Name: Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Perfundido Normothermic Ex-Situ em Rato (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-04-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 4 s
Description: Aprenda um modelo de transplante cardíaco heterotópico com preservação normotérmica ex-situ em ratos. Este método simplificado permite testar intervenções farmacológicas e genéticas em corações doadores.

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Este trabalho foi apoiado por uma bolsa B2021-0991 do Chonnam National University Hospital Biomedical Research Institute e NRF-2020R1F1A1073921 da Fundação Nacional de Pesquisa da Coreia

O comitê de ética do Centro de Pesquisa em Animais de Laboratório do Hospital Universitário Nacional de Chonnam (aprovação nº. CNU IACUC - H - 2022-36) aprovou todos os experimentos com animais. Ratos machos da raça Sprague-Dawley (350-450 g), utilizados neste estudo, receberam cuidados de acordo com as orientações para os cuidados e uso dos animais de laboratório. Os ratos foram alojados em salas com temperatura controlada, com ciclo claro-escuro de 12 h, com ração padrão e água disponíveis.
1. Preparo
NOTA: Um único experimentador pode conduzir todos os procedimentos experimentais.
<ol><li>Montar o aparelho de Langendorff, incluindo o oxigenador, a bomba e as linhas de perfusão, antes da cirurgia (Figura 2). Preencher o circuito de perfusão com 20 mL de soro fisiológico e circular até que seja preparado com sangue autólogo. OBS: O objetivo desta etapa é aquecer o circuito extracorpóreo.</li>
	<li>Conecte a linha cardioplégica ao circuito através da torneira conectada à cânula aórtica e prepare a bomba de seringa para a infusão cardioplégica final. NOTA: Garantir a remoção de quaisquer bolhas de ar do circuito de perfusão e da linha cardioplégica.</li>
	<li>Coloque o sensor de temperatura dentro do reservatório onde ficará armazenado o coração doador, mantendo a temperatura do circuito em 37 °C.</li>
	<li>Preparações cirúrgicas<ol><li>Preparar um conjunto separado de micro-instrumentos e materiais estéreis para cada rato doador e receptor.<ol><li>Preparar o conjunto cirúrgico para o doador: par de tesouras cirúrgicas, par de micropinças, pinças pontiagudas de mosquito, suturas de seda 5-0, cotonetes, seringa de 50 mL, linha de perfusão para solução cardioplégica (CPS), bomba de seringa, cateter angiocateter 18 G, um conjunto de cateteres femorais de 5 Fr. e gazes estéreis.</li>
			<li>Preparar o conjunto cirúrgico para o receptor: tesoura microcirúrgica, afastador de ferida, par de micropinças, pinça mosquito, micropinças vasculares, seringa de 1 mL, uma sutura de polipropileno 5-0 e 9-0, suturas de seda 5-0, swabs de algodão e gazes estéreis.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>2. Preservação do coração do doador e coleta de sangue
<ol><li>Induzir anestesia no rato doador com isoflurano (5%) na câmara de anestesia e registrar o peso do rato antes de colocá-lo na mesa cirúrgica.</li>
	<li>Colocar o rato em decúbito dorsal na mesa cirúrgica e administrar anestesia contínua administrando isoflurano a 2%-2,5% com oxigênio a 90% através de um cone nasal.</li>
	<li>Verifique a profundidade da anestesia verificando a falta de resposta ao pinçamento do dedo do pé e a frequência respiratória, que deve estar entre 50-60 por minuto. NOTA: Um nível adequado de anestesia é crucial para evitar estresse e dor desnecessários para o rato doador.</li>
	<li>Aplique lubrificante ocular e raspe a região do púbis até a clavícula, onde será realizada a cirurgia. Limpe a área com uma esfoliação à base de iodo e álcool a 70%.</li>
	<li>Cateterismo<ol><li>Fazer uma incisão abdominal mediana de 7 cm e incisões bilaterais medindo 3 cm do processo xifoide até a clavícula média. Retire a pelagem da região torácica.</li>
		<li>Usando cotonetes, mobilize os órgãos abdominais para o lado esquerdo do abdômen. Isolar a aorta abdominal da fáscia retroperitoneal e dos tecidos adiposos.</li>
		<li>Injetar 1.000 UI de heparina dissolvida em 0,3 mL de solução salina isotônica através da veia cava inferior (VCI) usando uma seringa de 1 mL. Pare qualquer sangramento do orifício da agulha comprimindo suavemente com um cotonete. NOTA: Tenha cuidado com embolia gasosa durante a injeção, pois pode levar à parada cardíaca.</li>
		<li>Inserir um cateter femoral de 5 Fr. na aorta abdominal (Abd. A). Certifique-se de que a ponta do cateter atinja o arco aórtico. Confirme a localização do cateter avaliando o comprimento aproximado da parte inserida do cateter.</li>
	</ol></li>
	<li>Coleta de sangue<ol><li>Coletar cerca de 10 mL de sangue através do cateter inserido no ABD.</li>
		<li>Posteriormente, diluir o sangue de priming com solução salina isotônica até que o volume total atinja 12 mL. Adicionar 5 mg de cefazolina dissolvida em 0,3 ml de solução salina e insulina (20 UI).</li>
	</ol></li>
	<li>Parada cardíaca<ol><li>Conecte a linha de perfusão do CPS previamente preparada ao cateter abdominal e inicie a administração do CPS com a bomba de seringa a uma taxa de 800 mL/h.</li>
		<li>Abra a cavidade torácica a partir do diafragma e corte a VCI próximo ao diafragma para evitar distensão ventricular. Cortar as costelas bilateralmente ao longo da coluna torácica até a entrada torácica. Refletir a parede torácica ventral mobilizada superiormente com pinça de mosquito.</li>
		<li>Remova totalmente o timo utilizando micropinças para visualização do arco aórtico. Aplique leve compressão se as artérias tímicas sangrarem.</li>
	</ol></li>
	<li>Extração<ol><li>Após a administração de todo o CPS, isole o arco aórtico dos tecidos circundantes. Dissecar cuidadosamente logo abaixo da artéria subclávia esquerda.</li>
		<li>Transeccionar as artérias braquiocefálica e carótida comum esquerda em posição distante, deixando os cotos mais longos do arco aórtico de fácil manuseio durante a canulação da aorta. Transeccionar o tronco da artéria pulmonar (AMP) o mais próximo possível da bifurcação. Tenha cuidado para não danificar o apêndice atrial esquerdo.</li>
		<li>Ligadura cuidadosa da veia cava superior (VCS) e VCI com pontos de seda 5-0, evitando a obstrução do átrio direito (AD) e seio coronariano. Cobrir as margens esquerdas do tórax com gaze molhada, colocar o coração sobre ele e retrair suavemente as ligaduras da VCS e da VCI para expor o hilo.</li>
		<li>Ligate as veias pulmonar e ázigos juntamente com uma sutura de seda 5-0. Separe o tecido dorsal à ligadura e extraia o coração. Examine o coração em busca de qualquer lesão. Finalmente, pesar o coração antes da canulação aórtica.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Perfusão ex situ
<ol><li>Canulação e perfusão da aorta<ol><li>Antes da canulação da aorta, substitua o circuito preparado com soro fisiológico pelo priming sanguíneo.</li>
		<li>Insira a cânula aórtica no arco aórtico e fixe-a com uma micropinça temporária. Certifique-se de que a ponta da cânula esteja posicionada na junção braquiocefálica.</li>
		<li>Confirme a posição correta da cânula segurando suavemente a aorta com micropinças.</li>
		<li>Iniciar a perfusão a uma taxa de fluxo de 2-3 mL/min, permitindo que o perfusato vaze do local da canulação para remover quaisquer bolhas de ar.</li>
		<li>Monitore a pressão e a temperatura de perfusão através do sensor conectado ao sistema de monitoração.</li>
		<li>Massageie suavemente o coração com o primeiro e o indicador até que o sangue venoso vaze da artéria pulmonar principal (MPA).</li>
		<li>Fixar a aorta com uma ligadura de seda 1-0 e remover a pinça após verificar todas as configurações (circuito de perfusão, pressão de perfusão, temperatura).</li>
		<li>Uma vez que a ligadura permanente é colocada, certifique-se de que o coração começa a se contrair dentro de alguns segundos e atinge o ritmo normal em 60 s. Uma pressão de perfusão média de 55-65 mmHg com fluxo coronariano de 3-4 mL a 37 °C indica perfusão adequada.</li>
		<li>Coletar 0,15 mL de sangue do reservatório e verificar a gasometria arterial (AGG) no início da perfusão e a cada 20 min após. Monitorar e registrar o pH, pCO 2, pO2, glicose, hematócrito, potássio e lactato durante a perfusão. Após 120 minutos de perfusão, administrar 3 mL de Custodiol através da bomba de seringa a uma taxa de 250 mL/h para parar o coração.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Implantação
<ol><li>Preparação do receptor<ol><li>Iniciar a preparação do receptor 30 minutos antes da cessação da perfusão ex situ .</li>
		<li>Anestesiar o animal receptor utilizando o mesmo método mencionado no passo 2.2.</li>
		<li>Colocar o rato em decúbito dorsal na almofada de aquecimento e introduzir a sonda de temperatura no reto para manter a temperatura corporal a 37 °C.</li>
		<li>Aplique lubrificante ocular, raspe o púbico na área epigástrica e limpe a área com uma esfoliação à base de iodo e álcool 70%.</li>
	</ol></li>
	<li>Medicamentos<ol><li>Injetar 2 mL de soro fisiológico morno por via subcutânea para compensar o líquido perdido durante a cirurgia. Injetar 200 UI de heparina por via subcutânea.</li>
		<li>Administrar profilaxia antibiótica injetando 10 mg/kg de cefazolina dissolvida em 0,3 mL de solução salina por via subcutânea ou intramuscular.</li>
		<li>Administrar o controle da dor injetando 20 mg/kg de diclofenaco por via subcutânea.</li>
	</ol></li>
	<li>Realizar a laparotomia mediana e inserir um afastador para alargar a cavidade abdominal. Mobilize os órgãos abdominais para o lado esquerdo do receptor usando cotonetes para abrir espaço para o procedimento.</li>
	<li>Evite a desidratação envolvendo os órgãos abdominais com gaze quente e molhada. Espalhar intermitentemente soro fisiológico quente com uma seringa de 50 mL durante a cirurgia.</li>
	<li>Utilizando microscópio cirúrgico com aumento de 10x, mobilizar o duodeno e jejuno proximal por dissecção romba com cotonetes para expor o Abd. Prepare o Abd. A e VCI para anastomose e implante sistemático do coração doador, conforme Figura 3 ou métodos previamente documentados15. NOTA: Não separe o Abd.<ol><li>Supondo que a anastomose vascular seja colocada na região infrarrenal, preparar uma porção suficiente da aorta e da VCI para o pinçamento.</li>
		<li>Realizar o preparo rombo usando cotonetes ou pinças serrilhadas afiadas para remover as gorduras e fáscias ao redor dos vasos.</li>
		<li>Coloque ligaduras de seda 5-0 nos ramos mesentéricos e nas faces cranial e caudal dos grandes vasos. Elevar os vasos abdominais e coagular ou ligar os ramos lombares com pontos de seda 5-0. Lembre-se de poupar as artérias e veias testiculares e não apertá-las.</li>
		<li>Utilizar ligaduras para levantar os vasos e posicionar as micropinças nos ramos mesentéricos, laterais caudal e cranial dos grandes vasos para interromper o fluxo sanguíneo no local da anastomose. Desligue a almofada de aquecimento antes de colocar as pinças, pois o aquecimento em excesso pode exacerbar a isquemia dos membros. Certifique-se de ligar a almofada de aquecimento depois de desapertar os vasos para evitar hipotermia.</li>
		<li>Puncionar a aorta com agulha 27G e alongar a incisão com microtesoura até comprimento igual ou ligeiramente maior que a abertura da aorta ascendente doadora (Asc. A), que é de aproximadamente 5 mm.</li>
		<li>Fazer uma incisão longitudinal na VCI da mesma forma que a aortotomia, mas torná-la 3 mm mais próxima da face caudal em relação à incisão da aorta.</li>
		<li>Iniciando as anastomoses, colocamos o coração doador no lado direito do abdome do receptor e anexamos o Doador Asc. A ao Abd. do destinatário A com um ponto simples interrompido (polipropileno 9-0) no canto cranial da incisão longitudinal.</li>
		<li>Mover o coração para o lado esquerdo do abdome receptor e realizar anastomose do ASC do doador. A com o Abd. do destinatário A usando uma sutura de polipropileno 9-0 contínua.</li>
		<li>Fixar a artéria pulmonar doadora na VCI com duas suturas interrompidas (polipropileno 9-0) nos cantos caudal e cranial da incisão longitudinal.</li>
		<li>Realizar a primeira metade da anastomose venosa a partir do lado intraluminal do vaso e completar a segunda metade do lado extraluminal do vaso. Antes de apertar os nós, lave o campo com soro fisiológico para evitar embolia gasosa.</li>
	</ol></li>
	<li>Desarejamento e desaperto<ol><li>Remova a pinça da veia mesentérica primeiro após completar a anastomose para permitir que o lado direito do coração se encha de sangue venoso.</li>
		<li>Remova o ar no circuito coronário e Asc. - A. aplicando perfusão coronariana retrógrada por vários segundos.</li>
		<li>Coloque um pedaço de gaze em ambos os lados dos vasos e retire a pinça caudal e a pinça craniana.</li>
		<li>Aplique uma compressão suave com cotonetes por 1-2 min. Após garantir a hemostasia adequada, remova os swabs e lave as anastomoses com soro fisiológico morno. NOTA: O coração deve começar a bater no primeiro minuto de reperfusão. Se a temperatura corporal do rato receptor estiver abaixo de 35 °C, o ritmo cardíaco se normalizará após a temperatura atingir 36 °C.</li>
	</ol></li>
	<li>Substitua os órgãos abdominais de forma sinuosa e feche as camadas da incisão abdominal com suturas contínuas de polipropileno 5-0.</li>
	<li>Após a cirurgia, colocar o animal anestesiado em uma área limpa sobre uma almofada de aquecimento até que a temperatura corporal atinja 37°C. NOTA: Não inicie os exames pós-operatórios até que a temperatura corporal atinja 37°C. Manter a anestesia com isoflurano a 2-2,5% até o final dos experimentos.</li>
	<li>Monitorar o ECG do coração do doador transplantado por 3 h. Em seguida, excisar o coração sob anestesia profunda para estudos histológicos. NOTA: Confirme a profundidade da anestesia através da falta de reflexo pedal antes de excisar o coração. O procedimento cirúrgico e a monitorização do ECG levam menos de 6 h. O diclofenaco, administrado no perioperatório (passo 4.2.3.), permite o tratamento da dor durante todo o procedimento. O regime de analgesia pode ser ajustado de acordo com as diretrizes institucionais de uso de animais.</li>
</ol>

<ol><li>Langmuur, S. J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+ex-situ+heart+perfusion+with+the+organ+care+system+for+cardiac+transplantation%3A+A+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Normothermic ex-situ heart perfusion with the organ care system for cardiac transplantation: A meta-analysis.</a> Transplantation. 106 (9), 1745-1753 (2022).</li>
<li>Ardehali, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex-vivo+perfusion+of+donor+hearts+for+human+heart+transplantation+%28PROCEED+II%29%3A+a+prospective%2C+open-label%2C+multicentre%2C+randomized+non-inferiority+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomized non-inferiority trial.</a> Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).</li>
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<li>Zhou, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+heart+preservation+with+hypoxic-conditioned+medium-derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells+improves+cardiac+function+in+a+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Research+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Donor heart preservation with hypoxic-conditioned medium-derived from bone marrow mesenchymal stem cells improves cardiac function in a heart transplantation model.</a> Stem Cell Research and Therapy. 12 (1), 5f6(2021).</li>
<li>Messer, S., Large, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resuscitating+heart+transplantation%3A+the+donation+after+circulatory+determined+death+donor.European%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardio-Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Resuscitating heart transplantation: the donation after circulatory determined death donor.European.</a> Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 1-4 (2016).</li>
<li>Trahanas, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Achieving+12+hour+normothermic+ex+situ+heart+perfusion%3A+an+experience+of+40+porcine+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+Journal%22%5BJournal%5D)">Achieving 12 hour normothermic ex situ heart perfusion: an experience of 40 porcine hearts.</a> ASAIO Journal. 62 (4), 470-476 (2016).</li>
<li>Yang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Keeping+donor+hearts+in+completely+beating+status+with+normothermicblood+perfusion+for+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Keeping donor hearts in completely beating status with normothermicblood perfusion for transplants.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 95 (6), 2028-2034 (2013).</li>
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<li>Lu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+ex+vivo+heart+perfusion+combined+with+melatonin+enhances+myocardial+protection+in+rat+donation+after+circulatory+death+hearts+via+inhibiting+NLRP3+inflammasome-mediated+pyroptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cell+and+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Normothermic ex vivo heart perfusion combined with melatonin enhances myocardial protection in rat donation after circulatory death hearts via inhibiting NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 733183(2021).</li>
<li>Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+normothermic+perfusion+in+heart+transplantation%3A+a+review+of+the+TransMedics+Organ+Care+System%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics Organ Care System.</a> Future Cardiology. 18 (1), 5-15 (2022).</li>
<li>Fuchs, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+the+heart+transplant+have+a+future%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cardiothoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Does the heart transplant have a future.</a> European Journal of Cardiothoracic Surgery. 55, i38-i48 (2019).</li>
<li>Pahuja, M., Case, B. C., Molina, E. J., Waksman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+the+FDA%27s+circulatory+system+devices+panel+virtual+meeting+on+the+TransMedics+Organ+Care+System+%28OCS%29+Heart+-+portable+extracorporeal+heart+perfusion+and+monitoring+system%5BTitle%5D)+AND+%22American+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">Overview of the FDA's circulatory system devices panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart - portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system.</a> American Heart Journal. 247, 90-99 (2022).</li>
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<li>Dang Van, S., Brunet, D., Akamkam, A., Decante, B., Guihaire, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+assessment+of+the+donor+heart+during+ex+situ+perfusion%3A+insights+from+pressure-volume+loops+and+surface+echocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visual+Experiments%22%5BJournal%5D)">Functional assessment of the donor heart during ex situ perfusion: insights from pressure-volume loops and surface echocardiography.</a> Journal of Visual Experiments. (188), e63945(2022).</li>
<li>Fu, X., Segiser, A., Carrel, T. P., Tevaearai Stahel, H. T., Most, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+heterotopic+heart+transplantation+model+to+investigate+unloading-induced+myocardial+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cardiovascular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Rat heterotopic heart transplantation model to investigate unloading-induced myocardial remodeling.</a> Frontiers in Cardiovascular Medicine. 3, 34(2016).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Qi, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+evaluation+of+constant+coronary+artery+flow+versus+constant+coronary+perfusion+pressure+during+normothermic+ex-situ+heart+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The evaluation of constant coronary artery flow versus constant coronary perfusion pressure during normothermic ex-situ heart perfusion.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 41 (12), 1738-1750 (2022).</li>
<li>Okahara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+blood+viscosity+estimation+method+based+on+pressure-flow+characteristics+of+an+oxygenator+during+cardiopulmonary+bypass%5BTitle%5D)+AND+%22Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">A novel blood viscosity estimation method based on pressure-flow characteristics of an oxygenator during cardiopulmonary bypass.</a> Artificial Organs. 41 (3), 262-266 (2017).</li>
<li>Quader, M., Torrado, J. F., Mangino, M. J., Toldo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+and+flow+rate+limit+the+optimal+ex-vivo+perfusion+of+the+heart+-+an+experimental+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiothoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Temperature and flow rate limit the optimal ex-vivo perfusion of the heart - an experimental study.</a> Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 180(2020).</li>
</ol>

Os autores não têm conflitos de interesse.

Nosso foco no estabelecimento desse modelo foi replicar o transplante cardíaco humano normotérmico. Os modelos não ejetantes são a técnica comumente preferida para preservar o coração doador em ambiente ex situ16. Embora os modelos de ejeção ofereçam muitas vantagens na avaliação da função cardíaca durante a perfusão ex situ 17, eles não são adequados para modelos de transplante heterotópico. No transplante heterotópico, o coração do doador implantado prec...

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Section 4 of the Protocol was updated from:
4. Implantation
<ol>
	<li>Preparation of recipient
	<ol>
		<li>Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.</li>
		<li>Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.</li>
		<li>Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 &#176;C.</li>
		<li>Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Medications
	<ol>
		<li>Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.</li>
		<li>Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.</li>
		<li>Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.</li>
	<li>Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.</li>
	<li>Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15. 
	NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
	<ol>
		<li>Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.</li>
		<li>Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.</li>
		<li>Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.</li>
		<li>Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Be sure to switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia.</li>
		<li>Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.</li>
		<li>Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.</li>
		<li>Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient&#39;s abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient&#39;s Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.</li>
		<li>Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor&#39;s Asc. A with the recipient&#39;s Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.</li>
		<li>Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.</li>
		<li>Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>De-airing and de-clamping
	<ol>
		<li>Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.</li>
		<li>Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.</li>
		<li>Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.</li>
		<li>Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline. 
		NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat&#39;s body temperature is below 35 &#176;C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 &#176;C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.</li>
</ol>
to:
4. Implantation
<ol>
	<li>Preparation of recipient
	<ol>
		<li>Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.</li>
		<li>Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.</li>
		<li>Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 &#176;C.</li>
		<li>Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Medications
	<ol>
		<li>Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.</li>
		<li>Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.</li>
		<li>Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.</li>
	<li>Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.</li>
	<li>Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15. 
	NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
	<ol>
		<li>Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.</li>
		<li>Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.</li>
		<li>Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.</li>
		<li>Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia. Ensure to switch on the heating pad after de-clamping the vessels to avoid hypothermia.</li>
		<li>Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.</li>
		<li>Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.</li>
		<li>Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient&#39;s abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient&#39;s Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.</li>
		<li>Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor&#39;s Asc. A with the recipient&#39;s Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.</li>
		<li>Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.</li>
		<li>Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>De-airing and de-clamping
	<ol>
		<li>Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.</li>
		<li>Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.</li>
		<li>Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.</li>
		<li>Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline. 
		NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat&#39;s body temperature is below 35 &#176;C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 &#176;C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.</li>
	<li>After the surgery, place the anesthetized animal on a clean area over a heating pad until the body temperature reaches 37&#176;C.&#160; 
	NOTE: Do not initiate the postoperative examinations till the body temperature reaches 37&#176;C. Maintain anesthesia at 2-2.5% isoflurane until the end of the experiments.</li>
	<li>Monitor ECG of the transplanted donor heart for 3 h. Then, excise the heart under deep anesthesia for histological studies. 
	NOTE: Confirm anesthesia depth via lack of pedal reflex before excising the heart. The surgical procedure and the ECG monitoring take less than 6 h. Diclofenac, administered perioperatively (step 4.2.3.), enables pain management for the entire duration of this procedure. The analgesia regimen can be adjusted per the institutional animal use guidelines.</li>
</ol>

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/64954">Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation</a>. The Protocol section was updated.

Erratum: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

O transplante cardíaco continua sendo a única terapia viável para insuficiência cardíaca refratária 1,2,3,4. Apesar do aumento constante do número de pacientes com necessidade de transplante cardíaco, não tem sido observado aumento proporcional na disponibilidade de órgãos doados5. Para abordar essa questão, novas abordagens para a preservação do coração dos doadores têm sido desenvolvidas com o objetivo de melhorar os desafios e aumentar a disponibilidade de doadores 6,7,8,9.
A perfusão cardíaca ex situ normotérmica (PSNE) utilizando máquinas do sistema de cuidados de órgãos (SOO) surgiu como uma intervenção clínica 1,3. Essa técnica tem sido considerada uma alternativa adequada ao método convencional de armazenamento estático refrigerado (SCS) 2,9. A PNSNE reduz efetivamente a duração da isquemia fria, diminui a demanda metabólica e facilita o suprimento nutricional e a oxigenação ideais durante o transporte de órgãos doados10,11. Apesar do claro potencial desse método para melhorar a preservação de órgãos de doadores, sua aplicação clínica e investigação adicional têm sido limitadas pelos altos custos. Portanto, modelos animais pré-clínicos de PNEE são cruciais para identificar os principais desafios técnicos associados a essa técnica12,13. Suínos e ratos são os modelos animais preferidos para estudos pré-clínicos devido àsua tolerância isquêmica9. Embora o modelo suíno seja ideal para pesquisa básica e translacional, ele é limitado por seu alto custo e pela mão de obra intensiva necessária para o cuidado e manutenção. Em contraste, os modelos de ratos são mais baratos e fáceis de manusear14.
Neste estudo, apresentamos um modelo simplificado de PNEAN em ratos, seguido de transplante cardíaco heterotópico, para avaliar o impacto da técnica de preservação na condição do enxerto pós-implante. Esse modelo é simples, econômico e pode ser executado por um único experimentador. A Figura 1 mostra os esquemas do procedimento.

<table><tbody><tr><td>Sistema de evacuação ativa AES</td><td>Smiths medical</td><td>PC-6769-51A</td><td>Utilize CO2 e excesso de isoflurano</td></tr><tr><td>Máquina de anestesia</td><td>Smiths medical</td><td>PC-8801-01A</td><td>Mistura isoflurano e oxiegênio e entrega ao monitor de</td></tr><tr><td>paciente animal B20</td><td>Sistemas médicos GE</td><td>B20</td><td>para observar a pressão e temperatura aórtica média</td></tr> Sistema <tr><td>de monitoramento homeotérmico</td><td>Aparelho Harvard</td><td>55-7020</td><td>Para monitorar e manter a temperatura do animal</td></tr><tr><td>Micro-1 Oxigenador de rato</td><td>Dongguan Kewei instrumentos médicos</td><td>Micro-MO</td><td>Para troca gasosa no circuito langendorff</td></tr><tr><td>Conjunto de introdutor de micropuntura</td><td>COOK medical</td><td>G48007</td><td>para fornecer solução cardioplégica ao arco através da aorta abdominal</td></tr><tr><td>Microscópio</td><td>Amscope</td><td>MU1403</td><td>Para zoom cirúrgico campo (Receptor)</td></tr><tr><td>Lupa cirúrgica</td><td>SurgiTel</td><td>L2S09</td><td>Para zoom campo cirúrgico (Doador)</td></tr><tr><td>Bomba de seringa</td><td>AMP all</td><td>SP-8800</td><td>Para fornecer solução cardioplégica</td></tr><tr><td>Sensor de fluxo transônico Sensor de fluxo transônico</td><td></td><td>ME3PXL-M5</td><td>Sensor de fluxo do circuito de perfusão</td></tr><tr><td>Módulo de fluxo de tubulação transônica</td><td>Sistema de</td><td>aquisição de fluxo</td><td>transônico TS410</td></tr><tr><td>Watson - Bombas Marlow Aparelho</td><td></td><td>Harvard 010.6131.DAO</td><td>Bomba peristáltica usada para recircular perfusato</td></tr><tr><td>WBC-1510A</td><td>JEIO TECH</td><td></td> E03056D <td>Banho de aquecimento</td></tr><tr><td>Ratos Sprague-Dawley</td><td>Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Coréia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Medicamentos</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>BioHAnce Gel Eye Drops</td><td>SENTRIX Cuidados com animais</td><td></td><td>pomadas molhadas para os olhos</td></tr><tr><td>Cefazolina</td><td>JW farmacêutica</td><td></td><td>Para profilaxe</td></tr><tr><td>Custodiol</td><td>DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH</td><td></td><td>Para colheita de coração</td></tr><tr><td>Diclofenaco</td><td>Myungmoon Pharm. Co. Ltd</td><td></td><td>Para controle da dor</td></tr><tr><td>Heparina</td><td>JW farmacêutica</td><td></td><td>Anticoagulante</td></tr><tr><td>Insulina</td><td>JW farmacêutica</td><td>hormon terapia</td>salina <td></td></tr><tr><td></td><td>JW farmacêutica</td><td></td><td>Para terapia de hidratação</td></tr></tbody></table>

modelo de transplante cardíaco heterotópico perfundido normothermic ex-situ em rato

Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

O transplante cardíaco é a terapia mais eficaz para a insuficiência cardíaca terminal. Apesar das melhorias nas abordagens terapêuticas e intervenções, o número de pacientes com insuficiência cardíaca à espera de transplante ainda está aumentando. A técnica de preservação ex situ normotérmica foi estabelecida como um método comparável à técnica convencional de armazenamento estático refrigerado. A principal vantagem dessa técnica é que os corações doados podem ser preservados por até 12 h em uma condição fisiológica. Além disso, essa técnica permite a ressuscitação dos corações doados após a morte circulatória e aplica as intervenções farmacológicas necessárias para melhorar a função do doador após o implante. Numerosos modelos animais foram estabelecidos para melhorar as técnicas normotérmicas de preservação ex situ e eliminar as complicações relacionadas à preservação. Embora os modelos animais de grande porte sejam fáceis de manusear em comparação com os modelos de animais pequenos, é caro e desafiador. Apresentamos um modelo de preservação do coração de doador ex situ normotérmico seguido de transplante abdominal heterotópico. Este modelo é relativamente barato e pode ser realizado por um único experimentador.

A Figura 1 ilustra o desenho experimental utilizado em modelo animal de pequeno porte. A Figura 2 mostra o aparelho de perfusão Langendorff modificado, que inclui um oxigenador animal de pequeno porte. A ordem das anastomoses para implante abdominal heterotópico é apresentada na Figura 3.
A Figura 4 mostra os parâmetros utilizados para avaliar a viabilidade do coração durante...

Apresentamos aqui um protocolo de avaliação de um coração implantado heterotopicamente após preservação ex situ normotérmica no modelo de ratos.

Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Perfundido Normothermic Ex-Situ em Rato

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the ...

Desenvolvemos um modelo para reduzir as complicações associadas à perfusão ex-situ normotérmica e aumentar o tempo seguro de preservação dos corações doados. Comparado aos modelos animais alternativos, este modelo é simples e econômico, podendo ser executado por um único experimentador. Esse modelo pode ser útil para testar a efetividade a longo prazo de intervenções farmacológicas e genéticas em corações doados após transplantes.O procedimento cirúrgico requer habilidade microcirúrgica. O fator-chave para alcançar o sucesso nesse modelo é praticar e focar nas etapas críticas descritas no manuscrito. Para começar, monte o aparelho de Langendorff, incluindo o oxigenador, a bomba e as linhas de perfusão.Encher o circuito de perfusão com 20 mililitros de soro fisiológico e circulá-lo até que seja preparado com sangue autólogo. No rato doador anestesiado, fazer uma incisão abdominal média de 7 centímetros e, em seguida, incisões bilaterais medindo 3 centímetros do processo xifoide até a clavícula média. Retire a pelagem da região torácica.Injetar 1.000 unidades internacionais de heparina dissolvida em 0,3 mililitros de solução salina isotônica através da veia cava inferior usando uma seringa de 1 mililitro Pare qualquer sangramento do orifício da agulha comprimindo-o suavemente com um cotonete. Insira um cateter femoral de 5 French na aorta abdominal. Certifique-se de que a ponta do cateter atinja o arco aórtico e confirme a localização do cateter avaliando o comprimento aproximado da parte inserida do cateter.Coletar cerca de 10 mililitros de sangue através do cateter inserido na aorta abdominal. Conecte a linha de perfusão da solução cardioplégica ao cateter abdominal e inicie a administração da solução cardioplégica com a bomba de seringa a uma taxa de 800 mililitros por hora. Abra a cavidade torácica a partir do diafragma e corte a veia cava inferior próximo ao diafragma para evitar a distensão ventricular.Cortar as costelas bilateralmente ao longo da coluna torácica até a entrada torácica. Refletir a parede torácica ventral mobilizada superiormente com pinça de mosquito. Após a administração de toda a solução cardioplégica, isole o arco aórtico dos tecidos circundantes e disseque-o cuidadosamente logo abaixo da artéria subclávia esquerda.Transeccionar as artérias braquiocefálica e carótida comum esquerda em posição distante, deixando os cotos mais longos do arco aórtico de fácil manuseio durante a canulação da aorta. Em seguida, transeccionar a artéria pulmonar principal o mais próximo possível da bifurcação. Ligadura cuidadosa da veia cava superior e veia cava inferior com pontos de seda 5-0, evitando a obstrução do átrio direito e seio coronariano.Cobrir as margens esquerdas do tórax com gaze molhada, colocar o coração sobre ele e retrair suavemente as ligaduras da veia cava superior e da veia cava inferior para expor o hilo. Ligate as veias pulmonar e ázigos juntamente com uma sutura de seda 5-0. Separe o tecido dorsal à ligadura e extraia o coração.Pese o coração depois de examiná-lo para qualquer lesão. Substitua o circuito preparado com soro fisiológico por priming sanguíneo e inicie a perfusão a uma taxa de fluxo de dois a três mililitros por minuto, permitindo que o perfusato vaze do local da canulação para remover quaisquer bolhas de ar. Depois de colocar a ligadura permanente, certifique-se de que o coração comece a se contrair em poucos segundos e atinja um ritmo normal em 60 segundos.Uma pressão média de perfusão de 55 a 65 milímetros de mercúrio com fluxo coronariano de três a quatro mililitros a 37 graus Celsius indica perfusão adequada. Coletar 0,15 mililitros de sangue do reservatório e verificar a gasometria no início da perfusão e a cada 20 minutos após. Após 120 minutos de perfusão, administrar três mililitros de Custodiol através da bomba de seringa a uma taxa de 250 mililitros por hora para parar o coração.Realizar a laparotomia mediana e inserir um afastador para alargar a cavidade abdominal. Mobilize os órgãos abdominais para o lado esquerdo do receptor usando cotonetes para abrir espaço para o procedimento. Utilizando microscópio cirúrgico com aumento de 10x, mobilizar o duodeno e jejuno proximal por dissecção romba com cotonetes.expor a aorta abdominal e a veia cava inferior. Coloque ligaduras de seda 5-0 nos ramos mesentéricos de ambos os lados cranial e caudal dos grandes vasos. Elevar os vasos abdominais e coagular ou ligar os ramos lombares com pontos de seda 5-0.Lembre-se de poupar as artérias e veias testiculares e não apertá-las. Utilizar ligaduras para levantar os vasos e posicionar as micropinças nos ramos mesentéricos, laterais caudal e cranial dos grandes vasos para interromper o fluxo sanguíneo no local da anastomose. Puncionar a aorta com agulha de calibre 27 e alongar a incisão com microtesoura até comprimento igual ou ligeiramente maior que a abertura da aorta doadora ascendente.Fazer uma incisão longitudinal da veia cava inferior da mesma forma que a aortotomia, mas torná-la três milímetros mais próxima da face caudal em relação à incisão da aorta. Iniciando as anastomoses, colocar o coração do doador no lado direito do abdome do receptor e fixar a aorta ascendente do doador à aorta abdominal do receptor com um simples ponto interrompido no canto cranial da incisão longitudinal. Mover o coração para o lado esquerdo do abdome do receptor e realizar a anastomose da aorta ascendente do doador com a aorta abdominal do receptor, usando uma sutura de polipropileno 9-0 contínua.Fixar a artéria pulmonar doadora na veia cava inferior com duas suturas interrompidas nos cantos caudal e cranial da incisão longitudinal. Após a conclusão da anastomose, retirar a pinça caudal e a pinça craniana. Assegurar hemostasia adequada, substituir os órgãos abdominais de forma sinuosa e fechar as camadas da incisão abdominal com suturas contínuas de polipropileno 5-0.Os parâmetros utilizados para avaliar a viabilidade do coração durante a perfusão ex-situ, como lactato, potássio e pressão média da aorta, são mostrados nesta figura. Aqui, o uso de preservação ex-situ normotérmica reduziu o tempo isquêmico total de seis casos bem-sucedidos para 46,2 mais - menos 4,7 minutos, enquanto o tempo total fora do corpo foi de 166,2 mais - menos 4,7 minutos. A extração do coração do doador e o preparo para perfusão ex-situ e transplante heterotópico necessários foi de 5,8 minutos mais menos 1,3 minutos.A taxa de sucesso global da cirurgia foi de 70% e o tempo médio de anastomose dos seis casos de sucesso foi de 38,4 mais - menos 3,4 minutos. O desempenho eletrofisiológico do coração doador antes da captação e após o implante é apresentado nesta figura. Em todos os experimentos, a frequência cardíaca diminuiu significativamente imediatamente após o implante, mas acabou se recuperando com o tempo.O aspecto macro e microscópico do coração doador antes da preservação ex-situ normotérmica, após a preservação ex-situ normotérmica e após duas horas de implantação heterotópica são mostrados aqui. Ao fazer esse procedimento, é importante colher sangue suficiente para a perfusão, cortar cuidadosamente a aorta sem danificar a parte ascendente e observar de perto os parâmetros fisiológicos durante a preservação. Após esse procedimento, podemos testar a eficácia de novas soluções de preservação e a resposta imune do receptor a métodos de preservação recém-introduzidos.Com a combinação de perfusão ex-situ e transplante heterotópico, podemos investigar novas técnicas através do tempo de preservação alongado e observar o impacto a longo prazo na resposta imune do receptor.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Uma técnica é demonstrada para o procedimento microcirúrgico para transplante heterotópico de corações em camundongos, incluindo métodos simplificados para coleta de doadores e anastomose de vasos receptores.

Um método modificado para heterotópico Rato coração transplante

Há uma escassez de doadores de fígado significativo, e expandiram-se critérios para doadores de fígado. Normotérmica ex vivo fígado perfusão (NEVLP) foi desenvolvido para avaliar e modificar a função do órgão. Este estudo demonstra um modelo do rato de NEVLP e testa a capacidade do peguilado-catalase, para atenuar a lesão hepática de preservação.

Um pequeno modelo Animal de perfusão de fígado normotérmica Ex Vivo

Normotérmica ex situ coração perfusão (ESHP), preserva o coração em um estado semi fisiológico, batendo. Quando executada em um modo de funcionamento, ESHP fornece a oportunidade de realizar avaliações sofisticadas de doador viabilidade de função e de órgão do coração. Aqui, descrevemos nosso método para a avaliação de desempenho do miocárdio durante ESHP.

Normotérmica Ex Situ coração perfusão na modalidade de trabalho: avaliação da função cardíaca e metabolismo

Descrevemos um modelo de transplante de coração abdominal heterotópico em ratos, implicando modificações nas estratégias atuais, que levam a uma abordagem cirúrgica simplificada. Além disso, descrevemos um novo modelo de rejeição pela injeção in-ear de células musculares cardíacas vitais, permitindo novas análises imunológicas de transplante em ratos.

Um modelo imunológico para transplante heterotópico de células cardíacas e cardíacas em ratos

Apresentamos um protocolo para a utilização de um sistema de perfusão normal ex vivo sanguinous para a entrega de terapêutica a um aoentrato cardíaco inteiro em um modelo de transplante de coração heterotópico porcina.

Um Protocolo de Transplante de Coração Heterotópico Porcino para Entrega de Terapêutica a um Aoenxerto Cardíaco

No presente protocolo, um modelo de transplante cardíaco em camundongos é utilizado para investigar o mecanismo de rejeição do enxerto cardíaco. Neste modelo heterotópico de transplante cardíaco, a eficiência da operação é melhorada, e a sobrevida dos enxertos cardíacos é garantida por uma anastomose cervical término-terminal do implante cardíaco usando uma técnica de Cuff modificada.

Técnica de Cuff Modificada para Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Cervical:

O protocolo descreve um modelo de doação pós-morte circulatória de animais de grande porte (suínos), seguido de perfusão regional normotérmica toracoabdominal, que simula de perto o cenário clínico do transplante cardíaco e tem o potencial de facilitar estudos e estratégias terapêuticas.

Modelo de Doação em Animais de Grande Porte após Morte Circulatória e Perfusão Regional Normotérmica para Avaliação Cardíaca

Este estudo demonstra uma técnica reprodutível de transplante cardíaco abdominal heterotópico em ratos que iniciantes podem aprender e executar. Além disso, um novo modelo de regurgitação aórtica em ratos é gerado pela realização de transplante cardíaco abdominal heterotópico e lesão da valva aórtica do doador usando fio-guia após a coleta.

Transplante Cardíaco Heterotópico Abdominal Modificado e um Novo Modelo de Regurgitação Aórtica em Ratos

Um sistema normotérmico ex vivo de perfusão hepática (NEVLP) foi criado para fígados de camundongos. Este sistema requer experiência em microcirurgia, mas permite resultados reprodutíveis de perfusão. A capacidade de utilizar fígados de camundongos facilita a investigação de vias moleculares para identificar novos aditivos de perfusato e permite a execução de experimentos focados no reparo de órgãos.

Perfusão de máquina hepática normotérmica ex vivo em camundongos

O protocolo aqui descrito descreve um modelo de transplante cardíaco suíno de alta fidelidade após doação após morte circulatória utilizando perfusão ex vivo do aloenxerto.

Um modelo suíno de alta fidelidade de transplante cardíaco ortotópico após doação após morte circulatória

Aprenda um modelo de transplante cardíaco heterotópico com preservação normotérmica ex-situ em ratos. Este método simplificado permite testar intervenções farmacológicas e genéticas em corações doadores.

Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Perfundido Normothermic Ex-Situ em Rato

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