerca de 10 microlitros de sangue de peixes sacrificados. Determine seu pH por medidor de pH com um microeletrodo. Em seguida, coloque o sangue na lâmina com microcápsulas secas e registre a proporção da intensidade de fluorescência conforme descrito para tampões de calibração.Como você deve levar em consideração a influência dos componentes sanguíneos na leitura do SNARF-1 encapsulado, ajuste o coeficiente linear da curva de calibração para fazer com que a curva corresponda às medições no sangue de peixe. Para preparar a agulha para a injeção, solte uma agulha de aço da ponta da seringa de insulina, removendo o plástico com uma lanceta afiada. Insira a agulha até a metade no microcapilar de vidro.Solde-o rápida e suavemente com uma tocha a gás. Conecte o microcapilar de vidro ao microinjetor e lave-o com água estéril por três vezes. Certifique-se de que o líquido flui através da agulha.Encha o sistema com água. Certifique-se de que não haja bolhas no sistema. No dia do experimento, tome a suspensão preparada de microcápsulas em solução salina estéril contendo de metade a seis milhões de microcápsulas por microlitro.Ressuspendê-lo pelo banho ultrassônico por um minuto. Durante a injeção seguinte, agite o frasco periodicamente para ressuspender as microcápsulas e evitar sua agregação. Usando uma colher, retire o peixe do anestésico e coloque-o suavemente sobre uma esponja úmida em posição lateral com a cabeça voltada para a esquerda se você for destro ou para a direita se for canhoto.Pouco antes da injeção, aspire um a dois milímetros de ar para o capilar de vidro conectado ao microinjetor. Em seguida, carregue-o com aproximadamente dois microlitros das microcápsulas dispersas. Estabilize suavemente o corpo do peixe na esponja com a mão não dominante.Encontre a linha lateral do peixe. Coloque a agulha um mililitro abaixo do ponto médio de um segmento abdominal da linha lateral. Em seguida, com um movimento de raspagem, mova a escama de peixe para o lado e faça um furo.Insira a agulha no corpo em um ângulo de 45 graus em relação à superfície da mesa. Empurre a agulha em direção à coluna até que ela se encoste cuidadosamente na coluna. Em seguida, libere lentamente cerca de um microlitro da suspensão da microcápsula no rim e retire lentamente a agulha.Lave o peixe da cabeça à cauda com um jato de água para remover as microcápsulas derramadas no local da injeção. Use uma tesoura de dissecação para remover a cobertura branquial da cabeça do peixe e desnudar as guelras dos peixes. Enxágue as guelras com água.Usando uma colher, transfira o peixe para uma lâmina de microscópio e coloque-o no palco de um microscópio fluorescente. Ao realizar os procedimentos a seguir, certifique-se de que as guelras do peixe não sequem. Para fazer isso, umedeça-os periodicamente com água usando uma pipeta Pasteur.Escureça a sala e, usando baixa ampliação, inspecione as brânquias para encontrar microcápsulas fluorescentes. Ao encontrá-lo, mude a lente para uma magnitude maior e posicione-a no centro do campo de visão. Gire a alavanca para a porta com um espectrômetro conectado.Registre o sinal espectral. Gire a alavanca de volta para as oculares. Repita as medições para diferentes microcápsulas várias vezes.Transfira os peixes para o aquário com aeração adequada para recuperação. O procedimento de medição pode ser repetido para um indivíduo por várias vezes com o uso de anestesia repetida ou outro método de fixação. A imagem mostra um exemplo representativo de medições in vivo de sangue de peixe-zebra e hipercapnia por corante fluorescente encapsulado SNARF-1.Em condições de controle, o pH do sangue permanece estável durante quatro horas após a injeção de microcápsulas, enquanto cinco minutos de exposição sob dióxido de carbono elevado causa acidificação do sangue dos peixes. Ao realizar o procedimento, é importante minimizar o estresse animal causado pelo manuseio e cirurgia. Com alguma prática, tanto a injeção quanto o registro do sinal levam em média cerca de dois, três minutos, portanto, este protocolo permite concluir as manipulações antes que o peixe acorde da anestesia leve.Durante o procedimento, certifique-se de que as guelras do peixe estejam sempre umedecidas. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como realizar a implantação simples e eficaz de micropartículas no sistema circulatório de peixes pequenos. Como demonstrado, esta técnica é muito conveniente para registros in vivo repetidos do pH do sangue em peixes-zebra adultos usando microcápsulas preenchidas com uma sonda fluorescente.

simple-effective-administration-visualization-microparticles

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Aqui nós mostramos como fazer retro-orbital injeção em peixe-zebra adulto.

Retro-orbital de injeção no Zebrafish Adulto

Descrevemos uma técnica de microinjecting a aminoglicosídeos, gentamicina, em dois dias pós-fetilization (dpf) larvas de peixe-zebra para induzir lesão renal aguda (IRA). Nós também descrevem um método para montar toda a imunohistoquímica, plástico incorporação e secção de larvas de peixe-zebra para visualizar os danos mediados AKI.

Microinjeções intravenosa de larvas do peixe para o Estudo de lesão renal aguda

O método descrito aqui permite a análise de lapso de tempo de desenvolvimento de órgãos em embriões de peixe-zebra, usando um microscópio de dissecação de fluorescência capazes de realizar seccionamento óptico e estratégias simples de reajuste para corrigir desvio focal e planar.

Análise de Desenvolvimento de rim Zebrafish com imagem Time-lapse Usando um microscópio de dissecação Equipado para Seccionamento Optical

lesões renais decorrentes de nefrotoxinas, que incluem drogas que variam de antibióticos para quimioterápicos, pode resultar em doenças complexas, cuja patogênese permanece incompletamente compreendida. Este protocolo demonstra como peixe-zebra pode ser utilizado para modelar doenças destas condições, que podem ser aplicados para a identificação de medidas renoprotetor.

Nefrotoxina microinjeção no peixe-zebra ao modelo de lesão renal aguda

Este protocolo descreve um método para injetar plasmídeo no rim do rato através da pelve renal para produzir a expressão do transgene especificamente no rim.

Injeção hidrodinâmica pelve Renal para a expressão não-virais de proteínas no rim

Microinjeção de zebrafish embriões e larvas é uma técnica crucial mas desafiador, usada em muitos modelos de zebrafish. Aqui, apresentamos uma gama de ferramentas de microescala para auxiliar na estabilização e orientação do zebrafish para microinjeção e a imagem latente.

Microstructured dispositivos para Microinjection otimizado e imagem latente de larvas de Zebrafish

Apresentamos o uso da microscopia 2-fóton para colocar uma micropipeta no espaço urinário de Bowman em camundongos, combinando 2 técnicas fundamentais da fisiologia renal. Uso da microscopia 2-fóton supera limitações críticas de microscopia convencional para estudos de Fisiologia renal de micropunção.

Micropunção do espaço de Bowman em camundongos facilitada pela microscopia de fóton 2

Este método baseia-se na injeção de 0,5 − 3 μL de solução no tórax de zebrafish adulto. O procedimento entrega eficientemente proteínas e compostos químicos na proximidade do coração de zebrafish sem danificar o órgão. A abordagem é adequada para efeitos de teste de fatores exógenos em vários tecidos do coração.

Injeção intratorácica para o estudo do coração de zebrafish adulto

Um novo método de injeção intraperitoneal (IP) em peixe-zebra adulto é descrito. Ao manusear compostos tóxicos como a doxorrubicina, esse procedimento é mais eficaz do que os dois métodos de IP relatados anteriormente. A técnica foi projetada para ser facilmente adotada por pesquisadores com experiência limitada no modelo de peixe-zebra.

Uma técnica de injeção intraperitoneal em peixe-zebra adulto que minimiza os danos corporais e a mortalidade associada

Aqui, apresentamos um protocolo otimizado e eficaz para a injeção intravenosa de células ou agentes farmacológicos em peixes-zebra adultos, resultando em enxerto celular aprimorado e aumento das taxas de sobrevivência do peixe-zebra tratado.

Injeção intravenosa otimizada em peixe-zebra adulto

Aprenda a injetar micropartículas fluorescentes no sistema circulatório de peixes adultos por via renal. Esta técnica minimamente invasiva permite visualização intravital em brânquias e medições repetidas de pH sanguíneo in vivo em Danio rerio.

Administração simples e eficaz e visualização de micropartículas no sistema circulatório de peixes pequenos usando injeção de rim (Vídeo) | JoVE Journal

Administração simples e eficaz e visualização de micropartículas no sistema circulatório de peixes pequenos usando injeção de rim

Explorar mais vídeos