Summary
Der hämorrhagische Schock Modell verfügt über eine zuverlässige und reproduzierbare Ressource erleichtert die Identifikation und das Verständnis von Signalkaskaden mit Entzündung und Endorganschäden nach einem Trauma verbunden gewesen. Dieser Artikel enthält eine Schritt-für-Schritt-Beschreibung der chirurgischen und mechanischen Aspekte mit dem hämorrhagischen Schock experimentelle Vorgehensweise in Mäusen.
Abstract
Es ist allgemein bekannt, dass schwere Blutverlust und traumatische Verletzungen können zu einer Kaskade von schädlichen Signalwege führt oft zu Mortalität. 1, 2, 3, 4, 5 führen (MOD Diese Signalwege können auch zu einer Sepsis und / oder Multiorganversagen führen ). 6, 7, 8, 9 Es ist wichtig, dann zu den Ursachen der unterdrückten Immunfunktion und schädliche Signalkaskaden zu untersuchen, um effektivere Wege, um Patienten, die von traumatischen Verletzungen leiden, zu helfen zu entwickeln. 10 Diese festen Druck hämorrhagische Schock (HS) Verfahren, obwohl technisch anspruchsvoll, ist eine hervorragende Ressource für die Untersuchung dieser pathophysiologischen Bedingungen. 11, 12, 13 Advances in der Beurteilung von biologischen Systemen, dh Systembiologie haben die wissenschaftliche Gemeinschaft aktivieren, damit Sie besser zu verstehen komplexe physiologische Netzwerke und zelluläre Kommunikation Muster. 14 hämorrhagischen Schock hat sich als wichtiges Instrument für die Enthüllung dieser zellulären Kommunikation Muster, wie sie die Immunfunktion beziehen. 15, 16, 17, 18 Dieses Verfahren bewältigt werden können! Dieses Verfahren kann auch entweder als ein festes Volumen oder konstantem Druck Ansatz verwendet werden. Wir angepasst diese Technik im Mausmodell die Forschung in angeborene und erworbene Immunsystem stärken. 19, 20, 21 sind aufgrund ihrer geringen Größe HS in Mäusen stellt einzigartige Herausforderungen. Allein aufgrund der vielen verfügbaren Mausstämme, stellt diese Art eine einzigartige Ressource für das Studium der biologischen Reaktionen. Das HS-Modell ist ein wichtiges Modell für die Untersuchung zellulärer Kommunikationsverhalten und die Reaktionen der Systeme, wie Hormon-und Entzündungsmediatoren Systeme und Warnsignale, dh DAMP und PAMP Hochregulation wie es unterschiedliche Reaktionen, die von anderen Formen des Schocks unterscheiden hervorruft. 22, 23 , 24, haben 25 Die Entwicklung von transgenen Maus-Stämme und die Induktion von biologischen Wirkstoffen zu bestimmten Signalisierung hemmen wertvolle Chancen zur weiteren Erläuterung unser Verständnis von der Auf-und Down-Regulation der Signaltransduktion nach schweren Blutverlusten, dh HS und Trauma 26, 27 vorgestellt , 28, 29, 30.
Es gibt zahlreiche Methoden Reanimation (R) in Verbindung mit HS und Trauma. 31, 32, 33, 34 A mit festem Volumen Reanimation Methode ausschließlich Ringer-Laktat-Lösung (LR), gleich dreimal das vergossene Blut Volumen in diesem Modell wird verwendet, endogene Mechanismen wie Remote-Orgel Verletzungen und systemische Entzündung zu untersuchen. 35, 36, 38 Diese Methode der Wiederbelebung ist als wirksam erwiesen bei der Beurteilung der Auswirkungen der HS und Trauma 38, 39.
Protocol
1. Instrument und OP-Feld Zubereitung:
1. Instrumenten-Aufbereitung.
Alle chirurgischen Eingriffe werden unter aseptischen Bedingungen. Ein chirurgischer blauen Pad und sterilen Bereich Dressing verwendet werden. Alle Materialien und Geräte sind vor Gebrauch sterilisiert. 6-0 Suture, Wattestäbchen Applikatoren, Gaze, Stecker-Stecker 3-Wege-Hähne, und die Instrumente sind Autoklaven sterilisiert. Wandler, PE-50 und PE-10 Schläuche sind Ethylenoxid sterilisiert. Alle 3-Wege-Hähne, Spritzen und Nadeln sind sterile erhalten.
6-0 Naht ist in 1-Zoll-Stücke (6 Stück / Tier) geschnitten und in kleinen Sterilisation Beutel. Cotton-Spitze Applikatoren, 4x4 Gaze Plätzen und Stecker-Stecker 3-Wege-Hähne sind entweder in kleinen oder mittleren Sterilisation Beutel und autoklaviert setzen. Die chirurgischen Instrumente werden Autoklaven sterilisiert jeden Abend. Sie sind nach der Operation mit antibakterieller Seife und Leitungswasser gewaschen. Sie dürfen auf einer sauberen chirurgischen blauen Pad trocken. Sie werden dann vorsichtig in eine Sterilisation Beutel gelegt und sterilisiert für den Einsatz am nächsten Tag.
Da die Sensoren und Rohre aus Kunststoff-Komponenten, müssen sie sterilisiert mit Gas, dh Ethylenoxid. PE-10-Schlauch wird in 5-cm große Stücke geschnitten und in einen kleinen Beutel Sterilisation. PE-50-Schlauch wird in 18-Zoll-Stücke geschnitten und in ein Medium Sterilisation Beutel.
2. OP-Feld.
Zum Einrichten der OP-Feld zunächst auf dem heißen Perle Sterilisator wiederum, um sicherzustellen, erreicht er die entsprechende Temperatur-300-350 ° F, bevor Operationen. Dann auf die nächsten Schritte gehen, indem chirurgischen blauen Pads nach unten auf ein Alkohol abgewischt Labortisch. Ein Pad geht unter dem Mikroskop und der andere geht auf die zirkulierenden Heizkissen, wo die BP-Analysatoren befinden. Legen Sie einen sterilen Bereich Dressing über den beiden chirurgischen blauen Pads. Füllen Sie ein Edelstahl Sterilisierkassettensystem 1 / 3 des Weges mit 70% Alkohol. Verwenden Sie ausreichend 70% EtOH für alle chirurgischen Instrumente. Verwenden Sie eine separate sterile Bereich Dressing und legen Sie sie neben dem Mikroskop. Legen Sie alle sterilen Instrumente, Nahtmaterial, Gaze, und Katheter auf dieser sterilen Bereich. Seien Sie vorsichtig beim Öffnen sterile Instrumente und Nahtmaterial Nicht, um sie durch Berühren sie kontaminieren. Am besten ist es sterile Handschuhe zu verwenden, wenn Sie diese Setup-Prozedur.
2. Mechanische Set-up und Verfahren:
1. Katheter Set-up.
Zum Einrichten des rechten Beines murine Katheter verwendet werden, um BP, erstens, auf sterile Handschuhe anziehen zu messen. Dann nutzen Sie die sterile PE-10-Schlauch aus dem autoklaviert Tasche. Besorgen Sie sich die Mitte der Schlauch mit Zeigefinger und Daumen, wobei etwa einen Zentimeter zwischen ihnen. Stretch diesem Abschnitt des Rohres nur ein bisschen, um es dünner im Durchmesser, mit Katheter helfen. Nach dem Dehnen Sie den Schlauch schneiden Sie es in der Hälfte mit einer sterilen Schere. Das 5-Zoll-Schlauch sollte nun zwei Stücke ca. 2 ½-Zoll in der Länge sein. Vergewissern Sie sich, zur Abschrägung der gestreckten Ende.
* NICHT Winkel der abgeschrägten Kante zu viel, da dies die Chancen der Austritt aus dem Lumen durch Stossen durch die Unterseite der Gefäßwand erhöhen.
Legen Sie eine 30G Nadel in den stumpfen ungedehnt Ende des Schlauchs. Holen Sie sich eine sterile 1cc Spritze und eine 3-Wege-Hahn. Verwenden Sie einen Alkoholtupfer an die Spitze der 10cc sterile Fläschchen mit dem heparinisierten Kochsalzlösung (0,1 ml Heparin/9.9ml Saline) sterilisieren. Füllen Sie die Spritze mit 0,6-0.7cc der Heparin-Lösung. Bringen Sie die 30G Nadel und Katheter bis zum Ende des 3-Wege, die direkt gegenüber dem männlichen Ende. Füllen Sie den Hahn, 30G Nadel und PE-10-Schlauch mit dem Heparin-Lösung. Achten Sie darauf, alle Luftblasen raus aus dem System. Der effektivste Weg, um alle Luftblasen zu entfernen, ist die Schwerkraft nutzen. Richten Sie die Nadel auf den Boden während der Vermietung der Schläuche hängen die Labortisch. Geben Sie dem Kanülenansatz einer Bewegung aus dem Finger und die Blasen an die Spitze des Heparin-Lösung zu schweben. Entfernen Sie die 30G Nadel aus dem 3-Wege, und entfernen Sie die Luftblasen. Ziehen Sie Flüssigkeit in das 3-Wege zurück in die Spritze 1cc keine Blasen, die in den 3-Wege gefangen sind zu entfernen und bringen Sie den Schlauch mit dem 3-Wege. Etwa 1cc der Mischung sollte in der Spritze verbleiben. Die Maus wird über 0.05cc dieser Mischung (als Ergebnis der Spülung des Katheters, um die Durchgängigkeit beim Einführen zu halten) entspricht etwa 1U Heparin / Maus erhalten. Legen Sie das ausgefüllte Katheter auf den sterilen Bereich Dressing mit den chirurgischen Instrumenten.
Zum Einrichten des linken Beines murine Katheter nach dem gleichen Verfahren wie oben, mit Ausnahme des 3-Wege-Hahn beschrieben. Das linke Bein wird verwendet, um das Blut zu ziehen und die 3-Wege-Hahn ist nicht erforderlich. Füllen Sie anderen sterile Spritze mit 1ml 0,15-0.2cc der heparinisierten Kochsalzlösung Mischung. Schließen Sie die 30G Nadel und PE-10 tubing direkt an den 1cc Spritze. Füllen Sie dieses linke Bein Katheter-System mit der Lösung. Entfernen Sie die Luftblasen aus diesem System, auch. Legen Sie das ausgefüllte Katheter auf den sterilen Bereich Dressing mit dem sterilen Instrumenten.
2. Transducer Set-up.
Schließen Sie einen sterilen Schallkopf auf die digi-med BPA 400-Analysator nach dem Mikro-med-Spezifikationen. Bringen Sie ein 3-Wege-Hahn an den beiden Enden des Wandlers. Füllen Sie ein 10cc Spritze mit Ringer-Laktat-Lösung (LR) und verbinden Sie es mit dem 3-Wege, so dass die Wandler flach auf dem Labortisch. Legen Sie eine 23G Nadel in beide Enden des Stückes von vorgeschnittenen steril 18-Zoll PE-50 Schlauch. Befestigen Sie das eine Ende des PE-50 Schlauch mit dem 3-Wege mit dem 10cc Spritze befestigt. Füllen Sie das 3-Wege-und PE-50 Set-up mit LR. Achten Sie darauf, alle Luftblasen raus aus dem System, wie im vorherigen Abschnitt beschrieben. Bringen Sie die 3-Wege, um den Wandler und füllen den Wandler und 2 nd 3-Wege mit LR. Schließlich, fügen Sie die Metall-Stecker-Stecker leur-lock-Hahn die 23G Nadel des PE-50-Schlauch für den Anbau an das rechte Bein murine Katheter.
* Es ist wichtig, dass Flüssigkeit in den Wandler bleiben im Betrieb.
* Folgen Kalibrier-und Null-Verfahren nach Micro-med-Protokoll.
3. Chirurgische und experimentelle Verfahren:
1. Chirurgische Verfahren.
Beginnen Sie mit der Verwaltung eine intraperitoneale Injektion von Pentobarbitol Natrium (Nembutol) (70mg/kg @ 1:10 Verdünnung). Dieses Verfahren wird durch erreicht, zuerst, Kommissionierung die Maus nach oben aus dem Käfig mit Hilfe der Basis (die meisten proximalen Ende) mit dem Schwanz. Als nächstes legen Sie das Tier auf der Oberseite des Käfigs bei gedrückter mit dem Schwanz. Besorgen Sie sich die Hals scruff der Maus mit dem Daumen und Mittelfinger an beiden Seiten der Maus direkt hinter der Vorderpfoten. Der Zeigefinger wird verwendet, um die Haut auf dem Kopf / Hals-Bereich zurückziehen zu das Genick, den Kopf zu fixieren. Die Maus am Schwanz wird dann gewickelt und hielt zwischen den kleinen Finger und der Ringfinger, während der Ringfinger in die Lendengegend der Maus über den Rücken gedrückt wird. Die Maus sollte schlief innerhalb von 5 Minuten. Nachdem das Tier ist betäubt legen Sie sie auf das Metall chirurgischen Platte in der Rückenlage. Die lose Flauschband Technik wird verwendet, um die Tiere durch Abkleben ihre Extremitäten zu immobilisieren. Die lose Loop-Technik bringt einfach Schneiden von dünnen Klebestreifen und Wickeln Sie das Band locker um jede der vorderen Gliedmaßen schlechter als die Pfote und um jede der hinteren Gliedmaßen schlechter als die Pfote. Das Band wird dann auf sich selbst zurück stecken und der linken Seite über Band ist an den Vorstand angeschlossen. Dies ermöglicht den Extremitäten der Mäuse zu einer natürlichen anatomischen Position zu übernehmen. Das Tier ist Bauch-und Leistengegend Bereiche werden dann rasiert mit Oster A5 Schermaschinen Größe 40 Klinge. Ein 4x4 Gaze mit betadine übergossen und die OP-Bereich wird dann auf Sterilität ausgelöscht.
Nach der Immobilisierung und Sterilisation ist eine Bugspitze mit 1cc von Isofluran über die Maus die Nase ein paar Sekunden, bevor der erste Schnitt gesetzt. Die Nase Kegel besteht aus einem konischen Rohr 50cc mit Gaze gefüllt. Die Hälfte der Boden des Röhrchens wird einen Raum zu schaffen für die Maus die Nase nach innen Rest ohne Kontakt abgeschnitten. Eine Kappe (Boden eines Gewebes Vorratsbehälter) wird auf das Ende der 50cc konische platziert, um sicherzustellen, dass die Isofluran-Dämpfe nicht entweichen. Sobald das Tier Atmung zu verlangsamen beginnt, ist ein kleines 4-5mm Einschnitt in die Haut parallel zur linken M. obliquus internus des Bauches und des linken Quer abdominis gemacht. Präparation des femoralen Vene und Arterie folgt. Vergewissern Sie sich nicht an die umgebenden Muskeln oder berühren Nerven beschädigt werden. Zu Beginn dieser Sektion, separate das Fettgewebe von der schrägen und quer Bauchmuskeln durch Ergreifen des Fettgewebes mit der Dumonts an der Bauch-Verbindung. Ziehen Sie dieses Gewebe vom Muskel Wand. Dann, stumpf sezieren entlang der Bauchmuskulatur Hänseleien weg Faszien und Fettgewebe mit dem anderen Paar Dumonts. Gerade unter diesem Fettgewebe liegen die femorale Vene und Arterie zusammen mit dem N. femoralis.
* Achten Sie darauf, nicht auf die vastus intermedius, medialis und lateralis des Quadrizeps femoris oder des M. rectus femoris Schäden. Es gibt wirklich keinen Grund zu greifen oder gar berühren diese Muskeln.
* Berühren Sie nicht den N. femoralis
Dissect entfernt die Nerven durch Ergreifen des Fettgewebes, die neben ihm liegt. Ziehen Sie dieses Gewebe seitlich aus der Vene und Arterie und die Nerven werden folgen, wie es in diesem Gewebe eingebettet ist. Da der Nerv seitlich gezogen wird, stumpf sezieren der Faszie, indem Sie die anderen Dumonts, zeigen nach unten, gegen die Arterie und das Öffnen und Schließen. Die Schiffe sind sehr oberflächlich so sicher sein, nichtdig in die darunter liegenden Muskeln. Nach der Nerv getrennt, verwenden Sie die Dumonts der Faszie hält die Gefäße, um die Muskeln zu trennen. Halten Sie die Dumonts geschlossen lassen und die Dumonts dorsal der Gefäße. Als die Spitze des Dumonts erscheint auf der anderen Seite der Vene, öffnen Sie sie, um stumpfe sezieren die Faszie. Halten Sie die Dumonts dorsal auf das Schiff und packen die erste Naht. Legen Sie den Faden in die Dumonts und ziehen Sie den Faden wieder durch die Öffnung zwischen den Gefäßen und der darunter liegenden Muskeln. Auch hier gibt es keine Notwendigkeit, alle umliegenden Muskelschäden.
Legen Sie insgesamt 3, 6-0 Fäden rund um die Vene und Arterie. Suture 1 ist die am meisten proximal der Bauchmuskulatur. Verknoten aber lassen Sie es locker und hemostat es ab. Die konkave Rand der hemostat sollte auf das Tier Bauchhöhle ruhen. Suture 2 ist die am weitesten distal in Lage. Diese Naht kann abgebunden sofort Ligieren der Schiffe und hemostated wieder konkaven Seite nach unten. Die distalen und proximalen Nähte werden verwendet, um die Gefäße straff (um den Blutverlust zu verhindern) ziehen und heben sie ein wenig, um in Katheter Einführhilfe. Suture 3 ist ein Katheter Unterstützung Naht. Platzieren Sie diese Naht zwischen den distalen und proximalen Nähten. Tie einen lockeren Knoten, die verwendet werden, um den Katheter in das Gefäß nach dem Einsetzen sicherer werden. Nach den Nähten sicher sind, identifizieren die Arterie durch die dicke Gefäßwand. Es ist sehr weiß. Machen Sie einen kleinen Schnitt auf der Oberseite der Arterie mit dem Mikroschere. Machen Sie dieses Loch in der Nähe des distalen Naht, so gibt es eine reichliche Menge der Arterie für die erste Katheter. Verwenden Sie die Dumonts, um das Loch, indem das eine Ende des Dumonts in die arterielle Gefäßlumen und Schließen sie über die Gefäßwand zu öffnen. Seien Sie sicher, dass die mittlere Naht proximal der arteriellen Loch kann also verwendet werden, um den Katheter in Position zu halten nach dem ersten Einsetzen werden. Halten Sie die Arterienwand schieben Sie den Katheter in das Lumen und ziehen das Schiff über den Katheter. Leicht Krawatte in der Mitte zu unterstützen Naht um den Katheter in Position zu halten. Lassen Sie die proximalen hemostat. Diese Version wird lockern die proximale Naht und öffnen Sie die Naht um die Gefäße. An diesem Punkt sollte der arterielle Druck Blut zurück schieben in den Katheter. Pulsierende Blut sichtbar sein soll in den Katheter. Halten Sie die Schiffe rund um den Katheter mit einem dumont und die anderen, um den Katheter in das Gefäß etwa 4-5mm zu schieben. Halten Sie das Gefäß um den Katheter hilft zu verhindern, Einreißen der Arterie. Die Spitze des Katheters sollte sich direkt unter der internen schräg und quer abdominis Muskeln. Für Vorbeugung von Blutgerinnseln in der arteriellen Linie, zurückzutreten Blut in den Katheter und schieben Sie sie zurück in die Maus mehrmals heparinisierten Flüssigkeit einzuflößen. Wiederholen Sie diesen Vorgang für das andere Bein für bilaterale Femoralarterie Kanülierung. Haken Sie das Tier bis zur physiologischen Parameter zu überwachen, dh die BPA-400-Analysator und bündig die arterielle Linien. Stellen Sie 1 oder 2 Tropfen steriler Kochsalzlösung in die chirurgische Eröffnung des umliegenden Gewebes feucht zu halten. Achten Sie darauf, diesen Bereich während des gesamten Verfahrens gesättigt zu halten. Legen Sie einen sterilen Bereich Dressing über das Tier während des gesamten Verfahrens zu helfen, der Aufrechterhaltung der Sterilität.
Legen Sie chirurgische Instrumente in 70% Alkohol und wischen sie mit steriler Gaze. Setzen Sie sie in die heiße Perle Sterilisator für ~ 20 Sekunden für die Sterilisation von Tieren. Entfernen Sie die chirurgischen Instrumente und besprühen sie mit 70% igem Alkohol, um sie abzukühlen. Legen Sie sie auf den sterilen Tupfer. Stellen Sie sicher, es gibt keinen Alkohol auf die Instrumente, die zurück Tropf wird in den nächsten Tieren überlassen.
2. Hämorrhagischen Schock.
Mehr als ein 15min. Zeitrahmen beträgt ca. 1 / 2 der Maus das Blutvolumen zurückgezogen Erreichen eines mittleren arteriellen Druck von 28-32mm Hg.
* Für einen 25-27g Maus das ursprüngliche Volumen von Blut entnommen, um den gewünschten Druck zu erreichen, ist ungefähr 0.6cc
Dieses Verfahren ist ein fester Druck-Verfahren wie bei einem festen Volumen gegenüber. Diese Verfahren können jedoch sowohl für feste Druck und festem Volumen Blutungen gefolgt werden. Während konsequent überwacht werden, wird das Tier in hämorrhagischen Schock für 1,5-3 Stunden zu bleiben. Da das Tier versucht zu kompensieren und den mittleren arteriellen Druck beginnt wieder leicht ansteigen (sichtbar über das BP / HR Analyzer) zurücktreten mehr Blut auf den gewünschten Druck zu erreichen. Obwohl Ergänzungen (0.05cc Nembutol IP) sind selten jemals während der HS-Verfahrens benötigt werden tierische Atmung, whisker Bewegung, Reflex-Tests, und die digitale BP / HR Lesehilfe bestimmen, wann ein Tier braucht eine Ergänzung der Anästhesie. Die Tiere werden unter Lampe und auf ein umlaufendes Heizkissen zur Aufrechterhaltung einer Temperatur von 36-37 ° C gehalten durch die hämorrhagische Schock Verfahren. Die Temperatur wird über eine rektale Sonde überprüft.
3. Resuscitation.
Nach dem Schock der Zeit Elapses ist das Tier wiederbelebt (R) mit Ringer-Laktat-(LR)-Lösung bei einem festen Volumen von 3x jedes Tier das vergossene Blut Volumen. Der LR Volumen ist über eine Spritzenpumpe eingestellt verzichten verwaltet, mit einer konstanten Rate, die Lautstärke über einen 15min. Intervall. Entfernen des Katheters und ligieren die Gefäße mit den 3 Nähten. Ziehen Sie den Katheter direkt hinter der proximalen Naht und Krawatte diese Naht völlig aus. Das wird verhindern, dass der Blutverlust. Collateral Strömung verhindert die Hinterbeine davor ischämischer.
4. Beitrag Rescitation.
Nach R beiden hinteren Gliedmaßen Öffnungen sind bis über sterile 4-0 PDSII Naht genäht. Die lose Flauschband wird entfernt und die Tiere werden in einem sauberen Käfig, auf einem umlaufenden Heizkissen für mehrere Stunden nach Wiederherstellung gehalten wird gestellt. Analgetikum zu verabreichen als die Tiere aus der Narkose erwachen, um richtig zu verwalten Schmerzen beginnen. Buprenorphin (0.1mg/kg) wird subkutan, wie die Tiere körperliche Aktivität beginnen injiziert, jedoch nicht vor, damit sie nicht Atemfunktion beeinträchtigen. Verwenden von aggressiven postoperativen Überwachung von IACUC genehmigten Protokoll, einzelne Tier Verhalten, und der aktuellen medizinischen Bedingungen gewährleistet wird empfohlen.
4. Secrets for Success:
- Wenn Zerlegung der Schiffe, sicher sein, nicht der N. femoralis TOUCH
- Achten Sie darauf, nicht auf den rectus femoris, M. rectus lateralis und M. vastus medialis Muskeln beschädigt werden. Es gibt wirklich keinen Grund zu greifen oder gar berühren diese Muskeln.
- Machen Sie nicht den Winkel der Abschrägung des Katheters zu scharf, da dies mit dem Katheter Verlassen des Lumen und unkontrollierte Blutungen führen
- Achten Sie darauf, den zusätzlichen Aufwand zu bleiben so steril wie möglich erfolgen.
- Stellen Sie sicher, es gibt keine Luftblasen in einem der Katheter oder Wandler-Systemen.
- Achten Sie darauf, LR Flüssigkeit in Wandler haben, während es in Betrieb ist. Ein Testlauf könnte Ihre BP-System.
- Machen Sie den arteriellen Loch klein.
- Machen Sie den arteriellen Loch in der Nähe des distalen Naht.
- Push-Katheter gleichzeitig ziehen Gefäß darüber, für Katheter, um zu vermeiden das Rippen der Arterie.
- Achten Sie darauf, die operative Öffnungen in den Beinen mit einer sterilen Kochsalzlösung gesättigt, um unkontrollierte Gewebeschädigung oder Flüssigkeitsverlust zu verhindern halten.
- Geduld und Finesse sind von entscheidender Bedeutung.
- Achten Sie genau auf das Tier-Physiologie während des gesamten Experiments.
5. Postoperative Bedenken:
- Überprüfen Sie für die Ischämie in Bein. Obwohl Sicherheiten Flow sollte dies verhindern.
- Tiere könnten Probleme bei der Verwendung Hinterbeine als Folge der chirurgischen Manipulation und der damit verbundenen Entzündung. Verwalten Schmerz angemessen.
- Berühren und anschließend eine Beschädigung der Nerven könnte die Unfähigkeit des Tieres führen zu mobilisieren.
Disclosures
Tierversuche wurden überwacht und durchgeführt in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften her durch die Institutional Animal Care und Verwenden Ausschusses und der Forschung zu betreiben und Compliance Office der University of Pittsburgh, eine staatlich anerkannte AALAS / AALAC Institution. Tierische Quellen gehören Jackson Laboratories und Charles Rivers Laboratories. Alle Tiere werden umfangreichen Gesundheits-sicherung durch die einzelnen Anbieter sowie die University of Pittsburgh internen Tier die Gesundheit Monitoring-Programme. Diese Forschung ist in Übereinstimmung mit der US-Regierung Prinzipien für die Verwendung von Wirbeltieren durchgeführt. Das Programm ist mit dem USDA registriert und hat einen Letter of Assurance mit der Public Health Service Office of Laboratory Animal Welfare.
Acknowledgments
Funding Source / Anzahl Molekularbiologie des hämorrhagischen Schocks GM053789
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumonts(SS/45° angle 0.2x0.12mm-tip, 13.5cm length) | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| Surgical scissors (straight-12cm) | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| Hemostats (curved-12.5cm) | Fine Science Tools | 13009-12 | |
| Microscissors (spring scissors- straight-8cm) | Fine Science Tools | 15000-00 | |
| Forceps (0.8mm-tip, curved-10cm) | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| suture reel 6-0 | Fine Science Tools | 18020-60 | |
| suture 4-0 PDSII | Penn Vet | ETHZ304H | |
| gauze 4x4 | Any Supplier | ||
| cotton-tip applicator | Any Supplier | ||
| 30G needle | Any Supplier | ||
| 23G needle | Any Supplier | ||
| 3cc syringe | Any Supplier | ||
| 5cc syringe | Any Supplier | ||
| 10cc syringe | Any Supplier | ||
| 50cc conical tube | Any Supplier | ||
| 1cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10) | Fisher Scientific | 14-170-12P | |
| Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50) | Fisher Scientific | 14-170-12B | |
| 3-way stopcock | Fisher Scientific | NC9779127 | |
| surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| straight side wide mouth jars (used as cap for nose cone) | VWR international | 159000-058 | |
| stainless steel tray 8" x 11" | VWR international | 62687-049 | |
| male-male leur lock 3-way | VWR international | 20068-909 | |
| sterilization pouch 3"x8" | VWR international | 24008 | |
| sterilization pouch 5"x10" | VWR international | 24010 | |
| Wild M650 microscope w/ boom stand | Leica Microsystems | ||
| Leica IC D digital camera/live image | Leica Microsystems | ||
| Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator | Micro-Med | SYS-400 | |
| TXD-310 (Digi-Med Transducer) | Micro-Med | TXD-300 | |
| Computer | Dell | ||
| Hot bead instrument sterilizer | VWR international | 18000-45 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR international | 10749-020 | |
| circulating heating pad 18x26 | Harvard Apparatus | py872-5272 | |
| rectal thermometer | Kent Scientific | RET-3 | |
| Pentobarbital Sodium (Nembutol Sodium Solution) (70mg/kg) | OVATION Pharmaceuticals | ||
| Buprenorphine HCl (0.1mg/kg) | Bedford Laboratories | ||
| Lactated Ringers Injection 250cc IV bag | Baxter Internationl Inc. | ||
| Aerrane (Isoflurane) (99.9%) | NLS Animal Health | 105996 | |
| Heparin Sodium (1000U) | Abraxis BioScience | ||
| Bacteriostatic Sodium Chloride (0.9%) | Hospira Inc. | ||
| Ethyl Alcohol (70%) | Pharmco-AAPER | ||
| Triadine Povidone Iodine (Betadine) | Triad disposables |
References
- Baker, C. C., Oppenheimer, L., Stephens, B.
- Hierholzer, C., Billiar, T. R. Molecular mechanisms in the early phase of hemorrhagic shock. Langenbeck's Arch Surg. 386, 302-308 (2001).
- Dutton, R. P., Stansbury, L. G., Leone, S., Kramer, E., Hess, J. R., Scalea, T. M. Trauma Mortality in Mature Trauma Systems: Are We Doing Better? An Analysis of Trauma Mortality Patterns. J Trauma. , Forthcoming (2010).
- Frink, M., van Griensven, M., Kobbe, P., Brin, T., Zeckey, C., Vaske, B., Krettek, C., Hildebrand, F. IL- 6 predicts organ dysfunction and mortality in patients with multiple injuries. Scand J Trauma Resusc Emerg Med. 17, 49-49 (2009).
- DeCamp, M. M., Demling, R. H.
- Faist, E., Baue, A. E., Dittmer, H., Heberer, G. Multiple Organ Failure in Polytrauma Patients. Journal of Trauma. 23, 775-787 (1983).
- Kalff, J. C., Hierholzer, C., Tsukada, K., Billiar, T. R., Bauer, A. J. Hemorrhagic shock results in intestinal muscularis intercellular adhesion molecule (ICAM-1) expression, neutrophil infiltration, and smooth muscle dysfunction. Arch Orthop Trauma Surg. 119, 89-93 (1999).
- Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D., Bauer, A., Pape, H. C. IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock. Cytokine. 45, 26-31 (2009).
- Ulloa, L., Tracey, K. J. The 'cytokine profile' a code for sepsis. Trends in Mol. Med. 11, 56-63 (2005).
- Darwiche, S., Kobbe, P., Pfeifer, R., Kohut, L., Pape, H. C., Billiar, T. R. Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model. J Vis Exp. , (2010).
- Tsukamoto, T., Pape, H. C. Animal models for trauma research: what are the options. Shock. 31, 3-10 (2009).
- Moochhala, S., Wu, J., Lu, J. Hemorrhagic shock: an overview of animal models. Front Biosci. 14, 4631-469 (2009).
- Chaudry, I. H., Ayala, A., Ertel, W., Stephan, R. N. Hemorrhage and resuscitation: immunological aspects. Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol. 259, 663-678 (1990).
- Lagoa, C. E., Bartels, J., Baratt, A., Tseng, G., Clermont, G., Fink, M. P., Billiar, T. R., Vodovotz, Y. The role of initial trauma in the host's response to injury and hemorrhage: insights from a correlation of mathematical simulations and hepatic transcriptomic analysis. Shock. 26, 592-600 (2006).
- Prince, J. M., Levy, R. M., Yang, R., Mollen, K. P., Fink, M. P., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. Toll-like receptor-4 signaling mediates hepatic injury and systemic inflammation in hemorrhagic shock. J Am Coll Surg. 202, 407-417 (2006).
- Meng, Z. H., Dyer, K., Billiar, T. R., Tweardy, D. J. Essential role for IL-6 in postresuscitation inflammation in hemorrhagic shock. Am J Physiol Cell Physiol. 280, C343-C351 (2001).
- McCloskey, C. A., Kameneva, M. V., Uryash, A., Gallo, D. J., Billiar, T. R. Tissue Hypoxia activates JNK in the liver during hemorrhagic shock. Shock. 22, 380-386 (2004).
- Li, Y., Xiang, M., Yuan, Y., Xiao, G., Zhang, J., Jiang, Y., Vodovotz, Y., Billiar, T. R., Wilson, M. A., Fan, J. Hemorrhagic shock augments lung endothelial cell activation: role of temporal alterations of TLR4 and TLR2. Am J Phsyiol Regul Integr Comp Physiol. 297, 1670-1680 (2009).
- Xu, Y. X., Ayala, A., Chaudry, I. H. Prolonged immunodepression after trauma and hemorrhagic shock. J Trauma. 44, 335-341 (1998).
- Abraham, E., Chang, Y. H. Haemorrhage-induced alterations in function and cytokine production of T cells and T cell subpopulations. Clin. Exp. Immunol. 90, 497-502 (1992).
- Peitzman, A. B., Billiar, T. R., Harbrecht, B. G., Kelly, E., Udekwu, A. O., Simmons, R. L.
- Angele, M. K., Knoferl, M. W., Schwacha, M. G., Ayala, A., Cioffi, W. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. Sex steriods regulate pro- and anti- inflammatory cytokine release by macrophages after trauma-hemorrhage. Am. J. Physiol. 277, C35-C42 (1999).
- Takashi, K., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A., Schwacha, M. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. Trauam- Hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell function in mice. J of Immunology. 177, 4514-4520 (2006).
- Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G.
- Frei, R., Steinle, J., Birchler, T., Loeliger, S., Roduit, C., Steinhoff, D., Seibl, R., Buchner, K., Seger, R., Reith, W., Lauener, R. P. MHC class II molecules enhance Toll-like receptor mediated innate immune responses. PloS One. 5, 8808-8808 (2010).
- Matsutani, T., Anantha Samy, T. S., Kang, S. C., Bland, K. I., Chaudry, I. H. Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage. Cytokine. 30, 168-176 (2004).
- Prince, J. M., Levy, R. M., Bartels, J., Baratt, A., Kane, J. M., Lagoa, C., Rubin, J., Day, J., Wei, J., Fink, M. P. In silico and in vivo approach to elucidate the inflammatory complexity of CD14-deficient mice. Mol Med. 12, 88-96 (2006).
- Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D. W., Bauer, A. J., Pape, H. C. IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock. Cytokine. 45, 26-31 (2009).
- Prince, J. M., Ming, M. J., Levy, R. M., Liu, S., Pinsky, D. J., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. Early Growth Response 1 mediates the systemic and hepatic inflammatory response initiated by hemorrhagic shock. Shock. 27, 157-164 (2007).
- Matsutani, T., Samy, A. nantha, Kang, T. S., Bland, S. -C., Chaudry, K. I., H, I. Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage. Cytokine. 30, 168-176 (2005).
- Rushing, G. D., Britt, L. D. Reperfusion injury after hemorrhage: a collective review. Ann Surg. 247, 929-937 (2008).
- Makley, A. T., Goodman, M. D., Friend, L. W., Bailey, S. R., Lentsch, A. B., Pritts, T. A. Damage control resuscitation with fresh blood products attenuates the systemic inflammatory response following hemorrhagic shock. J Surg Res. 158, 423-423 (2010).
- Stansbury, L. G., Dutton, R. P., Stein, D. M., Bochicchio, G. V., Scalea, T. M., Hess, J. R. Controversy in trauma resuscitation: do ratios of plasma to red blood cells matter? Transfus Med Rev. 23, 255-265 (2009).
- Gao, J., Zhao, W. X., Xue, F. S., Zhou, L. J., Yu, Y. H., Zhou, H. B. Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection. J Trauma. 6, 1213-1219 (2009).
- Maier, S., Holz-Holzl, C., Pajk, W., Ulmer, H., Hengl, C., Dunser, M., Haas, T., Velik-Salchner, C., Fries, D., Greiner, A., Hasibeder, W., Knotzer, H. Microcirculatory parameters after isotonic and hypertonic colloidal fluid resuscitation in acute hemorrhagic shock. J Trauma. 66, 33-45 (2009).
- Stahel, P. F., Smith, W. R., Moore, E. E. Current trends in resuscitation strategy for the multiply injured patient. Injury. 40, 27-35 (2009).
- Dar, D. E., Soustiel, J. F., Zaaroor, M., Em, B., L, A., Shapira, Y., Semenikhina, L., Solopov, A., Krausz, M. M. Moderate lactated ringer's resuscitation yields best neurological outcome in controlled hemorrhagic shock combined with brain injury in rats. Shock. , Forthcoming (2009).
- Moon, P. F., Hollyfield-Gilbert, M. A., Myers, T. L., Uchida, T., Kramer, G. C. Fluid compartment in hemorrhaged rats after hyperosmotic crystalloid and hyperoncotic crystalloid resuscitation. Am J Physiol. 270, F1-F8 (1996).
- Perel, P., Roberts, I. Colloids vs crystalloids for fluid resuscitation in critically ill patients. Cochrane Database System Rev. 4, CD000567-CD000567 (2007).
