Summary
Het Hemorragische Shock model is een betrouwbare en reproduceerbare bron vergemakkelijken van de identificatie en het begrip van signaalcascades geassocieerd met ontsteking en eindorgaanschade na een trauma. Dit artikel geeft een stap-voor-stap beschrijving van chirurgische en mechanische aspecten die samenhangen met de hemorragische Shock experimentele procedure in muizen.
Abstract
Het is algemeen bekend dat ernstig bloedverlies en traumatisch letsel kan leiden tot een cascade van negatieve signalen gebeurtenissen wat vaak resulteert in sterfte. 1, 2, 3, 4, 5 Deze signalering gebeurtenissen kunnen ook leiden tot sepsis en / of meerdere orgaandisfunctie (MOD ). 6, 7, 8, 9 Het is van cruciaal vervolgens naar de oorzaken van onderdrukte immuunsysteem en schadelijk signaaltransductiecascades te onderzoeken om meer effectieve manieren om patiënten die last hebben van traumatische verwondingen helpen ontwikkelen. 10 Deze vaste druk Hemorragische Shock (HS) procedure, hoewel technisch uitdagende, is een uitstekende bron voor onderzoek naar deze pathofysiologische omstandigheden. 11, 12, 13 Advances in de beoordeling van biologische systemen, dat wil zeggen Systems Biology hebben de wetenschappelijke gemeenschap in staat om verder te begrijpen complexe fysiologische netwerken en mobiele communicatie patronen. 14 hemorragische Shock heeft bewezen een belangrijk instrument voor de onthulling van deze cellulaire communicatie patronen als deze betrekking hebben op het immuunsysteem te zijn. 15, 16, 17, 18 Deze procedure kan worden beheerst! Deze procedure kan ook worden gebruikt als een vast volume of vaste druk aanpak. We paste deze techniek in het muismodel om onderzoek te versterken in aangeboren en adaptieve immuunsysteem. 19, 20, 21 Door hun kleine formaat GS bij muizen presenteert unieke uitdagingen. Echter te wijten aan de vele beschikbare muizenstammen, deze soort is een ongeëvenaarde bron voor de studie van de biologische reacties. De HS-model is een belangrijk model voor het bestuderen van cellulaire communicatie patronen en de reacties van systemen zoals hormonale en ontstekingsmediatoren systemen, en gevaar signalen, dat wil zeggen vochtige en PAMP opregulatie als het lokt verschillende reacties die verschillen van andere vormen van shock. 22, 23 , 24, 25 De ontwikkeling van transgene muizen-stammen en de inductie van biologische middelen om specifieke signalering remmen gepresenteerd waardevolle kansen om verder te ontrafelen ons begrip van de op en neer regulering van de signaaltransductie na ernstig bloedverlies, dat wil zeggen HS en trauma 26, 27 , 28, 29, 30.
Er zijn tal van reanimatie methoden (R) in samenwerking met HS en trauma. 31, 32, 33, 34 een vast volume reanimatie methode van uitsluitend Ringerlactaat (LR), gelijk aan driemaal het vergoten bloed volume, wordt in dit model de endogene mechanismen zoals remote orgaan letsel en systemische inflammatie te bestuderen. 35, 36, 38 Deze methode van reanimatie is bewezen effectief te zijn bij de evaluatie van de effecten van GS en trauma 38, 39.
Protocol
1. Instrument en chirurgische veld Bereiding:
1. Instrument Voorbereiding.
Alle chirurgische ingrepen worden uitgevoerd met behulp van aseptische technieken. Een chirurgische blauwe pad en steriele veld verband worden gebruikt. Alle materialen en instrumenten worden gesteriliseerd voor gebruik. 6-0 Suture, katoen tip applicators, gaas, man-man 3-weg kranen, en instrumenten worden autoclaaf gesteriliseerd. Transducers, PE-50 en PE-10 buizen zijn ethyleenoxide gesteriliseerd. Alle 3-weg kranen, spuiten en naalden worden ontvangen steriel.
6-0 Suture is gesneden in 1-inch stukken (6 stuks / dier) en in kleine zakjes sterilisatie. Katoen-tip applicators, 4x4 gaas pleinen, en man-man 3-weg kranen worden in kleine of middelgrote sterilisatieverpakkingen en geautoclaveerd. Onze chirurgische instrumenten zijn autoclaaf gesteriliseerd elke avond. Ze worden gewassen na de operatie met behulp van antibacteriële zeep en leidingwater. Ze mogen te drogen op een schone chirurgische blauwe pad. Vervolgens worden ze zorgvuldig geplaatst in een sterilisatie zakje en gesteriliseerd voor gebruik de volgende dag.
Omdat de sensoren en slangen zijn voorzien van kunststof onderdelen, moeten ze worden gesteriliseerd met behulp van gas, dat wil zeggen ethyleenoxide. PE-10 buizen wordt gesneden in 5-inch stukken en geplaatst in een klein zakje sterilisatie. PE-50 buizen wordt gesneden in 18-inch stukken en geplaatst in een medium sterilisatie zakje.
2. Chirurgische Field.
Aan set-up het operatiegebied de eerste plaats zet de hete kraal sterilisator om ervoor te zorgen bereikt de juiste temperatuur-300-350 ° C vóór het begin van operaties. Dan naar de volgende stappen verder door het plaatsen van chirurgische blauwe kussentjes neer op een alcohol afgeveegd benchtop. Een pad gaat onder de microscoop en de ander gaat op de circulerende verwarming pad waar de BP-analysers zijn gevestigd. Plaats een steriel veld dressing over zowel chirurgisch blauwe pads. Vul een roestvrijstalen instrument lade 1 / 3 van de weg met 70% alcohol. Gebruik voldoende 70% EtOH om alle chirurgische instrumenten te dekken. Gebruik een aparte steriele veld dressing en leg deze naast de microscoop. Plaats alle steriele instrumenten, hechtdraad, gaas, en katheters op dit steriele veld. Wees voorzichtig bij het openen van steriele instrumenten en hechtmateriaal niet ze kunnen worden besmet door het aanraken van hen. Het beste is om steriele handschoenen te gebruiken bij het uitvoeren van deze installatie procedure.
2. Mechanische set-up en procedures:
1. Catheter Set-up.
Aan set-up het rechterbeen murine katheter gebruikt om BP, eerste, op steriele handschoenen te meten. Krijgen dan de steriele PE-10 buizen van de geautoclaveerde zakje. Pak het midden van de buis met wijsvinger en duim waardoor ongeveer een centimeter tussen hen. Stretch dit deel van de slang gewoon een beetje om het dunner in diameter om te helpen met katheter inbrengen. Na het strekken van de buis snijd het in half met behulp van steriele schaar. De 5-inch buis moet nu twee stukken van ongeveer 2 ½-inch in lengte. Zorg ervoor dat u het bevel uitgerekt einde.
* NIET hoek van de schuine kant te veel want dit kan de kans op het verlaten van de lumen te verhogen door steken via de onderkant van de vaatwand.
Plaats een 30G naald in de niet-uitgerekte stompe uiteinde van de slang. Hier krijg je een steriele 1cc spuit en een 3-weg kraan. Gebruik een alcoholdoekje om de top van de 10cc steriele flacon met de gehepariniseerde zoutoplossing (0,1 ml Heparin/9.9ml Saline) steriliseren. Vul de spuit met 0,6-0.7cc van de heparine-oplossing. Bevestig de 30G naald en katheter aan het einde van de 3-weg die direct ligt aan de overkant van de mannelijke einde. Vul de kraan, 30G naald en PE-10 buis met de heparine-oplossing. Zorg ervoor dat alle luchtbellen te halen uit het systeem. De meest effectieve manier om alle luchtbellen te verwijderen is het gebruik van de zwaartekracht. Richt de naald naar de grond terwijl ze de slang bengelen aan de stationaire. Geef de naald hub een beweging van de vingers en de belletjes zal drijven naar de top van de heparine-oplossing. Verwijder de 30G naald uit de 3-weg en verwijder de bubbels. Trekken vloeistof in de 3-weg terug in de 1cc spuit om eventuele luchtbellen die gevangen zitten in de 3-weg te verwijderen en de slang vast aan de 3-weg. Ongeveer 1cc van het mengsel moet blijven in de spuit. De muis krijgt over 0.05cc van dit mengsel (als gevolg van het doorspoelen van de katheter doorgankelijkheid te houden bij het plaatsen) gelijk aan ongeveer 1U heparine / muis. Plaats deze voltooid katheter op het steriele veld dressing met de chirurgische instrumenten.
Aan set-up het linker been muizen katheter dezelfde procedure worden gevolgd als hierboven beschreven, met uitzondering van de 3-weg kraan. Het linkerbeen wordt gebruikt om het bloed af te nemen en de 3-weg kraan is niet nodig. Vul een andere steriele 1cc spuit met 0,15-0.2cc van de gehepariniseerde zoutoplossing mengsel. Sluit de 30G naald en PE-10 Tubing rechtstreeks naar de 1cc spuit. Vul deze linkerbeen katheter systeem met de oplossing. Verwijder de luchtbellen uit dit systeem, ook. Leg de katheter klaar op het steriele veld dressing met de steriele instrumenten.
2. Transducer Set-up.
Sluit een steriel transducer op de digi-med BPA 400 analyzer volgens de micro-med specificaties. Bevestig een 3-weg kraan aan beide uiteinden van de transducer. Vul een 10cc spuit met Ringerlactaat (LR) en voeg het bij de 3-weg, zodat de transducer zal plat liggen op het werkblad. Plaats een 23G naald in beide uiteinden van het stuk voorgesneden presterilized 18-inch PE-50 buizen. Bevestig een uiteinde van de PE-50 slang aan op de 3-weg met de 10cc spuit bevestigd. Vul de 3-weg-en PE-50 set-up met LR. Zorg ervoor dat alle luchtbellen te halen uit het systeem zoals beschreven in de vorige paragraaf. Bevestig de 3-weg naar de transducer en vul de transducer en de 2 e 3-weg met LR. Tot slot, bevestigt u de metalen mannetje-mannetje Leur-lock kraan om de 23G naald van de PE-50 buizen voor bevestiging aan het rechterbeen murine katheter.
* Het is cruciaal dat vloeibaar blijven in de transducer bij het in werking is.
* Volg de kalibratie en nul procedures volgens de Micro-med protocol.
3. Chirurgische en experimentele procedures:
1. Chirurgische ingrepen.
Begin met het toedienen van een intraperitoneale injectie van Pentobarbitol Natrium (Nembutol) (70mg/kg @ 01:10 verdunning). Deze procedure wordt bereikt door, enerzijds, het plukken van de muis omhoog uit zijn kooi met behulp van de basis (meest proximale einde) van zijn staart. Plaats vervolgens het dier op de top van de kooi, terwijl nog steeds met zijn staart. Pak de nek scruff van de muis met de duim en middelvinger aan beide zijden van de muis net achter de voorpoten. De wijsvinger wordt gebruikt om de huid terug te trekken op het hoofd / halsgebied in de richting van de scruff aan het hoofd te immobiliseren. Van de muis staart is vervolgens verpakt en plaats tussen de pink en de ringvinger, terwijl de ringvinger is gedrukt in de lumbale regio van de wervelkolom van de muis. De muis moet in slaap binnen 5 minuten. Nadat het dier is verdoofd plaats ze op de metalen plaat in de chirurgische rugligging. De losse lus tape techniek wordt gebruikt om de dieren te immobiliseren door taping hun uiteinden. De losse lus techniek met zich meebrengt gewoon snijden van dunne stroken tape en verpakking van de tape losjes rond elk van de voorpoten inferieur aan de poot en rond elk van de achterpoten inferieur aan de poot. De tape is dan weer vast aan zichzelf en de overgebleven tape is bevestigd aan het bestuur. Dit maakt de uiteinden van de muizen aan te nemen een meer natuurlijke anatomische positie. Van het dier buik-en liesstreek gebieden worden dan geschoren met behulp van Oster A5 klippers maat 40 mes. Een 4x4 gaas is overgoten met betadine en de chirurgische gebied is dan afgeveegd voor steriliteit.
Na immobilisatie en sterilisatie, is een neus met een 1cc van isofluraan geplaatst over de neus van de muis een paar seconden voordat de eerste incisie. De neus kegel bestaat uit een 50cc conische buis gevuld met een gaasje. De helft van de bodem van de buis is uitgesneden het creëren van een ruimte voor de neus van de muis om binnen te rusten zonder contact. Een cap (bodem van een weefsel opslag container) is geplaatst op het einde van de 50 cc conische om ervoor te zorgen de isofluraan dampen niet ontsnappen. Zodra het dier ademhaling begint te vertragen, is een klein 4-5mm incisie gemaakt in de huid parallel aan de linker interne schuine spieren van de onderbuik en de linker dwarse abdominus spier. Dissectie van de femorale ader en slagader volgt. Zorg ervoor dat niet aan de omringende spieren of zenuwen raken beschadigd. Om te beginnen deze dissectie, scheid de vetweefsel van de schuine en dwarse buikspieren door grijpen het vetweefsel met de dumonts op de buik-verbinding. Trek dit weefsel uit de buurt van de spierwand. Dan, stompe ontleden langs de buikspieren pesten weg fascia en het vetweefsel met behulp van het andere paar van de dumonts. Gewoon liggen onder dit vetweefsel de femorale ader en slagader, samen met de femorale zenuw.
* Zorg ervoor dat u de vastus intermedius, medialis en lateralis spier van de quadriceps femoris of de rectus femoris schade. Er is echt niet nodig om nog te pakken of aanraken van deze spieren.
* NIET AANRAKEN de nervus femuralis
Ontleden weg de zenuw door grijpen het vetweefsel dat ligt ernaast. Zijwaarts te trekken dit weefsel uit de ader en slagader en de zenuw zal volgen als het is ingebed in dit weefsel. Omdat de zenuw is lateraal getrokken, stompe ontleden de fascia door het plaatsen van de andere dumonts, punt naar beneden, tegen de slagader en het openen en sluiten ze. De schepen zijn zeer oppervlakkig dus zorg ervoor dat niet tegraven in de onderliggende spieren. Nadat de zenuw wordt gescheiden, gebruik dan de dumonts om de fascia die de vaten naar de spieren te scheiden. Houd de dumonts gesloten en zet de dumonts dorsaal van de schepen. Als het topje van de dumonts verschijnt aan de andere kant van de ader, open te stellen voor stompe de fascia ontleden. Houd de dumonts dorsaal van het schip en pak de eerste hechting. Zet de hechting in de dumonts en terug te trekken van de hechting door de opening tussen de schepen en de onderliggende spieren. Nogmaals, er is geen behoefte aan een omgeving spierschade.
Leg een totaal van 3, 6-0 hechtingen rond de ader en slagader. Suture 1 is het meest proximaal van de buikspieren. Legt een knoop, maar laat het los en hemostat het uit. De concave rand van het hemostaat moet rusten op de buik van het dier holte. Suture 2 is de meest distale in locatie. Deze hechtingen kan worden afgebonden onmiddellijk ligeren van de schepen en hemostated, opnieuw concave kant naar beneden. De distale en proximale hechtingen worden gebruikt om de schepen strak (om bloedverlies te voorkomen) te trekken en ze lift een beetje om te helpen bij katheter inbrengen. Hechtdraad 3 is een katheter ondersteuning van hechtdraad. Plaats deze hechting tussen de distale en proximale hechtingen. Das een losse knoop die gebruikt zal worden om de katheter veilig binnen in het schip na het inbrengen. Nadat de hechtingen zijn veilig, identificatie van de slagader door de dikke vaatwand. Het is erg wit. Maak een kleine incisie aan de bovenkant van de slagader met behulp van de microscissors. Maak dit gat dicht bij de distale hechting, dus er is een ruime hoeveelheid van de slagader voor de eerste katheter inbrengen. Gebruik de dumonts om het gat te openen door het plaatsen van het ene uiteinde van de dumonts in het arteriële lumen vat en sluiten ze over de vaatwand. Zorg ervoor dat het midden hechtdraad is proximaal van de arteriële gat, zodat het kan worden gebruikt om de katheter op zijn plaats na de initiële inbrengen. Terwijl u de slagaderwand de katheter te duwen in het lumen terwijl u het schip op de katheter. Lichtjes binden in het midden te ondersteunen hechtdraad tot de katheter op zijn plaats. Laat de proximale hemostaat. Deze release zal los van de proximale hechtdraad en de heropening van de hechtdraad rond de schepen. Op dit punt moet de arteriële druk terug te duwen bloed in de katheter. Pulserende bloed moeten zichtbaar zijn in de katheter. Houd de schepen rond de katheter met een dumont en gebruik de andere om de katheter te duwen in het vat ongeveer 4-5mm. Houd het schip rond de katheter helpt bij het voorkomen scheuren van de slagader. Het uiteinde van de katheter moet gewoon rust onder de interne schuin en dwars abdominus spieren. Voor bloedstolsel preventie in de arteriële lijn, terug te trekken bloed in de katheter en duw het terug in de muis een paar keer naar gehepariniseerde vloeistof trekken. Herhaal deze procedure voor het andere been voor bilaterale arteria femoralis canulatie. Haak het dier tot aan de fysiologische parameters te controleren, dat wil zeggen de BPA-400 analyzer en spoel het arteriële lijnen. Doe 1 of 2 druppels steriele zoutoplossing in de chirurgische opening naar het omliggende weefsel vochtig te houden. Zorg ervoor dat dit gebied verzadigd Tijdens de gehele procedure te houden. Plaats een steriel veld dressing over het dier gedurende de procedure voor het behoud van steriliteit.
Plaats chirurgische instrumenten in 70% alcohol en veeg ze met steriel gaasje. Doe ze in de hete kraal sterilisator voor ~ 20 seconden voor sterilisatie tussen de dieren. Verwijder de chirurgische instrumenten en spuit ze met 70% alcohol om hen te helpen af te koelen. Plaats ze op het steriel gaasje. Zorg ervoor dat er geen alcohol links op de instrumenten die terug komt in de volgende dieren.
2. Hemorragische Shock.
Meer dan een 15min. termijn, is ongeveer 1 / 2 van het bloed van de muis het volume teruggetrokken het bereiken van een gemiddelde arteriële druk van 28-32mm Hg.
* Voor een 25-27g muis het oorspronkelijke volume van het bloed onttrokken om de gewenste druk te bereiken is ongeveer 0.6cc
Deze procedure is een vaste druk methode, in tegenstelling tot een vast volume. Deze procedures kunnen echter worden gevolgd voor zowel vaste druk en vast volume bloeding. Terwijl hij voortdurend gecontroleerd, zal het dier blijven in hemorragische shock voor 1,5-3 uur. Als het dier probeert te compenseren en de gemiddelde arteriële druk weer begint te lichte stijging (zichtbaar via de BP / HV analyzer) trekken meer bloed naar de gewenste druk te bereiken. Hoewel de voedingssupplementen (0.05cc Nembutol IP) zijn zelden nodig zijn tijdens het HS procedure zal dierlijke ademhaling, snorhaar beweging, reflex tests, en de digitale BP / HR lezen te helpen bepalen wanneer een dier heeft behoefte aan een aanvulling van de anesthesie. Dieren worden gehouden onder lamp en op een circulerende verwarming pad om te helpen handhaven van een temperatuur van 36-37 ° C door middel van de hemorragische Shock procedure. Temperatuur wordt gecontroleerd via een rectale probe.
3. Reanimatie.
Na de schok tijd elapses, is het dier gereanimeerd (R) met behulp van lactaat Ringers (LR) oplossing op een vast volume van 3x per dier vergoten bloed volume. De LR volume is toegediend via een spuitpomp set af te zien, met een constante snelheid, het volume over een 15min. interval. Verwijder de katheter en ligeren van de vaartuigen die met de drie hechtingen. Trek de katheter net voorbij de proximale hechtdraad en bind deze hechtdraad volledig uit te schakelen. Dat wordt voorkomen dat bloedverlies. Collateral stroom voorkomt dat de achterste ledematen van ischemische worden.
4. Bericht Rescitation.
Na R beide achterste ledematen openingen zijn genaaid met behulp van steriele 4-0 PDSII hechtdraad. De losse lus tape is verwijderd en de dieren worden geplaatst in een schone kooi, die is gehouden op een circulerende verwarming pad voor een paar uur na herstel. Pijnstillende moet worden toegediend als de dieren beginnen te ontwaken uit de narcose goed beheer pijn. Buprenorfine (0.1mg/kg) wordt subcutaan geïnjecteerd als de dieren beginnen fysieke activiteit, maar niet eerder, om niet te ademhalingsfunctie compromis. Gebruik van agressieve post-operatieve monitoring gerechtvaardigd wordt door IACUC goedgekeurde protocol, dier gedrag en de huidige medische toestand wordt aanbevolen.
4. Geheimen voor succes:
- Wanneer het ontleden van de schepen, Zorg dat u de femorale zenuw TOUCH
- Zorg ervoor dat u de rectus femoris, rectus lateralis, en de vastus medialis spieren beschadigen. Er is echt niet nodig om nog te pakken of aanraken van deze spieren.
- Maak niet de hoek van de schuine kant van de katheter te scherpe, omdat dit zal leiden tot de katheter het verlaten van de lumen en ongecontroleerde bloeden
- Zorg ervoor dat de extra inspanning te blijven zo steriel mogelijk te maken.
- Zorg ervoor dat er geen luchtbellen in een van de katheter of transducer systemen.
- Zorg ervoor dat LR vocht hebben transducer, terwijl deze in werking is. Een droge run kan schade aan de BP-systeem.
- Maak de arteriële gat klein.
- Maak de arteriële gat dicht bij de distale hechtdraad.
- Push katheter tegelijkertijd trekken vat, over het voor katheter inbrengen om te voorkomen dat het rippen van de slagader.
- Zorg ervoor dat de chirurgische openingen te houden in de benen verzadigd met steriele zoutoplossing om ongecontroleerde weefselbeschadiging of het vochtverlies te voorkomen.
- Geduld en finesse zijn van cruciaal belang.
- Let goed op de fysiologie van het dier gedurende het experiment.
5. Post-operatieve Betreft:
- Controleer op ischemie in de benen. Hoewel onderpand stroom zou moeten voorkomen.
- Dier zou kunnen hebben problemen met het gebruik achterste ledematen als gevolg van chirurgische manipulatie en bijbehorende ontsteking. Passende wijze te beheren pijn.
- Het aanraken en vervolgens beschadiging van de zenuw kan leiden tot het onvermogen van het dier te mobiliseren.
Disclosures
Experimenten op dieren zijn toezicht en uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen en voorschriften uiteengezet door de Institutional Animal Care en gebruik Comite dat is ingesteld en het onderzoek uit te voeren en Compliance Office van de Universiteit van Pittsburgh, een volledig geaccrediteerde AALAS / AALAC instelling. Dierlijke bronnen zijn onder andere Jackson Laboratories en Charles Rivers Laboratories. Alle dieren ondergaan uitgebreide gezondheid zekerheid door elke leverancier en de Universiteit van interne diergezondheid Pittsburgh monitoringprogramma's. Dit onderzoek wordt uitgevoerd in overeenstemming met de Amerikaanse regering opdrachtgevers voor het gebruik van gewervelde dieren. Het programma is geregistreerd bij de USDA, en heeft een brief van zekerheid met de Public Health Service Bureau van Laboratory Animal Welfare.
Acknowledgments
Financiering Bron / Aantal Moleculaire Biologie van hemorragische Shock GM053789
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumonts(SS/45° angle 0.2x0.12mm-tip, 13.5cm length) | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| Surgical scissors (straight-12cm) | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| Hemostats (curved-12.5cm) | Fine Science Tools | 13009-12 | |
| Microscissors (spring scissors- straight-8cm) | Fine Science Tools | 15000-00 | |
| Forceps (0.8mm-tip, curved-10cm) | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| suture reel 6-0 | Fine Science Tools | 18020-60 | |
| suture 4-0 PDSII | Penn Vet | ETHZ304H | |
| gauze 4x4 | Any Supplier | ||
| cotton-tip applicator | Any Supplier | ||
| 30G needle | Any Supplier | ||
| 23G needle | Any Supplier | ||
| 3cc syringe | Any Supplier | ||
| 5cc syringe | Any Supplier | ||
| 10cc syringe | Any Supplier | ||
| 50cc conical tube | Any Supplier | ||
| 1cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10) | Fisher Scientific | 14-170-12P | |
| Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50) | Fisher Scientific | 14-170-12B | |
| 3-way stopcock | Fisher Scientific | NC9779127 | |
| surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| straight side wide mouth jars (used as cap for nose cone) | VWR international | 159000-058 | |
| stainless steel tray 8" x 11" | VWR international | 62687-049 | |
| male-male leur lock 3-way | VWR international | 20068-909 | |
| sterilization pouch 3"x8" | VWR international | 24008 | |
| sterilization pouch 5"x10" | VWR international | 24010 | |
| Wild M650 microscope w/ boom stand | Leica Microsystems | ||
| Leica IC D digital camera/live image | Leica Microsystems | ||
| Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator | Micro-Med | SYS-400 | |
| TXD-310 (Digi-Med Transducer) | Micro-Med | TXD-300 | |
| Computer | Dell | ||
| Hot bead instrument sterilizer | VWR international | 18000-45 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR international | 10749-020 | |
| circulating heating pad 18x26 | Harvard Apparatus | py872-5272 | |
| rectal thermometer | Kent Scientific | RET-3 | |
| Pentobarbital Sodium (Nembutol Sodium Solution) (70mg/kg) | OVATION Pharmaceuticals | ||
| Buprenorphine HCl (0.1mg/kg) | Bedford Laboratories | ||
| Lactated Ringers Injection 250cc IV bag | Baxter Internationl Inc. | ||
| Aerrane (Isoflurane) (99.9%) | NLS Animal Health | 105996 | |
| Heparin Sodium (1000U) | Abraxis BioScience | ||
| Bacteriostatic Sodium Chloride (0.9%) | Hospira Inc. | ||
| Ethyl Alcohol (70%) | Pharmco-AAPER | ||
| Triadine Povidone Iodine (Betadine) | Triad disposables |
References
- Baker, C. C., Oppenheimer, L., Stephens, B.
- Hierholzer, C., Billiar, T. R. Molecular mechanisms in the early phase of hemorrhagic shock. Langenbeck's Arch Surg. 386, 302-308 (2001).
- Dutton, R. P., Stansbury, L. G., Leone, S., Kramer, E., Hess, J. R., Scalea, T. M. Trauma Mortality in Mature Trauma Systems: Are We Doing Better? An Analysis of Trauma Mortality Patterns. J Trauma. , Forthcoming (2010).
- Frink, M., van Griensven, M., Kobbe, P., Brin, T., Zeckey, C., Vaske, B., Krettek, C., Hildebrand, F. IL- 6 predicts organ dysfunction and mortality in patients with multiple injuries. Scand J Trauma Resusc Emerg Med. 17, 49-49 (2009).
- DeCamp, M. M., Demling, R. H.
- Faist, E., Baue, A. E., Dittmer, H., Heberer, G. Multiple Organ Failure in Polytrauma Patients. Journal of Trauma. 23, 775-787 (1983).
- Kalff, J. C., Hierholzer, C., Tsukada, K., Billiar, T. R., Bauer, A. J. Hemorrhagic shock results in intestinal muscularis intercellular adhesion molecule (ICAM-1) expression, neutrophil infiltration, and smooth muscle dysfunction. Arch Orthop Trauma Surg. 119, 89-93 (1999).
- Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D., Bauer, A., Pape, H. C. IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock. Cytokine. 45, 26-31 (2009).
- Ulloa, L., Tracey, K. J. The 'cytokine profile' a code for sepsis. Trends in Mol. Med. 11, 56-63 (2005).
- Darwiche, S., Kobbe, P., Pfeifer, R., Kohut, L., Pape, H. C., Billiar, T. R. Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model. J Vis Exp. , (2010).
- Tsukamoto, T., Pape, H. C. Animal models for trauma research: what are the options. Shock. 31, 3-10 (2009).
- Moochhala, S., Wu, J., Lu, J. Hemorrhagic shock: an overview of animal models. Front Biosci. 14, 4631-469 (2009).
- Chaudry, I. H., Ayala, A., Ertel, W., Stephan, R. N. Hemorrhage and resuscitation: immunological aspects. Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol. 259, 663-678 (1990).
- Lagoa, C. E., Bartels, J., Baratt, A., Tseng, G., Clermont, G., Fink, M. P., Billiar, T. R., Vodovotz, Y. The role of initial trauma in the host's response to injury and hemorrhage: insights from a correlation of mathematical simulations and hepatic transcriptomic analysis. Shock. 26, 592-600 (2006).
- Prince, J. M., Levy, R. M., Yang, R., Mollen, K. P., Fink, M. P., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. Toll-like receptor-4 signaling mediates hepatic injury and systemic inflammation in hemorrhagic shock. J Am Coll Surg. 202, 407-417 (2006).
- Meng, Z. H., Dyer, K., Billiar, T. R., Tweardy, D. J. Essential role for IL-6 in postresuscitation inflammation in hemorrhagic shock. Am J Physiol Cell Physiol. 280, C343-C351 (2001).
- McCloskey, C. A., Kameneva, M. V., Uryash, A., Gallo, D. J., Billiar, T. R. Tissue Hypoxia activates JNK in the liver during hemorrhagic shock. Shock. 22, 380-386 (2004).
- Li, Y., Xiang, M., Yuan, Y., Xiao, G., Zhang, J., Jiang, Y., Vodovotz, Y., Billiar, T. R., Wilson, M. A., Fan, J. Hemorrhagic shock augments lung endothelial cell activation: role of temporal alterations of TLR4 and TLR2. Am J Phsyiol Regul Integr Comp Physiol. 297, 1670-1680 (2009).
- Xu, Y. X., Ayala, A., Chaudry, I. H. Prolonged immunodepression after trauma and hemorrhagic shock. J Trauma. 44, 335-341 (1998).
- Abraham, E., Chang, Y. H. Haemorrhage-induced alterations in function and cytokine production of T cells and T cell subpopulations. Clin. Exp. Immunol. 90, 497-502 (1992).
- Peitzman, A. B., Billiar, T. R., Harbrecht, B. G., Kelly, E., Udekwu, A. O., Simmons, R. L.
- Angele, M. K., Knoferl, M. W., Schwacha, M. G., Ayala, A., Cioffi, W. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. Sex steriods regulate pro- and anti- inflammatory cytokine release by macrophages after trauma-hemorrhage. Am. J. Physiol. 277, C35-C42 (1999).
- Takashi, K., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A., Schwacha, M. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. Trauam- Hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell function in mice. J of Immunology. 177, 4514-4520 (2006).
- Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G.
- Frei, R., Steinle, J., Birchler, T., Loeliger, S., Roduit, C., Steinhoff, D., Seibl, R., Buchner, K., Seger, R., Reith, W., Lauener, R. P. MHC class II molecules enhance Toll-like receptor mediated innate immune responses. PloS One. 5, 8808-8808 (2010).
- Matsutani, T., Anantha Samy, T. S., Kang, S. C., Bland, K. I., Chaudry, I. H. Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage. Cytokine. 30, 168-176 (2004).
- Prince, J. M., Levy, R. M., Bartels, J., Baratt, A., Kane, J. M., Lagoa, C., Rubin, J., Day, J., Wei, J., Fink, M. P. In silico and in vivo approach to elucidate the inflammatory complexity of CD14-deficient mice. Mol Med. 12, 88-96 (2006).
- Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D. W., Bauer, A. J., Pape, H. C. IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock. Cytokine. 45, 26-31 (2009).
- Prince, J. M., Ming, M. J., Levy, R. M., Liu, S., Pinsky, D. J., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. Early Growth Response 1 mediates the systemic and hepatic inflammatory response initiated by hemorrhagic shock. Shock. 27, 157-164 (2007).
- Matsutani, T., Samy, A. nantha, Kang, T. S., Bland, S. -C., Chaudry, K. I., H, I. Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage. Cytokine. 30, 168-176 (2005).
- Rushing, G. D., Britt, L. D. Reperfusion injury after hemorrhage: a collective review. Ann Surg. 247, 929-937 (2008).
- Makley, A. T., Goodman, M. D., Friend, L. W., Bailey, S. R., Lentsch, A. B., Pritts, T. A. Damage control resuscitation with fresh blood products attenuates the systemic inflammatory response following hemorrhagic shock. J Surg Res. 158, 423-423 (2010).
- Stansbury, L. G., Dutton, R. P., Stein, D. M., Bochicchio, G. V., Scalea, T. M., Hess, J. R. Controversy in trauma resuscitation: do ratios of plasma to red blood cells matter? Transfus Med Rev. 23, 255-265 (2009).
- Gao, J., Zhao, W. X., Xue, F. S., Zhou, L. J., Yu, Y. H., Zhou, H. B. Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection. J Trauma. 6, 1213-1219 (2009).
- Maier, S., Holz-Holzl, C., Pajk, W., Ulmer, H., Hengl, C., Dunser, M., Haas, T., Velik-Salchner, C., Fries, D., Greiner, A., Hasibeder, W., Knotzer, H. Microcirculatory parameters after isotonic and hypertonic colloidal fluid resuscitation in acute hemorrhagic shock. J Trauma. 66, 33-45 (2009).
- Stahel, P. F., Smith, W. R., Moore, E. E. Current trends in resuscitation strategy for the multiply injured patient. Injury. 40, 27-35 (2009).
- Dar, D. E., Soustiel, J. F., Zaaroor, M., Em, B., L, A., Shapira, Y., Semenikhina, L., Solopov, A., Krausz, M. M. Moderate lactated ringer's resuscitation yields best neurological outcome in controlled hemorrhagic shock combined with brain injury in rats. Shock. , Forthcoming (2009).
- Moon, P. F., Hollyfield-Gilbert, M. A., Myers, T. L., Uchida, T., Kramer, G. C. Fluid compartment in hemorrhaged rats after hyperosmotic crystalloid and hyperoncotic crystalloid resuscitation. Am J Physiol. 270, F1-F8 (1996).
- Perel, P., Roberts, I. Colloids vs crystalloids for fluid resuscitation in critically ill patients. Cochrane Database System Rev. 4, CD000567-CD000567 (2007).
