Summary
Il modello di shock emorragico è una risorsa affidabile e riproducibile agevolare l'individuazione e la comprensione delle cascate di segnalazione associata ad infiammazione e danno d'organo dopo un trauma. Questo articolo fornisce un passo-passo la descrizione degli aspetti chirurgici e meccanici associati alla procedura shock emorragico sperimentale nei topi.
Abstract
E 'risaputo che la perdita di sangue gravi e lesioni traumatiche può portare ad una cascata di eventi dannosi di segnalazione spesso danno luogo a mortalità. 1, 2, 3, 4, 5 Questi eventi di segnalazione può anche portare a sepsi e / o disfunzione d'organo multipla (MOD ). 6, 7, 8, 9 E 'fondamentale poi per indagare sulle cause di soppressione della funzione immunitaria e dannoso cascate di segnalazione al fine di sviluppare modi più efficaci per aiutare i pazienti che soffrono di lesioni traumatiche. 10 Questo fisso shock emorragico pressione (HS) procedura, anche se tecnicamente impegnativo, è una risorsa eccellente per lo studio di queste condizioni fisiopatologiche. 11, 12, 13 I progressi nella valutazione dei sistemi biologici, cioè Systems Biology hanno permesso alla comunità scientifica per comprendere ulteriormente complesse reti fisiologico e modelli di comunicazione cellulare. 14 shock emorragico ha dimostrato di essere uno strumento fondamentale per svelare i modelli di comunicazione cellulare come si riferiscono alla funzione immunitaria. 15, 16, 17, 18 Questa procedura può essere masterizzato! Questa procedura può essere utilizzata come un volume fisso o approccio pressione fissa. Abbiamo adattato questa tecnica nel modello murino per potenziare la ricerca nel innata e adattativa funzione immunitaria. 19, 20, SA Grazie alla loro piccola dimensione nei topi 21 rappresenta una sfida unica. Tuttavia a causa di numerosi ceppi del mouse a disposizione, questa specie rappresenta una risorsa ineguagliabile per lo studio delle risposte biologiche. Il modello HS è un modello importante per lo studio di modelli di comunicazione cellulare e le risposte di sistemi come i sistemi ormonali e mediatori infiammatori, e segnali di pericolo, cioè umido e upregulation PAMP quanto suscita reazioni diverse che si differenziano dalle altre forme di shock. 22, 23 , 24, 25 Lo sviluppo di ceppi murini transgenici e l'induzione di agenti biologici specifici per inibire la segnalazione hanno presentato preziose opportunità di chiarire ulteriormente la nostra comprensione del su e giù per regolazione della trasduzione del segnale dopo la grave perdita di sangue, cioè SA e traumi 26, 27 , 28, 29, 30.
Ci sono numerosi metodi di rianimazione (R) in associazione con HS e traumi. 31, 32, 33, 34 Un metodo fisso rianimazione volume di soluzione ringer lattato esclusivamente (LR), pari a tre volte il volume del sangue versato, è utilizzato in questo modello per lo studio dei meccanismi endogeni come una lesione di organi a distanza e l'infiammazione sistemica. metodo di 35, 36, 38 di rianimazione Questo è dimostrato di essere efficace nella valutazione degli effetti del trauma HS e 38, 39.
Protocol
1. Strumento e preparazione del campo chirurgico:
1. Strumento di preparazione.
Tutte le procedure chirurgiche sono eseguite utilizzando tecniche asettiche. Un blocco chirurgico blu e spogliatoio campo sterile vengono utilizzati. Tutti i materiali e gli strumenti sono sterilizzati prima dell'uso. 6-0 sutura, applicatori punta del cotone, garza, maschio-maschio 3-way rubinetti, e gli strumenti sono sterilizzati in autoclave. Trasduttori, PE-50, e tubi in PE-10 sono l'ossido di etilene sterilizzati. Tutti i rubinetti a 3 vie, siringhe e aghi sterili vengono ricevuti.
6-0 sutura viene tagliato in pezzi da 1 pollice (6 pezzi / animale) e mettere in sacchetti di sterilizzazione di piccole dimensioni. Cotone punta applicatori, piazze garza 4x4, maschio-maschio e 3-way rubinetti sono messi in due sacchetti di piccole o medie dimensioni e la sterilizzazione in autoclave. I nostri strumenti chirurgici vengono sterilizzati in autoclave ogni sera. Vengono lavate dopo l'intervento chirurgico con sapone antibatterico e acqua del rubinetto. Essi sono autorizzati ad asciugare su una superficie pulita tampone chirurgico blu. Sono poi accuratamente inseriti in un sacchetto di sterilizzazione e sterilizzato per il giorno successivo.
Dal momento che i trasduttori e il tubo hanno componenti in plastica, devono essere sterilizzati con gas, ossido di etilene ad esempio. PE-10 tubo viene tagliato in pezzi da 5 pollici e inserito in un sacchetto di sterilizzazione di piccole dimensioni. PE-50 tubo viene tagliato in pezzi da 18 pollici e inserito in un sacchetto di sterilizzazione media.
2. Campo chirurgico.
Per configurare il campo chirurgico, in primo luogo, accendere lo sterilizzatore a caldo tallone per assicurarsi che raggiunge la temperatura appropriata-300-350 ° F prima di interventi chirurgici. Poi procedere con i passi successivi mettendo chirurgica pastiglie blu giù su un alcool spazzato da banco. Un pad va sotto il microscopio e l'altro prosegue il termoforo circolazione dove si trovano gli analizzatori di BP. Posizionare un campo sterile medicazione sopra entrambe le pastiglie blu chirurgico. Riempire un vassoio degli strumenti in acciaio inox 1 / 3 del modo con il 70% di alcol. Usare abbastanza 70% EtOH per coprire tutti gli strumenti chirurgici. Utilizzare una medicazione separato campo sterile e posizionarlo accanto al microscopio. Mettere tutti gli strumenti sterili, sutura, garze, cateteri e su questo campo sterile. Fare attenzione quando si aprono strumenti sterili e suturare Per non contaminarli toccandoli. E 'meglio usare guanti sterili quando si fa questa procedura di configurazione.
2. Set-up meccanico e procedure:
1. Catetere Set-up.
Per configurare il catetere gamba destra murino utilizzato per misurare la pressione arteriosa, in primo luogo, mettere i guanti sterili. Quindi ottenere la sterile PE-10 tubi dal sacchetto in autoclave. Prendete la metà del tubo con dito indice e il pollice lasciando circa un centimetro tra di loro. Tratto questa sezione del tubo solo un po 'per renderlo più sottile di diametro per aiutare con l'inserimento del catetere. Dopo lo stretching il tubo tagliato a metà con le forbici sterili. Il 5-pollici tubo dovrebbe ora essere due pezzi di circa 2 ½ pollici di lunghezza. Assicurati di smusso alla fine allungati.
* NON angolo il bordo smussato troppo in quanto ciò potrebbe aumentare le possibilità di uscire dal lume colpendo con la parte inferiore della parete del vaso.
Inserire un ago 30G nella distenderla fine smussata del tubo. Prendi una siringa sterile 1cc e un rubinetto a 3 vie. Utilizzare un batuffolo imbevuto d'alcol per sterilizzare la parte superiore del flaconcino 10cc sterile contenente la soluzione salina eparinata (0,1 ml Heparin/9.9ml Saline). Riempire la siringa con 0.6-0.7cc della soluzione di eparina. Applicare l'ago 30G e catetere fino alla fine del 3-way che si trova direttamente di fronte al terminale maschio. Riempire il rubinetto, ago 30G, e tubi in PE-10 con la soluzione di eparina. Assicurarsi di avere tutte le bolle d'aria dal sistema. Il modo più efficace per rimuovere tutte le bolle d'aria è quello di utilizzare la gravità. Punto l'ago verso il suolo, mentre lasciando penzolare tubi al banco. Dare il mozzo dell'ago un semplice movimento delle dita e le bolle che galleggiano alla parte superiore della soluzione di eparina. Rimuovere l'ago 30G da 3-way e rimuovere le bolle. Ritirare fluido nel 3-way nella siringa 1cc per rimuovere eventuali bolle che sono intrappolati nel 3-way e riattaccare il tubo alla strada-3. Circa 1cc della miscela deve rimanere nella siringa. Il mouse riceverà circa 0.05cc di questa miscela (a causa del lavaggio del catetere per mantenere la pervietà dopo l'inserimento), pari a circa 1U eparina / mouse. Posto questo catetere completato sul campo sterile vestirsi con gli strumenti chirurgici.
Per configurare il catetere gamba sinistra murino seguire la stessa procedura come sopra descritto, con l'eccezione del rubinetto a 3 vie. La gamba sinistra viene utilizzata per disegnare il sangue e il 3-way rubinetto non è necessaria. Riempire un'altra siringa sterile 1cc con 0,15-0.2cc della miscela eparinizzato salina. Collegare l'ago 30G e PE-10 tubing direttamente alla siringa 1cc. Compila questo sistema catetere gamba sinistra con la soluzione. Rimuovere le bolle da questo sistema, anche. Posizionare il catetere completato sul campo sterile vestirsi con gli strumenti sterili.
2. Trasduttore di Set-up.
Collegare un trasduttore sterile al digi-med BPA 400 analizzatore secondo le micro-med specifiche. Collegare un rubinetto a 3 vie ad entrambe le estremità del trasduttore. Riempire una siringa da 10 cc con soluzione Ringer lattato (LR) e allegarlo al 3-way in modo che il trasduttore si sdraiarsi sul bancone. Inserire un ago 23G in entrambe le estremità del pezzo di pretagliate presterilizzati 18-pollici tubi PE-50. Collegare un'estremità del tubo PE-50 per il 3-way con la siringa 10cc allegato. Riempire il 3-way e PE-50 set-up con LR. Assicurarsi di avere tutte le bolle d'aria fuori dal sistema, come descritto nella sezione precedente. Ricollegare il 3-way al trasduttore e riempire il trasduttore e 2 ° a 3 vie con LR. Infine, collegare il maschio-maschio in metallo leur-lock rubinetto per l'ago 23G del PE-50 tubi per il collegamento al catetere gamba destra murini.
* E 'fondamentale che il liquido rimanere nel trasduttore durante il funzionamento.
* Seguire la calibrazione e zero le procedure in base alle micro-med protocollo.
3. Procedure chirurgiche e sperimentali:
1. Procedure chirurgiche.
Iniziare con la somministrazione di un'iniezione intraperitoneale di sodio Pentobarbitol (Nembutol) (70mg/kg @ diluizione 1:10). Questa procedura è compiuta, in primo luogo, raccogliendo il mouse verso l'alto dalla sua gabbia con la base (alla fine la maggior parte prossimale) della sua coda. Quindi, posto che l'animale in cima alla gabbia, mentre ancora in mano la coda. Afferra la collottola collo del mouse con il pollice e il medio su entrambi i lati del mouse appena dietro le zampe anteriori. Il dito indice è utilizzato per tirare la pelle sulla testa / collo regione indietro verso la collottola per immobilizzare la testa. La coda del topo viene poi avvolto e tenuto tra il mignolo e l'anulare, mentre l'anulare è premuto nella regione lombare della colonna vertebrale del mouse. Il mouse deve essere addormentato entro 5 minuti. Dopo che l'animale è anestetizzato loro posto sulla piastra di metallo chirurgico in posizione supina. Piede libero tecnica nastro ciclo viene usato per immobilizzare gli animali da nastro adesivo loro estremità. La tecnica comporta ciclo perdere semplicemente tagliando sottili strisce di nastro e avvolgere il nastro liberamente attorno a ciascuna delle arti anteriori inferiori alla zampa e attorno a ciascuna delle arti posteriori inferiori alla zampa. Il nastro viene poi bloccato a se stessa e la sinistra su nastro è attaccato alla tavola. Questo consente alle estremità dei topi di assumere una posizione anatomica più naturale. Aree addominale e inguinale dell'animale sono poi rasata con Oster formato A5 tagliatori 40 lama. Una garza 4x4 è cosparso con Betadine e l'area chirurgica viene poi cancellato per la sterilità.
Dopo l'immobilizzazione e la sterilizzazione, un cono con 1cc di isofluorano è posta sopra il naso del mouse per alcuni secondi prima di effettuare l'incisione iniziale. Il cono è costituito da un tubo 50cc conica riempita con una garza. La metà della parte inferiore del tubo è tagliato fuori creare uno spazio per il naso del mouse per riposare dentro senza contatto. Un berretto (fondo di un contenitore di stoccaggio dei tessuti) è collocato sull'estremità del cono 50cc a garantire i vapori isoflurano non sfuggono. Una volta respirazione degli animali cominciano a rallentare, un piccolo di 4-5mm incisione è realizzata in pelle parallelo a sinistra muscolo obliquo interno dell'addome sinistro e il muscolo addominale trasversale. La dissezione della vena e dell'arteria femorale segue. Assicurarsi di non danneggiare i muscoli che circondano i nervi o toccare. Per iniziare questa dissezione, separare il tessuto adiposo dai muscoli addominali obliqui e trasversali afferrando il tessuto adiposo con l'Dumonts alla connessione addominale. Tirare questo tessuto dalla parete muscolare. Poi, smussato lungo sezionare i muscoli addominali prendere in giro fuori fascia e del tessuto adiposo mediante l'altra coppia di Dumonts. Proprio sotto questo tessuto adiposo si trovano la vena femorale e l'arteria con il nervo femorale.
* Assicurarsi di non danneggiare l'vasto intermedio, mediale e laterale del muscolo quadricipite femorale o il retto femorale. Non c'è davvero bisogno di afferrare o anche toccare questi muscoli.
* Non toccare il nervo femorale
Sezionare il nervo via afferrando il tessuto adiposo che si trova accanto ad esso. Tirare questo tessuto lateralmente dalla vena e arteria e il nervo seguirà in quanto è integrato in questo tessuto. Poiché il nervo è tirato lateralmente, smussato sezionare la fascia mettendo il Dumonts, il punto verso il basso, contro l'arteria e la loro apertura e chiusura. I vasi sono molto superficiali in modo da essere sicuri di nonscavare nei muscoli sottostanti. Dopo che il nervo è separato, utilizzare il Dumonts per separare la fascia tenendo i vasi per i muscoli. Tenere il Dumonts chiuso e scivola il dorsale Dumonts ai vasi. Come la punta del Dumonts appare sul lato opposto della vena, aprirli per smussare sezionare la fascia. Mantenere la dorsale Dumonts alla nave e prendete la prima sutura. Mettere la sutura nel Dumonts e tirare la sutura posteriore attraverso l'apertura tra i vasi ed i muscoli sottostanti. Anche in questo caso, non c'è bisogno di alcun danno muscolare circostante.
Mettere un totale di 3, 6-0 punti di sutura intorno alla vena e arteria. Sutura 1 è il più prossimale ai muscoli addominali. Un nodo, ma lasciarlo libero e hemostat fuori. Il bordo concavo del hemostat deve poggiare sulla cavità addominale dell'animale. Sutura 2 è il più distale in posizione. Questa sutura può essere legato immediatamente legatura dei vasi e hemostated, sempre lato concavo verso il basso. Le suture distali e prossimali sono usati per estrarre i vasi teso (per prevenire la perdita di sangue) e sollevarli un po 'di aiuto in inserzione del catetere. Sutura 3 è una sutura supporto catetere. Inserire questo sutura tra le suture distali e prossimali. Un nodo allentato che verrà utilizzato per fissare il catetere all'interno della nave dopo l'inserimento. Dopo le suture sono sicure, identificare l'arteria dalla parete del vaso di spessore. E 'molto bianca. Fai una piccola incisione sulla parte superiore dell'arteria con il microscissors. Rendono questo foro vicino alla sutura distale per cui vi è una grande quantità di arteria per l'inserimento del catetere iniziale. Utilizzare il Dumonts per aprire il buco inserendo un'estremità del Dumonts nel lume del vaso arterioso e la chiusura oltre le pareti dei vasi. Assicurarsi che la sutura medio è in prossimità del buco arteriosa in modo che possa essere usato per tenere il catetere in posizione dopo l'inserimento iniziale. Mantenendo la parete arteriosa spingere il catetere nel lume del vaso mentre si tira su il catetere. Leggermente vincolare la sutura mezzo di supporto per tenere il catetere in posizione. Rilasciare il hemostat prossimale. Questa versione avrà un allentamento della sutura prossimale e riaprire la sutura intorno ai vasi. A questo punto, la pressione arteriosa dovrebbe spingere il sangue indietro nel catetere. Il sangue pulsa dovrebbe essere visibile nel catetere. Tenere i vasi intorno al catetere con una Dumont e utilizzare l'altro per spingere il catetere nel vaso circa 4-5mm. Tenendo la nave intorno al catetere aiuta a prevenire la lacerazione dell'arteria. La punta del catetere dovrebbe trovarsi appena sotto i muscoli interni addominale obliquo e trasversale. Per la prevenzione coagulo di sangue nella linea arteriosa, prelevare il sangue nel catetere e spingerlo nuovamente dentro il mouse più volte per infondere liquidi eparinizzato. Ripetere la procedura per l'altra gamba per incannulazione bilaterale dell'arteria femorale. Agganciare l'animale fino al monitoraggio dei parametri fisiologici, cioè il BPA-400 analizzatore e lavare le linee arteriosa. Mettere 1 o 2 gocce di soluzione salina sterile nell'apertura chirurgica per mantenere umido il tessuto circostante. Essere sicuri di mantenere questa area satura tutta la procedura. Posizionare un campo sterile medicazione sopra l'animale durante tutta la procedura per aiutare a mantenere la sterilità.
Luogo strumenti chirurgici in 70% di alcol e pulire con garza sterile. Metterli nel tallone per la sterilizzazione a caldo circa 20 secondi per la sterilizzazione tra gli animali. Rimuovere gli strumenti chirurgici e spruzzare con alcool al 70% per aiutarli a rinfrescarsi. Metterli sul tampone sterile. Assicurarsi che non vi è alcuna alcol lasciato sugli strumenti che goccia di nuovo nel prossimo animali.
2. Shock emorragico.
Più di un 15min. periodo di tempo, circa 1 / 2 del volume di sangue del mouse viene ritirata assicurare una pressione arteriosa media di 28-32mm Hg.
* Per un 25-27g del mouse il volume iniziale di sangue prelevato per ottenere la pressione desiderata è di circa 0.6cc
Questa procedura è un metodo di pressione fisse, in alternativa ad un volume fisso. Queste procedure possono tuttavia essere seguito sia per la pressione fissi ed emorragia volume fisso. Pur essendo costantemente monitorati, l'animale rimane in stato di shock emorragico per 1,5-tre ore. Come l'animale cerca di compensare e la pressione arteriosa media comincia a salire di nuovo leggermente (visibile attraverso il BP / AR analizzatore) prelevare più del sangue per ottenere la pressione desiderata. Anche se gli integratori (0.05cc IP Nembutol) sono raramente necessarie durante la procedura di HS, la respirazione animale, il movimento dei baffi, test riflessi, e la BP / AR digitale lettura aiuterà a determinare quando un animale ha bisogno di un supplemento di anestesia. Gli animali vengono tenuti sotto lampada e su una piastra elettrica circolante per aiutare a mantenere una temperatura di 36-37 ° C attraverso la procedura di shock emorragico. La temperatura è controllato tramite una sonda rettale.
3. Rianimazione.
Dopo il tempo d'urto Elapses, l'animale è resuscitato (R) con Ringer lattato (LR) la soluzione ad un volume fisso di 3 volte il volume sparso il sangue di ogni animale. Il volume LR viene somministrato tramite una pompa siringa impostata per erogare, a velocità costante, il volume su un 15min. intervallo. Rimuovere il catetere e legare i vasi con i 3 punti di sutura. Tirare il catetere appena oltre la sutura prossimale e cravatta questa sutura completamente spento. Che impediscono qualsiasi perdita di sangue. Flusso collaterale impedisce agli arti posteriori di diventare ischemici.
4. Messaggio Rescitation.
Dopo R entrambe le aperture degli arti posteriori sono cuciti usando sterile sutura 4-0 PDSII. Il nastro allentato ciclo viene rimosso e gli animali siano posti in una gabbia pulita, che è tenuta su una piastra elettrica in circolazione per diverse ore dopo il recupero. Analgesico deve essere somministrato come gli animali cominciano a svegliarsi dall'anestesia a gestire correttamente il dolore. Buprenorfina (0.1mg/kg) viene iniettato per via sottocutanea come gli animali iniziano l'attività fisica, ma non prima, in modo da non compromettere la funzione respiratoria. Utilizzo del monitoraggio post-operatorio aggressivo quanto garantito dal protocollo IACUC approvato, i comportamenti singolo animale, e le attuali condizioni mediche è raccomandato.
4. Segreti per il successo:
- Quando la dissezione dei vasi, assicuratevi di non toccare il nervo femorale
- Essere sicuri di non danneggiare il retto femorale, retto laterale e muscoli vasto mediale. Non c'è davvero bisogno di afferrare o anche toccare questi muscoli.
- Non fare l'angolo dello smusso del catetere troppo forte come questo porterà al catetere esce dal lume e sanguinamento incontrollato
- Assicurati di prendere la massima attenzione per rimanere sterile possibile.
- Assicurarsi che non vi siano bolle d'aria in uno qualsiasi dei sistemi di catetere o trasduttore.
- Assicurarsi di avere fluido LR trasduttore mentre è in funzione. Un funzionamento a secco potrebbe danneggiare il sistema BP.
- Effettuare il foro arterioso piccolo.
- Effettuare il foro arterioso vicino alla sutura distale.
- Spingere catetere e contemporaneamente tirando nave su di esso per inserire un catetere in modo da evitare lo strappo l'arteria.
- Assicurarsi di mantenere le aperture chirurgico alle gambe saturi con soluzione salina sterile per evitare danni incontrollata dei tessuti o perdita di liquidi.
- La pazienza e finezza sono critici.
- Prestate molta attenzione alla fisiologia dell'animale tutto l'esperimento.
5. Messaggio Preoccupazioni operativo:
- Verificare la presenza di ischemia in gamba. Anche se il flusso collaterale dovrebbe impedire questo.
- Animale possa essere problemi con l'uso degli arti posteriori a causa della manipolazione chirurgica e l'infiammazione associati. Gestire il dolore in modo appropriato.
- Toccando e, successivamente, danneggiando il nervo potrebbe portare all'incapacità degli animali di mobilitare.
Disclosures
Gli esperimenti sugli animali sono stati curati ed eseguiti secondo le linee guida e regolamenti stabiliti dalla cura degli animali e del Comitato Istituzionale Usa e il comportamento di ricerca e Compliance Office dell'Università di Pittsburgh, un AALAS pienamente accreditati / istituzione AALAC. Origine animale comprendono Jackson Laboratori e Charles Rivers Laboratories. Tutti gli animali sottoposti a garanzia estesa salute attraverso ogni fornitore così come l'Università di Pittsburgh programmi interni di polizia sanitaria di monitoraggio. Questa ricerca è condotta in conformità con i principi del governo degli Stati Uniti per l'utilizzo di animali vertebrati. Il programma viene registrato presso l'USDA, e ha una lettera di garanzia con l'Ufficio Public Health Service del benessere degli animali da laboratorio.
Acknowledgments
Fonte di finanziamento / Numero Biologia molecolare dello shock emorragico GM053789
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumonts(SS/45° angle 0.2x0.12mm-tip, 13.5cm length) | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| Surgical scissors (straight-12cm) | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| Hemostats (curved-12.5cm) | Fine Science Tools | 13009-12 | |
| Microscissors (spring scissors- straight-8cm) | Fine Science Tools | 15000-00 | |
| Forceps (0.8mm-tip, curved-10cm) | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| suture reel 6-0 | Fine Science Tools | 18020-60 | |
| suture 4-0 PDSII | Penn Vet | ETHZ304H | |
| gauze 4x4 | Any Supplier | ||
| cotton-tip applicator | Any Supplier | ||
| 30G needle | Any Supplier | ||
| 23G needle | Any Supplier | ||
| 3cc syringe | Any Supplier | ||
| 5cc syringe | Any Supplier | ||
| 10cc syringe | Any Supplier | ||
| 50cc conical tube | Any Supplier | ||
| 1cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10) | Fisher Scientific | 14-170-12P | |
| Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50) | Fisher Scientific | 14-170-12B | |
| 3-way stopcock | Fisher Scientific | NC9779127 | |
| surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| straight side wide mouth jars (used as cap for nose cone) | VWR international | 159000-058 | |
| stainless steel tray 8" x 11" | VWR international | 62687-049 | |
| male-male leur lock 3-way | VWR international | 20068-909 | |
| sterilization pouch 3"x8" | VWR international | 24008 | |
| sterilization pouch 5"x10" | VWR international | 24010 | |
| Wild M650 microscope w/ boom stand | Leica Microsystems | ||
| Leica IC D digital camera/live image | Leica Microsystems | ||
| Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator | Micro-Med | SYS-400 | |
| TXD-310 (Digi-Med Transducer) | Micro-Med | TXD-300 | |
| Computer | Dell | ||
| Hot bead instrument sterilizer | VWR international | 18000-45 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR international | 10749-020 | |
| circulating heating pad 18x26 | Harvard Apparatus | py872-5272 | |
| rectal thermometer | Kent Scientific | RET-3 | |
| Pentobarbital Sodium (Nembutol Sodium Solution) (70mg/kg) | OVATION Pharmaceuticals | ||
| Buprenorphine HCl (0.1mg/kg) | Bedford Laboratories | ||
| Lactated Ringers Injection 250cc IV bag | Baxter Internationl Inc. | ||
| Aerrane (Isoflurane) (99.9%) | NLS Animal Health | 105996 | |
| Heparin Sodium (1000U) | Abraxis BioScience | ||
| Bacteriostatic Sodium Chloride (0.9%) | Hospira Inc. | ||
| Ethyl Alcohol (70%) | Pharmco-AAPER | ||
| Triadine Povidone Iodine (Betadine) | Triad disposables |
References
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