复合管理 I

Lab Animal Research
 

Overview

来源: 凯斯图尔特, RVT, RLATG, CMAR;瓦莱丽. 施罗德, RVT, RLATG。圣母大学, 在

由于许多研究方案要求将某种物质注射到动物体内, 因此必须准确地确定运送的路线和物质的数量。有几条管理路线在老鼠和老鼠可利用。要使用的路线取决于要注入的物质的几个因素: 溶液的 pH 值、所需剂量所需的体积和溶液的粘度。如果某种物质管理不当, 可能会发生严重的组织损伤。此视频针对最常用的注入路线的各种约束方法和技术细节进行了查看.

Cite this Video

JoVE Science Education Database. 实验动物研究精要. 复合管理 I. JoVE, Cambridge, MA, (2017).

Principles

在生物医学研究中使用的许多测试化合物都是不具备商业价值的新型物质, 因此适当的物质准备是至关重要的。必须解决的基本问题的不育, 粘度和生理相容性的配方的测试化合物和中-或 vehicle-in, 它是解散/暂停。一个剂量的解决方案, 无论是给定的肠或肠, 必须在生理学上缓冲, 以适当的 pH 值的化合物是适当的吸收和防止组织损伤。溶液的粘度可能是注射路线的决定因素。一种物质太厚了, 不能通过小规格针, 需要为通常使用的注射地点在鼠标可能需要重新制定口头管理。所有要注入肠的溶液必须是无菌的, 以防止将病原体引入动物体内。 1

注射针的选择依据的是管理路线、溶液的粘度和动物的大小。一般情况下, 应选择最小的可管理解决方案;这通常是22-30 口径的鼠标和20-25 口径的老鼠。被选择的注射器再是最小的可能以正确的毕业需要准确药量。 23, 4

有几种肠道注射的途径。对于本视频的目的, 最常用的路线 (皮下 [平方], 腹腔 [IP], 静脉注射 [IV] 和肌注 [IM]) 进行了讨论。其他的注射技术, 如皮内 (ID), 颅内, 心腔, 脚注射, 经鼻, 并通过逆行眶丛静脉, 是覆盖在不同的视频.

化合物的吸收率根据路线而变化。IV 路线将物质直接放置在血液中, 消除吸收所需的任何时间。由于肌肉组织内的血管数量之多, 我被注入的物质迅速被吸收。虽然一个 IP 注射被认为是肠外管理, 吸收机制实际上更类似于口服剂量。皮下注射是一种管理大量液体的简便方法。吸收率比其他路线慢, 提供了持续的效果。路由选择是实验协议的重要组成部分。 4

皮下管理将材料放置在皮肤层和肌肉之间-通过提升皮肤来创建一个虚拟空间。这使得更大体积的安全注射, 因为液体被慢慢吸收, 多余的液体通过肾脏迅速排出。这避免了液体超载和肺水肿, 这可能导致大量的静脉输液。选择的针应该是最小的大小可能允许的材料的黏度注射, 一般是一个22-30 针的小鼠和22-25 针的大鼠。注射量范围从0.1 毫升到0.5 毫升的小鼠, 和0.1 毫升到1.0 毫升的老鼠, 每个注射网站.

IP 路由通常用于啮齿类动物, 因为它可用于传递比 IV 或 IM 路由更大的容量。然而, 被管理的材料的吸收比 IM 或 IV 路线是明显地慢。用这种方法管理的物质被认为在进入血液之前会受到肝脏的新陈代谢。 5 再次, 选择的针应该是最小的大小可能允许的材料的黏度注射, 一般是一个22-30 针的小鼠和22-25 针的大鼠。对于小鼠, 注射量范围从0.05 毫升到1.0 毫升每注射根据大小的鼠标。对于大鼠, 该范围是0.1 毫升到1.5 毫升每个注射网站.

IM 注射剂, 虽然通常用于较大的动物, 在小鼠和大鼠中有极小的用途由于他们的小肌肉大量。不当或反复注射肌肉会导致神经损伤, 导致瘫痪或肌肉坏死。选择的针应该是最小的大小可能允许的粘度的材料注入, 一般27-30 计。对于小鼠, 注射量范围从0.01 毫升到最大0.05 和 #160; 毫升臀肌的注射部位。腓肠肌的注射量最多可达0.05 毫升。相比之下, 大鼠注射量的范围从0.01 毫升到每注射部位的臀肌最多0.3 毫升。腓肠肌的注射量最多可达0.1 毫升.

IV 注射液是最有效的药物管理途径, 因为它被立即引入循环系统。然而, 在小鼠的静脉注射剂量不足的容器, 它的用处是有限的。如果需要反复静脉用药, 应考虑使用血管通路端口或其他专用剂量设备, 以造福动物。选择的针应该是最小的大小可能允许的粘度的材料注入, 一般27-30 计。根据鼠标的大小, 注塑体积范围从0.05 毫升到每注射0.5 毫升.

测量针 (g) 注塑容积 (ml) SC 22 和 #8211; 30 0.1 和 #8211; 1.5 22 和 #8211; 25 0.1 和 #8211; 3.0 IP ,
路由 鼠标
针规 (g) 注入音量 (ml)
22 和 #8211; 30 0.05 和 #8211; 1.0 20 和 #8211; 25 0.1 和 #8211; 1.5
IM 27 和 #8211; 30 0.01 & #8211; 0.05 (臀/腓肠肌) 25 和 #8211; 27 0.01-0. 3 (臀)

0.01-0 (腓肠肌)
IV 1 和 #8211; 27 30. 05 和 #8211; 0.5 22 和 #8211; 25 0.05 和 #8211; 4.0

表1。适当的针规和注射量范围为小鼠和大鼠根据路线。

Procedure

1. 皮下注射

  1. 通过 one-handed 限制保持手动限制鼠标。一旦掌握, 允许鼠标休息在一个表或其他安全的表面。一定要避免对鼠标的身体施加压力.
  2. 将手的脚跟放在桌子上, 以避免对鼠标的不适当的重量, 可以损害呼吸。小鼠也可以在商业装置中加以克制。对老鼠来说, 最好使用商用的约束装置.
  3. 抓住皮肤, 向上拉, 创建一个帐篷的皮肤。如果使用限制装置, 钳可能需要抓住皮肤通过插槽的顶部.
  4. 插入与脊柱平行的针头, 在帐篷的皮肤褶皱的底部定向远离头部。将针头从头部直接移开, 以避免刺穿头骨的可能性, 因为头骨的小鼠骨非常薄。大鼠有背头的倾向, 这可能导致注射被放置到颈部肌肉.
  5. 将针锥向上插入以允许柔和的滑入皮肤。注意, 针插入手指下面, 抓住皮肤。为了提高注射生物物品的安全性, 用镊子抓住皮肤, 从而消除针刺伤的可能性.
  6. 拉回柱塞以检查是否正确放置。如果空气被抽入注射器, 它表明针的尖端没有被安置在皮肤之下, 并且将需要被撤出和重新定位。如果有背部压力时, 柱塞被拉回, 它表明适当的位置, 针, 和注射可以继续.
  7. 以稳定的运动缓慢注入物质。为了防止注射物品的丢失, 在注射后暂停, 轻微地转动针在皮肤之下, 并且捏皮肤在射入站点, 当提取针时.

Figure 1
图1。小鼠皮下注射.

2. 腹腔注射

  1. one-handed 的人工约束方法用于小鼠的注射技术。调整手, 使其定位到足够高的颈部, 以防止鼠标转向.
  2. 抓住拇指和食指之间颈部颈背的松弛皮肤.
  3. 通过将松弛的皮肤固定在第二、第三和第四手指和拇指的底座之间, 或者将尾巴放在第三和第四手指之间来稳定后部.
  4. 在 rat 中的 IP 注入需要两个人, 一个用于抑制鼠, 另一个用于执行注射。
    1. 使用索引和中间的手指在颈部的两侧和背面的手掌上抓住鼠肩。拇指和第三和第四手指应环绕胸部, 以防止向前或向后运动。手指在颈部两侧的位置防止老鼠转动它的头.
    2. 抬起老鼠, 把它打开, 露出腹腹部.
    3. 稳定后部, 抓住脚和尾巴, 使它们远离身体.
  5. 将鼠标置于腹部, 确保它朝上.
  6. 倾斜的动物与头部指向向下约30和 #176; 角度, 使肠道向前下降.
  7. 注入地标如下所示:
    1. 要注入的区域与位于臀部顶端 (从侧面到侧面) 的 cranially 的假想线接壤.
    2. 中线是内侧的边界, 被认为是在相反方向生长的毛发相遇的地方。在无毛动物中, 中线延伸成一条直线, 从剑到肛门.
    3. 侧边框是从臀部顶端到男性包皮的线, 从臀部的顶端到女性的奶头.
    4. 这为安全注入提供了一个三角形区域.
  8. 在地标内注入一篇文章
    1. 在上面所述的三角形中插入垂直于脊柱的针, 远离中线。把针放在90和 #176 上; 角度对身体的平面允许安全注射, 利用腹部的两侧。这是特别重要的多注射, 因为它最大限度地减少组织创伤, 允许交替注射地点.
    2. 当针放置在90和 #176; 角度, 它会和 #34;p op 和 #34; 进入腹部, 使更容易确定深度。这也是一个视觉和触觉的线索, 针是正确的定位.
    3. 吸吸注射器, 以确保放置在腹膜腔内, 而不是在膀胱, 肠道, 或血管结构.
    4. 避免在雄性小鼠中注射尾, 以防止将物品放入阴囊。避免在雌鸟的奶头内注射以防止外伤.

Figure 2
图2。小鼠腹腔注射的标志.

3. 肌肉注射

  1. 此技术对小鼠和老鼠的限制需要两个人或者使用一个约束管。这里描述的是一个 one-person 的方法, 利用抑制装置。
    1. 将该动物置于约束装置中.
    2. 一旦动物在试管中, 抓住尾巴, 将动物的后腿从试管中放出来.
    3. 抓住股骨颅骨部分的侧面的皮肤, 以延长腿部, 防止窒息的弯曲.
    4. 将约束装置放置在表上, 使其与动物和 #39 一起站在桌子上; s 头向下指着, 或者趴在桌子上指向技术员的身体, 以便在执行注射时使设备稳定.
    5. 注射地标如下: 老鼠和老鼠的腿都很小, 臀部肌肉 (尾部肌肉) 包括后肢最大的肌肉群; 后肢的第二大肌肉群是腓肠肌 (小腿肌肉)。注射是由腿部的尾部。
      1. 找到股骨后部的臀肌肿块。骨可以触, 大肌肉很容易感觉到.
      2. 请注意, 从后面的角度来看, 腿的中线从典当点到尾部。头发经常有一个脊, 它来到一起, 因为它生长在相反的方向从侧面和内部表面.
      3. 注射是对中线外侧的大腿侧面进行的。这就减少了损害腿部内侧表面神经和血管的可能性.
      4. 注射入腓肠肌是从后部做, 并仔细考虑侧隐静脉的位置.
    6. 在地标内注入一篇文章
      1. 将针垂直插入中线上的股骨, 以使臀肌的最大深度为 5 mm, 最大为腓肠肌的3毫米.
      2. 为了避免肌肉的创伤, 必须防止针头在组织中的外来运动。注射器应以不需要重新定位手的方式进行注射.
      3. 抽吸注射器, 以确保放置在肌肉内, 而不是在血管.
      4. 在稳定的流体运动中注入材料。不要迅速注射, 以使肌肉缓慢膨胀。快速注射会导致组织损伤.
      >

Figure 3
图3。大鼠臀肌肌肉注射.

4. 使用尾静脉的静脉注射

  1. 动物的限制取决于动物是麻醉的还是清醒的。
    1. 对有意识的小鼠或大鼠使用圆柱形约束管, 但无毛或裸动物除外。由于无毛动物的油性, 很难重新定位并将它们从丙烯酸位中移除, 因为它们的皮肤倾向于粘附在坚硬的塑料上。因此, 使用一个灵活的塑料锥.
    2. 其他注塑装置包括点燃的平台、加热的平台和刚性的塑料锥, 鼠标在锥上严格保持在尾部的张力.
    3. 麻醉小鼠可能不需要克制.
    4. 温暖整个身体或只是尾巴, 以确保血管舒张。
      1. 在介质或循环水毯上设置电热垫, 使整个车身发热.
      2. 将动物置于约束装置中, 将其包裹在热源中.
      3. 密切观察动物, 一旦血管扩张, 就从热源中取出。整个身体变暖也可以实现与使用一个热灯定向到一个笼子。当使用热灯时, 必须密切观察动物, 因为它们很容易使它们过热.
      4. 当整个身体变暖是不可行的, 单独加热尾巴可以达到使用温暖的毛巾, 热水瓶, 或淹没在温暖的水的尾巴。必须谨慎使用, 以避免燃烧的尾巴, 因为热水瓶, 温暖的毛巾, 和温暖的水没有温度控制。热源最初过热是很常见的。这些热源也会迅速降温.
    5. 使用组织油是提高血管可视性的另一种方法。
      1. 将一根棉质的涂抹器浸入组织油中, 并将油井从被抓稳的尾部部分涂抹。组织油使血管看起来更清晰.
      2. 市面上有无毒油, 含有一种化学物质, 可使皮肤变暖, 并随蒸发产生血管舒张。这些油是适用的, 并在几分钟后, 当船只是可见的, 过剩的油是擦去棉花球.
      3. 所有的油都能使尾部更难保持.
      4. 使用油时, 必须在容器可视化后立即进行注射.
    6. 注入地标如下:
      1. 侧尾静脉位于尾部的两侧。也有船只沿背部和腹侧 midlines 的尾巴, 不适合注射目的.
      2. 抑制剂中的动物可以旋转, 以使侧向血管朝向以便于注射。另一种方法是, 可以将尾部转向, 使血管进入更可接受的注射位置.
      3. 容器很浅。当它们到达尾部的底部时, 它们变得更加肤浅.
    7. 将文章注入尾部静脉需要技巧。为了避免对血管造成创伤, 必须防止针头的外来运动。注射器是以不需要重新定位手来执行注射的方式举行的。
      1. 定位尾部, 使该容器可见并处于紧张状态。不要对尾部施加过多的张力, 否则血管会被拉长, 血流减少.
      2. 将针直接放在容器上尽可能远的地方.
      3. 施加轻微压力, 并将针滑入与椎骨平行的尾部。避免把针向下钓鱼, 因为针会使血管横断面。该针应在船上可见, 因为它是先进的至少2毫米到流明.
      4. 在缓慢的流体运动中注入材料, 以避免容器破裂.
      5. 在注射时要特别注意尾部。如果在容器中适当地插入, 则流入该容器的注入材料感觉不到阻力。当血液被注射材料挤出时, 血管就会被漂白.
      6. 如果针头不在容器中, 则在注射时会有强烈的阻力。如果用力注射, 材料会填满皮下的空间, 尾部会气球。立即停止, 因为被设计为静脉注射的材料可能会腐蚀周围的组织。撤回针头, 并尝试另一针更 cranially 的尾巴.
      7. 成功注射后, 取出针头并将压力施加到注射部位, 以确保良好的止血, 然后将动物送回笼子.

Figure 4
图4。小鼠尾静脉注射.

复合管理通常是动物研究的一个不可分割的组成部分, 需要对许多因素进行评估, 以确保该化合物以人道的方式正确交付。两个主要的管理路线是肠内-通过消化道, 肠外-消化道。主要的区别是, 如果该化合物是通过肠道途径, 它经历了肝脏代谢前进入血液流。然而, 通过任何胃肠道, 如静脉注射或肌肉注射, 该物质跳过这第一次通过肝脏, 通常导致较高的生物利用度。

在 "复合管理" 系列的第一个视频中, 我们将首先讨论影响一般管理路径选择的因素。然后, 我们将审查最常见的肠外注射方法, 包括皮下缩写为 SC 或 SubQ, 腹腔或 IP, 肌肉或 IM, 和静脉 AKA IV。

首先回顾一下在预任何类型的复合管理过程之前应牢记的几件事情。第一步是准备要注射的溶液或悬浮液, 而对物质准备的第一个基本考虑是不育。为了防止将病原体引入动物, 重要的是注射材料以及使用的针头和注射器都是不育的.

第二个考虑因素是生理 compati能力.一个剂量的解决方案, 无论是管理肠或肠, 必须在生理学缓冲, 以适当的 pH 值的化合物被适当地吸收, 并防止组织损伤。第三个因素是注射剂的粘度, 在针选中起着关键作用。通常, 20 到30口径的针头用于小鼠和大鼠的肠外管理程序。这些针头的轮毂通常是彩色编码, 便于识别.

该解决方案应该有足够的流动性来通过至少一针。如果解决方案可以通过超过一个, 那么, 一般情况下, 选择最小的量规是可行的。下一个因素是影响注射器选择的管理量。与针相似, 最小的可能的注射器需要为准确药量与正确的毕业, 应该被选择。针规和管理量也取决于路线, 以及所管理的动物的种类、大小和年龄。请参阅下面的表 1, 以查看与本视频中讨论的路由相关的值。最后一个重要的考虑因素是吸收率, 这在不同的管理路线上有很大的差异, 在选择适合方法时可能起到一定的作用.

现在, 让我们来谈谈常规使用的注入方法的特殊特性.

SC 或 SubQ 注射液将材料放置在皮肤层和肌肉之间的一个虚拟空间, 通过提升皮肤。这样可以安全地注入较大的体积, 但吸收率比其他路线慢, 提供了更持久的效果。在 IP 管理过程中, 该化合物直接注入腹腔。这是用于提供大量解决方案的另一种常用方法。虽然一个 IP 注射被认为是肠外管理, 吸收机制实际上更类似于口服剂量。

IM 注射液直接将复合物送到臀肌或腓肠肌。在某些情况下, 由于肌肉组织中的血管数量众多, 注入 IM 的物质被迅速吸收, 这可能使它成为首选的途径。不当或反复注射肌肉会导致神经损伤, 导致瘫痪或肌肉坏死。最后, 静脉注射到动物尾静脉是最有效的管理途径, 因为物质直接引入循环系统。请注意, 该化合物应被注入到一侧尾侧静脉位于尾巴两侧。有一艘船沿尾巴的腹中线运行, 这是不适合注射的目的.

现在我们已经讨论了背景, 让我们学习一下程序, 从 SC 注入开始。对老鼠来说, 把它的尾巴捡起来, 让它在另一条安全的表面上休息, 就像线棒盖一样。然后, 用手把脖子上的皮肤抬起, 用手来控制动物, 形成一个帐篷。接下来, 将动物放在桌子上, 背部的脚搁在桌面上, 把你的手的脚跟放在桌子上, 以避免对可能危及呼吸的动物造成过重的体重。

要注射, 拿起注射器与解决方案注射, 并直接针平行于脊柱和远离头部, 以避免可能穿刺的头骨。然后, 插入针与斜面向上, 这允许一个温和的滑翔到皮肤。拉回活塞, 以检查正确的针放置。如果有反压, 当活塞拉回, 那么针是在正确的位置。如果空气被抽入柱塞, 那么针头就需要重新定位。

确认针的位置正确后, 以稳定的运动缓慢注入。暂停注射后, 在皮肤下轻轻旋转针, 以防止注射物品丢失。然后, 捏在注射部位的皮肤, 并撤回针。这种方法可用于断奶大鼠。

对于成年大鼠, 首先必须使用一个设备来限制动物, 在这个集合的 "处理和克制的基础" 视频中讨论了这个过程。然后, 你可以执行 SC 注射液与小鼠一样的方式进行。

接下来, 我们将学习如何执行 IP 注入。在小鼠, 使用 two-handed 约束技术, 手动抑制动物, 再次描述在 "基础的处理和克制" 视频。确保你的非手放在脖子上足够高的位置, 以防止动物转动。通过把尾巴放在第三个和第四指之间, 或者把皮肤牢牢地固定在剩余的手指和拇指的底座之间, 来稳定后腿。

下一步, 将该动物置于其腹部。倾斜的动物与头部指向向下的 30 ° 角度, 让肠道下降向前。注射地标可以这样描述: 画一条假想的线, 横跨身体, 在臀部的顶端, 从侧面延伸到侧面。然后绘制内侧的边界, 或中线, 沿着线的头发生长在相反的方向相遇。最后, 想象一下侧边, 这是一条从臀部到顶部到雄性的包皮和雌性的奶头。这为安全 IP 注入提供了三角形区域。

我们将讨论的下一个方法是 IM 注入。这项技术对小鼠和大鼠的限制需要两个人或使用一个约束管。在这里, 我们将描述使用一个限制装置的 one-person 方法.

首先, 把动物放在试管里, 用后腿伸出来, 把尾巴拉到动物的位置。其次, 抓住股骨颅骨侧面的皮肤, 延长腿部, 防止窒息的弯曲。然后, 定位约束装置, 使注射现场可视化。

以确定臀骨的标志, 定位臀肌肿块后的股骨。骨可以触, 大肌肉很容易感觉到。注意从典当点到尾部的中线。你经常可以看到脊, 从侧面和内表面的毛发聚集在一起, 在相反的方向生长。通常情况下, 注射在中线外侧向侧面进行。腓肠肌是小腿肌肉和注射到这个肌肉也是最好的表现从后方面。

对于臀肌, 位于地标位置, 将针插入最大深度约5毫米. 避免在注射过程中重新定位注射器以防止肌肉损伤。其次, 吸气以确保放置在肌肉内, 而不是血管。最后, 以缓慢和稳定的方式注入材料, 因为快速注射会导致组织损伤。按照与插入相同的路径, 以垂直方式移除针。对于腓肠肌, 将针插入最大深度为 3 mm, 并以与臀肌相同的方式进行注射.

最后, 让我们学习如何在啮齿类动物的尾部静脉中进行静脉注射。相同的方法是 applicable 鼠和鼠。

将该动物置于圆柱形约束管中, 并将该动物的整个身体用电热垫设置为介质, 约2-5 分钟。继续温暖的动物, 直到血管扩张, 这是明显较大。请记住, 侧尾尾静脉位于尾巴两侧。在腹中线的动脉是不适合注射的目的。旋转约束装置并定位尾部, 使侧尾静脉朝向并保持在张力下。不要使用过度紧张或容器可以被舒展和血液流动减少了.

将针 bevel-up 直接放在血管上方, 并施加轻微的压力, 将针头滑入与脊柱平行的尾部。在缓慢的流体运动中注入材料, 并注意到该容器 blanches 为血液被注射材料挤出。如果针在血管中没有正确定位, 注射时会有很强的阻力, 如果你用强力注射, 材料会填满皮下的空间, 尾部会出现气球状。立即停止, 因为被设计为静脉注射的材料可能会腐蚀周围的组织。撤回针头, 并尝试另一注射更多的 cranially 在尾巴上。成功注射后, 取出针头并按压注射部位, 以确保良好的止血, 然后将动物送回笼子.

现在您已经熟悉了常用的注入方法, 让我们来看看这些管理途径的一些应用, 而不是药物传递.

在一些实验中, 小鼠被注射了特定的病原体来研究感染。在这里, 研究人员使用皮下路线引入引起病变的耐药性细菌, 而这些病变的大小则作为病原体毒性的读数。许多科学家对研究干细胞在系统分娩后的分布和存活有兴趣。在这项研究中, 研究者在多发性硬化动物模型中对基因标记的神经干细胞进行尾静脉注射, 并将注入的细胞分布到脊髓和脑区。

在另一项实验中, 研究人员在一种肌肉萎缩症动物模型中注射了荧光标记成肌细胞注。随后, 生物荧光进行了分析成功植入干细胞。最后, 注射也可以用来生成动物模型。这些科学家 perfomed 腹腔注射硝-一个强有力的肝脏 toxin-in 雄性大鼠产生肝纤维化的动物模型, 然后被用来研究肝脏疾病的发展.

您刚刚观看了朱庇特的第一期复合管理, 讨论常用的肠外注射。请记住, 最佳的交货路线是基于几个因素, 包括 pH 值, 体积, 和粘度的注入溶液。每种技术都有其优缺点, 必须根据实验需要加以考虑。一如既往, 感谢收看!

Summary

物质管理是利用动物的实验协议的一个共同组成部分。在选择分娩路线时, 必须考虑许多因素, 包括那些负责给动物加药的人的技术熟练程度、动物的大小、液体的粘度以及要管理的数量。仔细考虑这些因素将会提高动物的福祉和实验的整体结果.

References

  1. Turner, P.V., Pekow, C., Vasbinder, M. A. and Brabb, T. 2011. Administration of substances to laboratory animals: equipment and considerations, vehicle selection, and solution preparation. JAALAS. 50:5. 614-627.
  2. Shimizu, S. 2004. Routes of Administration in The Laboratory Mouse. Elsevier.
  3. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. 2012. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771, doi:10.3791/2771
  4. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. 2011. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. JAALAS. 50, 600-613

1. 皮下注射

  1. 通过 one-handed 限制保持手动限制鼠标。一旦掌握, 允许鼠标休息在一个表或其他安全的表面。一定要避免对鼠标的身体施加压力.
  2. 将手的脚跟放在桌子上, 以避免对鼠标的不适当的重量, 可以损害呼吸。小鼠也可以在商业装置中加以克制。对老鼠来说, 最好使用商用的约束装置.
  3. 抓住皮肤, 向上拉, 创建一个帐篷的皮肤。如果使用限制装置, 钳可能需要抓住皮肤通过插槽的顶部.
  4. 插入与脊柱平行的针头, 在帐篷的皮肤褶皱的底部定向远离头部。将针头从头部直接移开, 以避免刺穿头骨的可能性, 因为头骨的小鼠骨非常薄。大鼠有背头的倾向, 这可能导致注射被放置到颈部肌肉.
  5. 将针锥向上插入以允许柔和的滑入皮肤。注意, 针插入手指下面, 抓住皮肤。为了提高注射生物物品的安全性, 用镊子抓住皮肤, 从而消除针刺伤的可能性.
  6. 拉回柱塞以检查是否正确放置。如果空气被抽入注射器, 它表明针的尖端没有被安置在皮肤之下, 并且将需要被撤出和重新定位。如果有背部压力时, 柱塞被拉回, 它表明适当的位置, 针, 和注射可以继续.
  7. 以稳定的运动缓慢注入物质。为了防止注射物品的丢失, 在注射后暂停, 轻微地转动针在皮肤之下, 并且捏皮肤在射入站点, 当提取针时.

Figure 1
图1。小鼠皮下注射.

2. 腹腔注射

  1. one-handed 的人工约束方法用于小鼠的注射技术。调整手, 使其定位到足够高的颈部, 以防止鼠标转向.
  2. 抓住拇指和食指之间颈部颈背的松弛皮肤.
  3. 通过将松弛的皮肤固定在第二、第三和第四手指和拇指的底座之间, 或者将尾巴放在第三和第四手指之间来稳定后部.
  4. 在 rat 中的 IP 注入需要两个人, 一个用于抑制鼠, 另一个用于执行注射。
    1. 使用索引和中间的手指在颈部的两侧和背面的手掌上抓住鼠肩。拇指和第三和第四手指应环绕胸部, 以防止向前或向后运动。手指在颈部两侧的位置防止老鼠转动它的头.
    2. 抬起老鼠, 把它打开, 露出腹腹部.
    3. 稳定后部, 抓住脚和尾巴, 使它们远离身体.
  5. 将鼠标置于腹部, 确保它朝上.
  6. 倾斜的动物与头部指向向下约30和 #176; 角度, 使肠道向前下降.
  7. 注入地标如下所示:
    1. 要注入的区域与位于臀部顶端 (从侧面到侧面) 的 cranially 的假想线接壤.
    2. 中线是内侧的边界, 被认为是在相反方向生长的毛发相遇的地方。在无毛动物中, 中线延伸成一条直线, 从剑到肛门.
    3. 侧边框是从臀部顶端到男性包皮的线, 从臀部的顶端到女性的奶头.
    4. 这为安全注入提供了一个三角形区域.
  8. 在地标内注入一篇文章
    1. 在上面所述的三角形中插入垂直于脊柱的针, 远离中线。把针放在90和 #176 上; 角度对身体的平面允许安全注射, 利用腹部的两侧。这是特别重要的多注射, 因为它最大限度地减少组织创伤, 允许交替注射地点.
    2. 当针放置在90和 #176; 角度, 它会和 #34;p op 和 #34; 进入腹部, 使更容易确定深度。这也是一个视觉和触觉的线索, 针是正确的定位.
    3. 吸吸注射器, 以确保放置在腹膜腔内, 而不是在膀胱, 肠道, 或血管结构.
    4. 避免在雄性小鼠中注射尾, 以防止将物品放入阴囊。避免在雌鸟的奶头内注射以防止外伤.

Figure 2
图2。小鼠腹腔注射的标志.

3. 肌肉注射

  1. 此技术对小鼠和老鼠的限制需要两个人或者使用一个约束管。这里描述的是一个 one-person 的方法, 利用抑制装置。
    1. 将该动物置于约束装置中.
    2. 一旦动物在试管中, 抓住尾巴, 将动物的后腿从试管中放出来.
    3. 抓住股骨颅骨部分的侧面的皮肤, 以延长腿部, 防止窒息的弯曲.
    4. 将约束装置放置在表上, 使其与动物和 #39 一起站在桌子上; s 头向下指着, 或者趴在桌子上指向技术员的身体, 以便在执行注射时使设备稳定.
    5. 注射地标如下: 老鼠和老鼠的腿都很小, 臀部肌肉 (尾部肌肉) 包括后肢最大的肌肉群; 后肢的第二大肌肉群是腓肠肌 (小腿肌肉)。注射是由腿部的尾部。
      1. 找到股骨后部的臀肌肿块。骨可以触, 大肌肉很容易感觉到.
      2. 请注意, 从后面的角度来看, 腿的中线从典当点到尾部。头发经常有一个脊, 它来到一起, 因为它生长在相反的方向从侧面和内部表面.
      3. 注射是对中线外侧的大腿侧面进行的。这就减少了损害腿部内侧表面神经和血管的可能性.
      4. 注射入腓肠肌是从后部做, 并仔细考虑侧隐静脉的位置.
    6. 在地标内注入一篇文章
      1. 将针垂直插入中线上的股骨, 以使臀肌的最大深度为 5 mm, 最大为腓肠肌的3毫米.
      2. 为了避免肌肉的创伤, 必须防止针头在组织中的外来运动。注射器应以不需要重新定位手的方式进行注射.
      3. 抽吸注射器, 以确保放置在肌肉内, 而不是在血管.
      4. 在稳定的流体运动中注入材料。不要迅速注射, 以使肌肉缓慢膨胀。快速注射会导致组织损伤.
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Figure 3
图3。大鼠臀肌肌肉注射.

4. 使用尾静脉的静脉注射

  1. 动物的限制取决于动物是麻醉的还是清醒的。
    1. 对有意识的小鼠或大鼠使用圆柱形约束管, 但无毛或裸动物除外。由于无毛动物的油性, 很难重新定位并将它们从丙烯酸位中移除, 因为它们的皮肤倾向于粘附在坚硬的塑料上。因此, 使用一个灵活的塑料锥.
    2. 其他注塑装置包括点燃的平台、加热的平台和刚性的塑料锥, 鼠标在锥上严格保持在尾部的张力.
    3. 麻醉小鼠可能不需要克制.
    4. 温暖整个身体或只是尾巴, 以确保血管舒张。
      1. 在介质或循环水毯上设置电热垫, 使整个车身发热.
      2. 将动物置于约束装置中, 将其包裹在热源中.
      3. 密切观察动物, 一旦血管扩张, 就从热源中取出。整个身体变暖也可以实现与使用一个热灯定向到一个笼子。当使用热灯时, 必须密切观察动物, 因为它们很容易使它们过热.
      4. 当整个身体变暖是不可行的, 单独加热尾巴可以达到使用温暖的毛巾, 热水瓶, 或淹没在温暖的水的尾巴。必须谨慎使用, 以避免燃烧的尾巴, 因为热水瓶, 温暖的毛巾, 和温暖的水没有温度控制。热源最初过热是很常见的。这些热源也会迅速降温.
    5. 使用组织油是提高血管可视性的另一种方法。
      1. 将一根棉质的涂抹器浸入组织油中, 并将油井从被抓稳的尾部部分涂抹。组织油使血管看起来更清晰.
      2. 市面上有无毒油, 含有一种化学物质, 可使皮肤变暖, 并随蒸发产生血管舒张。这些油是适用的, 并在几分钟后, 当船只是可见的, 过剩的油是擦去棉花球.
      3. 所有的油都能使尾部更难保持.
      4. 使用油时, 必须在容器可视化后立即进行注射.
    6. 注入地标如下:
      1. 侧尾静脉位于尾部的两侧。也有船只沿背部和腹侧 midlines 的尾巴, 不适合注射目的.
      2. 抑制剂中的动物可以旋转, 以使侧向血管朝向以便于注射。另一种方法是, 可以将尾部转向, 使血管进入更可接受的注射位置.
      3. 容器很浅。当它们到达尾部的底部时, 它们变得更加肤浅.
    7. 将文章注入尾部静脉需要技巧。为了避免对血管造成创伤, 必须防止针头的外来运动。注射器是以不需要重新定位手来执行注射的方式举行的。
      1. 定位尾部, 使该容器可见并处于紧张状态。不要对尾部施加过多的张力, 否则血管会被拉长, 血流减少.
      2. 将针直接放在容器上尽可能远的地方.
      3. 施加轻微压力, 并将针滑入与椎骨平行的尾部。避免把针向下钓鱼, 因为针会使血管横断面。该针应在船上可见, 因为它是先进的至少2毫米到流明.
      4. 在缓慢的流体运动中注入材料, 以避免容器破裂.
      5. 在注射时要特别注意尾部。如果在容器中适当地插入, 则流入该容器的注入材料感觉不到阻力。当血液被注射材料挤出时, 血管就会被漂白.
      6. 如果针头不在容器中, 则在注射时会有强烈的阻力。如果用力注射, 材料会填满皮下的空间, 尾部会气球。立即停止, 因为被设计为静脉注射的材料可能会腐蚀周围的组织。撤回针头, 并尝试另一针更 cranially 的尾巴.
      7. 成功注射后, 取出针头并将压力施加到注射部位, 以确保良好的止血, 然后将动物送回笼子.

Figure 4
图4。小鼠尾静脉注射.

复合管理通常是动物研究的一个不可分割的组成部分, 需要对许多因素进行评估, 以确保该化合物以人道的方式正确交付。两个主要的管理路线是肠内-通过消化道, 肠外-消化道。主要的区别是, 如果该化合物是通过肠道途径, 它经历了肝脏代谢前进入血液流。然而, 通过任何胃肠道, 如静脉注射或肌肉注射, 该物质跳过这第一次通过肝脏, 通常导致较高的生物利用度。

在 "复合管理" 系列的第一个视频中, 我们将首先讨论影响一般管理路径选择的因素。然后, 我们将审查最常见的肠外注射方法, 包括皮下缩写为 SC 或 SubQ, 腹腔或 IP, 肌肉或 IM, 和静脉 AKA IV。

首先回顾一下在预任何类型的复合管理过程之前应牢记的几件事情。第一步是准备要注射的溶液或悬浮液, 而对物质准备的第一个基本考虑是不育。为了防止将病原体引入动物, 重要的是注射材料以及使用的针头和注射器都是不育的.

第二个考虑因素是生理 compati能力.一个剂量的解决方案, 无论是管理肠或肠, 必须在生理学缓冲, 以适当的 pH 值的化合物被适当地吸收, 并防止组织损伤。第三个因素是注射剂的粘度, 在针选中起着关键作用。通常, 20 到30口径的针头用于小鼠和大鼠的肠外管理程序。这些针头的轮毂通常是彩色编码, 便于识别.

该解决方案应该有足够的流动性来通过至少一针。如果解决方案可以通过超过一个, 那么, 一般情况下, 选择最小的量规是可行的。下一个因素是影响注射器选择的管理量。与针相似, 最小的可能的注射器需要为准确药量与正确的毕业, 应该被选择。针规和管理量也取决于路线, 以及所管理的动物的种类、大小和年龄。请参阅下面的表 1, 以查看与本视频中讨论的路由相关的值。最后一个重要的考虑因素是吸收率, 这在不同的管理路线上有很大的差异, 在选择适合方法时可能起到一定的作用.

现在, 让我们来谈谈常规使用的注入方法的特殊特性.

SC 或 SubQ 注射液将材料放置在皮肤层和肌肉之间的一个虚拟空间, 通过提升皮肤。这样可以安全地注入较大的体积, 但吸收率比其他路线慢, 提供了更持久的效果。在 IP 管理过程中, 该化合物直接注入腹腔。这是用于提供大量解决方案的另一种常用方法。虽然一个 IP 注射被认为是肠外管理, 吸收机制实际上更类似于口服剂量。

IM 注射液直接将复合物送到臀肌或腓肠肌。在某些情况下, 由于肌肉组织中的血管数量众多, 注入 IM 的物质被迅速吸收, 这可能使它成为首选的途径。不当或反复注射肌肉会导致神经损伤, 导致瘫痪或肌肉坏死。最后, 静脉注射到动物尾静脉是最有效的管理途径, 因为物质直接引入循环系统。请注意, 该化合物应被注入到一侧尾侧静脉位于尾巴两侧。有一艘船沿尾巴的腹中线运行, 这是不适合注射的目的.

现在我们已经讨论了背景, 让我们学习一下程序, 从 SC 注入开始。对老鼠来说, 把它的尾巴捡起来, 让它在另一条安全的表面上休息, 就像线棒盖一样。然后, 用手把脖子上的皮肤抬起, 用手来控制动物, 形成一个帐篷。接下来, 将动物放在桌子上, 背部的脚搁在桌面上, 把你的手的脚跟放在桌子上, 以避免对可能危及呼吸的动物造成过重的体重。

要注射, 拿起注射器与解决方案注射, 并直接针平行于脊柱和远离头部, 以避免可能穿刺的头骨。然后, 插入针与斜面向上, 这允许一个温和的滑翔到皮肤。拉回活塞, 以检查正确的针放置。如果有反压, 当活塞拉回, 那么针是在正确的位置。如果空气被抽入柱塞, 那么针头就需要重新定位。

确认针的位置正确后, 以稳定的运动缓慢注入。暂停注射后, 在皮肤下轻轻旋转针, 以防止注射物品丢失。然后, 捏在注射部位的皮肤, 并撤回针。这种方法可用于断奶大鼠。

对于成年大鼠, 首先必须使用一个设备来限制动物, 在这个集合的 "处理和克制的基础" 视频中讨论了这个过程。然后, 你可以执行 SC 注射液与小鼠一样的方式进行。

接下来, 我们将学习如何执行 IP 注入。在小鼠, 使用 two-handed 约束技术, 手动抑制动物, 再次描述在 "基础的处理和克制" 视频。确保你的非手放在脖子上足够高的位置, 以防止动物转动。通过把尾巴放在第三个和第四指之间, 或者把皮肤牢牢地固定在剩余的手指和拇指的底座之间, 来稳定后腿。

下一步, 将该动物置于其腹部。倾斜的动物与头部指向向下的 30 ° 角度, 让肠道下降向前。注射地标可以这样描述: 画一条假想的线, 横跨身体, 在臀部的顶端, 从侧面延伸到侧面。然后绘制内侧的边界, 或中线, 沿着线的头发生长在相反的方向相遇。最后, 想象一下侧边, 这是一条从臀部到顶部到雄性的包皮和雌性的奶头。这为安全 IP 注入提供了三角形区域。

我们将讨论的下一个方法是 IM 注入。这项技术对小鼠和大鼠的限制需要两个人或使用一个约束管。在这里, 我们将描述使用一个限制装置的 one-person 方法.

首先, 把动物放在试管里, 用后腿伸出来, 把尾巴拉到动物的位置。其次, 抓住股骨颅骨侧面的皮肤, 延长腿部, 防止窒息的弯曲。然后, 定位约束装置, 使注射现场可视化。

以确定臀骨的标志, 定位臀肌肿块后的股骨。骨可以触, 大肌肉很容易感觉到。注意从典当点到尾部的中线。你经常可以看到脊, 从侧面和内表面的毛发聚集在一起, 在相反的方向生长。通常情况下, 注射在中线外侧向侧面进行。腓肠肌是小腿肌肉和注射到这个肌肉也是最好的表现从后方面。

对于臀肌, 位于地标位置, 将针插入最大深度约5毫米. 避免在注射过程中重新定位注射器以防止肌肉损伤。其次, 吸气以确保放置在肌肉内, 而不是血管。最后, 以缓慢和稳定的方式注入材料, 因为快速注射会导致组织损伤。按照与插入相同的路径, 以垂直方式移除针。对于腓肠肌, 将针插入最大深度为 3 mm, 并以与臀肌相同的方式进行注射.

最后, 让我们学习如何在啮齿类动物的尾部静脉中进行静脉注射。相同的方法是 applicable 鼠和鼠。

将该动物置于圆柱形约束管中, 并将该动物的整个身体用电热垫设置为介质, 约2-5 分钟。继续温暖的动物, 直到血管扩张, 这是明显较大。请记住, 侧尾尾静脉位于尾巴两侧。在腹中线的动脉是不适合注射的目的。旋转约束装置并定位尾部, 使侧尾静脉朝向并保持在张力下。不要使用过度紧张或容器可以被舒展和血液流动减少了.

将针 bevel-up 直接放在血管上方, 并施加轻微的压力, 将针头滑入与脊柱平行的尾部。在缓慢的流体运动中注入材料, 并注意到该容器 blanches 为血液被注射材料挤出。如果针在血管中没有正确定位, 注射时会有很强的阻力, 如果你用强力注射, 材料会填满皮下的空间, 尾部会出现气球状。立即停止, 因为被设计为静脉注射的材料可能会腐蚀周围的组织。撤回针头, 并尝试另一注射更多的 cranially 在尾巴上。成功注射后, 取出针头并按压注射部位, 以确保良好的止血, 然后将动物送回笼子.

现在您已经熟悉了常用的注入方法, 让我们来看看这些管理途径的一些应用, 而不是药物传递.

在一些实验中, 小鼠被注射了特定的病原体来研究感染。在这里, 研究人员使用皮下路线引入引起病变的耐药性细菌, 而这些病变的大小则作为病原体毒性的读数。许多科学家对研究干细胞在系统分娩后的分布和存活有兴趣。在这项研究中, 研究者在多发性硬化动物模型中对基因标记的神经干细胞进行尾静脉注射, 并将注入的细胞分布到脊髓和脑区。

在另一项实验中, 研究人员在一种肌肉萎缩症动物模型中注射了荧光标记成肌细胞注。随后, 生物荧光进行了分析成功植入干细胞。最后, 注射也可以用来生成动物模型。这些科学家 perfomed 腹腔注射硝-一个强有力的肝脏 toxin-in 雄性大鼠产生肝纤维化的动物模型, 然后被用来研究肝脏疾病的发展.

您刚刚观看了朱庇特的第一期复合管理, 讨论常用的肠外注射。请记住, 最佳的交货路线是基于几个因素, 包括 pH 值, 体积, 和粘度的注入溶液。每种技术都有其优缺点, 必须根据实验需要加以考虑。一如既往, 感谢收看!

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