Summary
Telemetrico ECG è emerso come uno strumento essenziale per la valutazione dei modelli animali per aritmie cardiache e morte cardiaca improvvisa. Qui vi presentiamo una guida graduale per telemetrici registrazioni ECG per l'applicazione nel monitoraggio a lungo termine ECG ambulatoriale nei topi.
Abstract
Telemetrici registrazione ECG nei topi è essenziale per comprendere i meccanismi alla base aritmie, disturbi della conduzione, e morte cardiaca improvvisa. Anche se la superficie ECG è utilizzato per misure a breve termine degli intervalli di forma d'onda, non è pratico di studi a lungo termine della variabilità della frequenza cardiaca o la cattura di rari episodi di aritmie. Impiantabili telemetri ECG offrire i vantaggi di semplice impianto chirurgico, a lungo termine la registrazione di elettrogrammi nei topi ambulatoriale, e la scalabilità con registrazioni simultanee di animali diversi. Qui vi presentiamo uno step-by-step per l'impianto di telemetri per la registrazione ECG ambulatoriale nei topi. Stretta aderenza alla tecnica asettica è necessario per la sopravvivenza risultati favorevoli con la possibilità di impianto e la registrazione da settimane a mesi. Così, impiantabile telemetria ECG è uno strumento prezioso per la rilevazione di informazioni critiche sui elettrofisiologia cardiaca nei modelli animali ambulatoriale come il mouse.
Protocol
1. Preparazione del Telemetro per impianto chirurgico
- Prima di inserire un telemetro ECG nel mouse, è importante assicurarsi che il telemetro ECG è sterile e in buone condizioni. Nuovi dispositivi di telemetria sono di norma forniti in confezione sterile da parte del fabbricante. Telemetri ECG possono essere riutilizzate a condizione che il dispositivo viene pulito con soluzione Tergazyme 1% per almeno 4 ore. Si può lavare il telemetro con acqua sterile dopo la pulizia con Tergazyme. Inoltre, l'uso Wavicide-01 disinfettante durante la notte per sterilizzare il telemetro ECG. Assicurarsi di lavare disinfettante con acqua sterile 48 ore prima l'impianto in topi. Conservare in un contenitore sterile.
- Controllare il telemetro porta per l'integrità di entrambi i fili conduttori e la guaina isolante. Accendere il trasmettitore telemetria con un magnete sventolato entro 5 cm dal telemetro, e testare il segnale con una radio AM, 530 frequenza. Il segnale deve essere forte e chiara e dovrebbe variare di intensità e tono basata sulla manipolazione dei fili. Registrare il numero di modello, il numero di telemetro di serie e il valore di calibrazione ECG. I produttori spesso raccomandano che il telemetro dovrebbe essere per 24 ore prima dell'impianto, consultare il manuale di istruzioni del telemetro specifiche per i dettagli. In questo esempio, useremo un Data Scienze Internazionali (DSI) telemetro per l'impianto.
- Preparazione di piombo telemetro può essere raggiunto tagliando il negativo (bianco) portare a circa 3,5 cm e il positivo (rosso) a 2,5 cm. Queste sono le lunghezze ottimali per l'impianto del polo negativo nel petto a destra, e portare in positivo l'addome a sinistra (vedi figura 2). Quindi, rimuovere la guaina isolante di esporre 7 mm di filo. Dipingi la fine del piombo metallo con colla sterile, come Vet-Bond, e quindi collegare tappi portare le punte di metallo. Questi tappi eviterà l'erosione della pelle a causa di guidare il posizionamento. Circa 2-3 millimetri filo metallico deve essere esposto per il rilevamento elettrico del ritmo cardiaco nativo.
2. L'impianto chirurgico dei Telemetro
- Per poter utilizzare una tecnica sterile in chirurgia murini, avrete bisogno di guanti sterili, un telino sterile, e 6-0 punti di sutura Prolene. Si avrà bisogno anche di 2 paia di pinzette sterilizzate, 1 paio di blunt-ended forbici, un bisturi, e un driver ago. Gli strumenti chirurgici possono essere sterilizzati in uno sterilizzatore a sfere di vetro riscaldato a 250 gradi Celsius. Assicurati di sterilizzare e lavare il telemetro come descritto in precedenza prima dell'uso.
- Preparare il mouse per un intervento chirurgico per prima anestetizzare il mouse in una scatola di induzione utilizzando 3% isoflurano a 0,5 L / min 100% O2. Utilizzare una piastra elettrica, come una T-pompa che fa circolare acqua calda, per mantenere la temperatura del mouse è anestetizzato. Temperatura può essere controllata con sonda rettale, se lo si desidera. Quando il mouse è adeguatamente sedato, radersi completamente l'addome e il torace del mouse con tagliaunghie elettrici. Re-anestetizzare il mouse con isoflurano prima di trasferire il mouse su un flusso costante tubo, supina, con la testa rivolta verso la coda verso di voi. Nastro giù le zampe del mouse sul tavolo riscaldato chirurgico. Pulire l'addome con un tampone imbevuto di alcool per rimuovere i capelli rasati e per pulire il campo operatorio. Applicare tre strati separati di betadine con tamponi per disinfettare l'addome e torace. Verificare il corretto livello di anestesia applicando pressione sul letto ungueale del mouse. Dopo il mouse è stato preparato per un intervento chirurgico, utilizzare guanti sterili e applicare la garza sterile al campo chirurgico.
- Impianto telemetro intraperitoneale offre il vantaggio di sperimentazione fisiologia. Per l'inserimento intraperitoneale, iniziare intervento chirurgico utilizzando un bisturi per creare una incisione verticale mediana della cute sovrastante l'addome circa 2,5 cm di lunghezza. Cura della pelle separato dal sottostante tessuto connettivo con blunt-ended forbici. Quindi, creare una incisione verticale mediana in linea alba sovrastante il peritoneo, circa 1,5 cm di lunghezza. Inoltre, creare un piccolo foro nel peritoneo appena sopra (craniale) per l'incisione peritoneale, che servirà come valvola di sfogo per via sottocutanea porta. Durante l'esecuzione di interventi chirurgici, mantenere umido il sito chirurgico di tanto in tanto stillicidio soluzione salina sterile sul campo operatorio.
- Inserire il telemetro nella cavità peritoneale a destra. Inserire pinza nel foro superiore al telemetro e tirare entrambi i cavi attraverso il foro di piombo in modo che siano sporgenti dal peritoneo. Uso continuo 6-0 punti di sutura per chiudere la Prolene cm 1.5 incisione peritoneale linea mediana verticale.
3. Piombo impianto dell'ovulo e chiusura addominale
- Le derivazioni ECG sono posti nella configurazione di piombo II. Il piombo, con il bianco / trasparente guaina è negativo, ed è collocato in addome alto a sinistra. In primo luogo, creare una incisione cutanea 0,5 cm di petto in alto a destra del mouse.Quindi, usare il forbici per creare un tunnel indietro l'incisione addominale. Tirare il cavo attraverso il tunnel e usare un 6-0 sutura Prolene per ancorare il cavo al muscolo pettorale. Assicurarsi che la sutura è in cima alla parte esposta del piombo, e crea un buon contatto tra piombo e muscoli sottostanti. Utilizzare una sutura secondo prossimale al citato uno, per immobilizzare il cavo al muscolo. Chiudere l'incisione cutanea con un 6-0 sutura Prolene.
- Il cavo positivo (guaina rosso) viene inserito nell'addome sinistra sotto il diaframma sinistra e sotto il cuore. Il cavo è ancorato al tessuto sottostante peritoneale da 6-0 sutura Prolene e deve avere un buon contatto con il tessuto peritoneale. Una incisione addizionale non è necessaria in questa fase perché il sito dell'impianto piombo è vicino alla linea mediana incisione verticale, possono quindi essere facilmente accessibili con il campo esistente chirurgico. Si noti che il tessuto peritoneale deve essere sollevato per evitare la perforazione dell'intestino sottostante.
- Chiudere la fascia addominale e la pelle in modo sequenziale con 6-0 Prolene a strati.
4. Cure post-operatorie
- Dare il 0,1 mL del mouse su [1 mg / ml] buprenorfina per l'analgesia immediatamente dopo la chirurgia. Lasciare che il mouse per riprendersi da un intervento chirurgico su un tappetino riscaldato. Se il mouse ha prolungato intervento chirurgico> 30 min, o se il mouse appare secco, si può iniettare 0,2-0,3 ml di soluzione salina sterile nel peritoneo per la reidratazione. Per continuato analgesia post-operatoria è pratica standard per fornire topi con buprenorfina due volte al giorno per tre giorni, e poi, se necessario ogni otto ore.
- Pulire betadine con un batuffolo di cotone imbevuto di alcol per evitare irritazioni post-chirurgica. Ricordatevi di registrare il post-chirurgico di peso per la successiva determinazione di post-chirurgica salute.
- 8-24 ore dopo l'intervento, dare il mouse analgesia supplementari con buprenorfina, quando necessario, in quanto riduce il dolore e ridurre l'insuccesso di piombo di collocamento da topo artigliare a livello post-chirurgiche.
5. Rappresentante Risultati
Quando eseguito correttamente, il mouse dovrebbe aver chiuso incisioni addominali con sottocutaneo porta sotto la pelle. Solitamente, il mouse prende 10-30 minuti per il recupero dall'anestesia. Ci vogliono circa 7-10 giorni prima che i topi hanno completamente recuperato da un intervento chirurgico, come dimostra il recupero post-operatorio di perdita di peso e la normalizzazione della mobilità.
La complicanza più comune dalla chirurgia è l'erosione della porta degli arti attraverso la pelle nei primi 10 giorni dopo l'intervento chirurgico. Questa complicanza comune possono essere evitate con fermezza aderendo sottocutaneo porta a dei tessuti sottocutanei o del peritoneo. Questa tecnica evita porta molle, che creano la pressione e l'attrito sulla pelle quando il mouse ambulates. Anche se meno comuni, l'infezione e sepsi può verificarsi da errori di tecnica sterile, o dalla pulizia incompleta telemetri utilizzati.
Uscita ECG può essere registrato da una matrice ricevitore accoppiato con software di acquisizione dati, come dati Sciences International (DSI). Risultati della forma d'onda dovrebbe includere un onda ben definito P, che denota depolarizzazione atriale, e anche un'onda QRS che significa depolarizzazione ventricolare, come mostrato nella Figura 3. Una buona qualità del tracciato ECG dovrebbe avere un onda ben definita P che precede un ben definito QRS onda in un rapporto di 1:1. Ci dovrebbe essere segnale di fondo basso e gli intervalli RR dovrebbe essere regolare in topi wild-type. Una scarsa qualità tracciato ECG può essere indistinta o onde P, QRS, o segnale di fondo, che può rendere l'analisi del computer successive difficile. Un povero tracciato ECG può essere fissato di re-impianto porta telemetro, di solito uno alla volta. Per re-impianto un cavo telemetro, posizionare il mouse in anestesia, e usando la tecnica chirurgica, fare un'incisione nella pelle direttamente sovrastante il cavo in questione. Quando il cavo si accede, tagliare la sutura di ancoraggio del piombo, e spostare il cavo nella posizione desiderata prima di ancorare il cavo di nuovo. Infine, chiudere il sito chirurgico con 6-0 Prolene.
Figura 1: Un esempio di un telemetro piccolo animale con i cavi positivi e negativi. In generale, il cavo rosso è il conduttore positivo, e la biacca è il cavo negativo. Ogni cavo deve avere una guaina isolante, 5-7 mm di filo a vista, e una punta in plastica con tappo, che impedisce l'erosione del cavo attraverso la pelle.
Figura 2: Cartoon mostrando adeguata siti telemetro impianto di un mouse. Il bianco (negativo) viene impiantato nel petto alto a destra del mouse, e la (positiva) rosso piombo è posizionato nell'addome di sinistra, in modo tale che i sensi telemetro del "portare due" di configurazione.
Figura 3: forme d'onda rappresentante di un topo nella normale ritmo sinusale. P onda rappresenta depolarizzazione atriale e complesso QRS rappresenta la depolarizzazione ventricolare. Una forma d'onda di alta qualità deve avere un onda distinte P che precede ogni complesso QRS in un rapporto di 1:1.
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Discussion
I passi fondamentali di questa procedura sono una corretta pulizia e preparazione del mouse prima dell'intervento sopravvivenza. Quando un telemetro e la sede operativa del mouse sono adeguatamente puliti, c'è un molto migliore post-chirurgica risultato. Inoltre, attenzione a guidare il posizionamento post-chirurgica riduce l'erosione della pelle. Eventuali modifiche alla tecnica comprendono configurazioni alternative per valutare la funzione della parete laterale LV (piombo I configurazione), o l'uso del telemetro non solo per l'analisi della forma d'onda ECG, ma anche per la temperatura e la pressione anche analisi del sangue [oltre gli scopi di questo articolo] . Un percorso alternativo per la registrazione di telemetria ECG è portare il posizionamento sottocutaneo con fili esterni, cioè un telemetro non impiantati. Questo è appropriato per la registrazione di forme d'onda ECG neonatale, ma non è pratico per ambulatoriali telemetria ECG.
Impianto telemetro è un potente strumento per il monitoraggio ECG ambulatoriale, ed è stato utilizzato per valutare l'insorgenza di tachicardia ventricolare, morte improvvisa cardiaca, blocco AV nodali, e la fibrillazione atriale. 1,2,3 dati Inoltre, le applicazioni di analisi telemetria hanno prodotto importanti per quanto riguarda il controllo della frequenza cardiaca e variabilità della frequenza cardiaca. 4,5 progressi recenti nella tecnologia ECG telemetro hanno incluso misure sensibile della temperatura corporea e la pressione sanguigna. 6 Così, l'impianto telemetro è una tecnica utile per saggiare cambiamenti fisiologici nei topi e altri modelli animali della malattia.
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Acknowledgments
Segna McCauley è supportato da un mentore-formazione NIH concedere 5T32HL066991-07
Xander Wehrens è supportato da NIH / NHLBI concede 1R01HL091947-01A209 e 3R01HL089598-03S109
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Steri 250 Bead Sterilizer | Inotech | IS-250 | |
| Blunt-Ended Scissors | Roboz Surgical Instruments Co. | RS-5980 | |
| Blunt-Ended Forceps (x2) | Roboz Surgical Instruments Co. | RS-5138 | |
| Veterinary Anesthesia Vaporizer | Surgivet | Isotec 4 | |
| T/Pump | Gaymar Industries | P/N11184-000 | |
| Propylene Blue Monofilament Suture | Ethicon Inc. | 8718 | |
| Povodone Iodine, 10% | Equate | N/A | |
| Alcohol Swabs | PDI | B339 | |
| Tergazyme | Alconox, Inc. | 21837-118 | |
| Wavidicde-01 | Medical Chemical Corporation | Wavicide-01 | |
| ECG Telemeter | DataSciences International | EA-F20 |
References
- Cerrone, M. Bidirectional ventricular tachycardia and fibrillation elicited in a knock-in mouse model carrier of a mutation in the cardiac ryanodine receptor. Circ Res. 96 (10), e77-e77 (2005).
- Chelu, M. G. Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice. J Clin Invest. 119 (7), 1940-1940 (1940).
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- Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. Mouse electrocardiography: an interval of thirty years. Cardiovasc Res. 45 (1), 231-231 (2000).
