Summary
Pseudofracture en reproducerbar murin modell av sterila muskuloskeletala skador, möjliggör utvärdering av sena sikt posttraumatiskt immunsvar. Den här artikeln beskriver förfarandet utförandet av modellen steg för steg, inklusive möjligheten till experimentell modell kombinationer för att möjliggöra studier av flera trauma.
Abstract
Efter trauma det är en tidig hyper-reaktiva inflammatoriska reaktioner som kan leda till multipel organsvikt och hög dödlighet i traumapatienter, detta svar åtföljs ofta av en försenad immunsuppression som lägger till kliniska komplikationer av infektion och kan också öka dödligheten 1-9. Många studier har börjat att bedöma dessa förändringar i reaktivitet i immunsystemet efter trauma. 10-15
Immunologiska studier är starkt stöd genom många olika transgena och möss knockout tillgängliga för in vivo-modellering;. Dessa stammar stöd i detaljerade undersökningar för att bedöma de molekylära vägar som deltar i immunologiska reaktioner 16-21
Utmaningen i experimentell murina trauma modellering är långsiktig utredning, som frakturfixering tekniker i möss, kan vara komplicerat och inte lätt reproducerbar. 22-30
Denna pseudofracture modell, en lätt reproduceras trauma modell, övervinner dessa svårigheter genom immunologiskt härma en miljö extremitet fraktur, samtidigt som rörelsefriheten i de djur och långsiktiga överlevnaden utan kontinuerlig, långvarig användning av anestesi. Avsikten är att återskapa funktioner i långa benfrakturer, skadade muskler och mjukdelar utsätts för skadade ben och benmärg utan att bryta eget ben.
Den pseudofracture Modellen består av två delar: ett bilateralt muskel krossa skada på bakre extremiteterna, följt av injektion av ett ben lösningen i dessa skadade muskler. Benet bereds genom att skörda de långa benen från båda bakben av en ålders-och vikt-matchade syngena donator. Dessa ben är sedan krossas och suspenderade i fosfatbuffrad saltlösning för att skapa benet lösningen.
Bilaterala femurfraktur är ett vanligt och väl etablerad modell för extremitet trauma, och var den jämförande modellen under utvecklingen av den pseudofracture modell. Bland de olika tillgängliga fraktur modeller, valde vi att använda en sluten metod för fraktur med mjuk vävnad skada som vår jämförelse med pseudofracture, eftersom vi ville ha en steril men proportionellt svåra perifera modell vävnad trauma. 31
Hemorragisk chock är ett vanligt fynd vid fastställandet av svåra trauman, och den globala hypoperfusion innebär en mycket relevant faktor för ett trauma modell. 32-36 Den pseudofracture modellen lätt kan kombineras med en hemorragisk chock modell för en multipel trauma modell av hög svårighetsgrad 37.
Protocol
1. Instrument och kirurgiska området Beredning:
Alla experimentella procedurer utförs med aseptisk teknik. Innan du börjar måste försöksområdet noggrant rengöras och steriliseras. Den bänkskiva bör desinficeras, får lufttorka och sedan torkas av med 70% alkohol. Placera en kirurgisk blå pad och sterila området klä sig i det experimentella arbetet området.
Allt material och instrument autoklav steriliseras före användning. Sprutor och nålar är emot sterila. Forskaren bör vara lämpligt klädd i labbrock, kirurgisk mask, och sterila kirurgiska handskar.
Vår kirurgiska instrument är autoklaven steriliseras varje kväll. De tvättas efter en operation med antibakteriell tvål och vatten. De får torka på en ren kirurgisk blå pad. De är sedan försiktigt placeras i en sterilisering påse och steriliseras för senare användning.
Slå på den heta pärlan autoklav så att den når rätt temperatur - 300-350 ° C innan experimentet. Detta autoklav ska användas för att rena instrument mellan experimentella förfaranden på respektive möss. Skaffa en rostfri bricka stål instrumentet och fyll den 1 / 3 av vägen med 70% etanol. Det borde räcka 70% etanol för att täcka dina kirurgiska instrument. Slå på cirkulerande värmedyna och placera ett kirurgiskt blå pad över den och sedan ett sterilt område dressing på toppen av det. Denna värmare används för att säkerställa tillräcklig värme musen under experimentella förfarandet och återhämtningsperiod. Placera alla sterila instrument, gasbinda, sprutor, nålar och en 1,5 mL mikrofugrör på det sterila fältet dressing. Var försiktig när du öppnar en sterila instrument och andra föremål, som inte kunnat kontaminera dem genom att röra vid dem. Det är bäst att använda sterila handskar när du gör denna inställning förfarande.
2. Pseudofracture Model - Experimentell Förfarande:
1. Induktion av anestesi och placering av musen.
Börja med att administrera en intraperitoneal injektion av Pentobarbitol (70mg/kg). Detta sker genom att först lyfta musen från sin bur med hjälp av den proximala änden av svansen. Musen ska sedan vägas att beräkna rätt dos av Chirocaine. Placera djuret på toppen av buren, medan du fortfarande håller sin svans. Ta tag i nackskinnet av musen med tummen och långfingret på var sin sida av musen precis bakom framtassarna. Pekfingret används för att dra i huden på huvud / halsregionen rygg och delvis immobilisera huvudet. Musens svans hålls mellan lillfingret och ringfingret medan ringfingret trycks in i ländryggen av musen ryggrad. Den anestesi bör ta full effekt inom cirka 5 minuter, och bör bekräftas med reflex testet.
Efter att djuret sover, placera musen i ryggläge på en plexiglas ombord och använda en lös teknik slinga tejp för att fixera dem genom att tejpa sina extremiteter. Den lösa slingan Tekniken innebär helt enkelt att skära tunna remsor av tejp och inslagning bandet löst runt den distala delen av varje ände. Bandet är sedan fastnat tillbaka till sig själv och vänster över tejpen sitter i styrelsen. Detta gör den experimentella manipulation som ska utföras på ett konsekvent sätt samt att se till de yttre delarna av mössen inta en mer naturlig position. Djurets buk-, ljumsk-och lår regioner sedan rakade använda vår Oster A5 hårklippningsmaskiner (storlek 40 blad), för att upprätthålla ett sterilt område. En 4x4 gasväv är doused med Betadine och operationsområdet är sedan torkas av för att sterilisera. Ett sterilt område förband är sedan vikas och draperad över musen så att exponering av endast de nedre extremiteterna och huvudet.
Efter immobilisering och sterilisering, placera en noskon med isofluran över musen näsa i några sekunder innan den experimentella proceduren. Den noskon består av en 50cc koniskt rör fyllt med gasbinda. Hälften av den nedre änden av röret skärs ut att skapa ett utrymme för musen näsa för att passa in. Ett lock (botten av en vävnad förvaringsbehållare dvs raka sidan bred mun burk) placeras på den avskurna ändan av den koniska för att säkerställa att isofluran ångor kvar i röret när den inte används. En ml isofluran bör läggas till i gasväv i konen. Noggrann uppmärksamhet bör ägnas åt musen under användning av anestesi och särskilt användningen av isofluran via näsan konen. När djurets andetag börjar långsamt, kan experimentet börja, och noskon bör tas bort och stängs.
Om ytterligare anestesi under någon del av experimentet, kan ytterligare pentobarbital injiceras eller isofluran administreras. Alternativa metoder för isofluorane förvaltningen är tillgängliga och uppdaterade riktlinjer Rekomupphöra med användandet av en precision Vaporizer att möjliggöra en bättre kontroll av anestesi, om möjligt. Däremot måste stor uppmärksamhet åt andningsfysiologi av musen garanteras med någon av dessa metoder.
2. Pseudofracture experiment.
Pseudo-fraktur är en kombination av mjuk vävnad skada följt av ben lösning injektion till den skadade muskeln och utförs bilateralt på bakben. Benet lösning måste beredas innan någon experimentell manipulation av mottagaren möss börjar.
3. Bone lösning beredning.
Benet lösning som beretts en donator mus kommer att räcka för 3 mottagare möss. En syngena givare mus bör användas som är ålders-och vikt-matchade till mottagaren experimentella musen.
Givaren musen ska avlivas med inhalerade isofluran. Givaren kommer sedan tejpas på plexiglas styrelse med noggrann uppmärksamhet på band de nedre extremiteterna bara på toppen av foten. De nedre extremiteterna måste noggrant renrakad och grundligt täckt av Betadine, och sedan torkas av med alkohol för sterilitet. Då lårben och skenben kommer att opereras bort i ett sterilt sätt från båda nedre extremiteterna. För att ta bort de långa benen från nedre extremiteterna, göra ett kirurgiskt snitt i huden i ljumsk-regionen, och fortsätter att skära in i huden längs extremiteten, ner till ankeln. Dra tillbaka huden och dissekera den bort från den subkutana fascian och muskler på både mediala och laterala aspekter för maximal exponering. Sätt ett blad av saxen i de muskler som ligger främre och laterala och skenbenet (tibialis anterior, extensor digitorum longus, extensor hallicus longus, peroneus longus, peroneus brevis) och dra bladet proximalt och distalt att lyfta muskler rent från underliggande ben. Upprepa denna teknik på den bakre och mediala undersidan av skenbenet att separera musklerna under skenbenet (gastrocnemius, soleus, plantaris, tibialis posterior, flexor digitorum longus, flexor hallicus longus). En minimal extra ansträngning ska användas på den bakre sidan när glidande distalt, för att knäppa vadben bort från skenbenet. I den proximala änden av dessa benmusklerna kapa senor så nära deras införanden som möjligt och dra musklerna distalt, samtidigt som du drar på muskelgrupp tillsammans i nedåtgående mode ett litet ryck kommer att släppa den distala fästen av dessa muskler från fotleden. Fotleden kan skära igenom direkt med sax. Ta inte bort skenbenet från lårben på denna punkt! Denna anslutning ger ytterligare hävstång som stöd i dissekering av lårbenet från höftleden. Följ en liknande teknik för frisläppande av musklerna från lårben och utföra posteriort och både medialt och lateralt även om det behövs. Skär distala fastsättning av dessa muskelgrupper att släppa dem från knäleden. Fortsätt dissekering och följa under musklerna att dissekera slutet av lårbenet ur höftleden. För att underlätta denna dissektion ska huden snittet utökas så långt som krävs för att uppnå adekvat exponering. Motion av lårbenet i höftleden kan hjälpa till att lokalisera den proximala änden av lårbenet under dissekering.
När femur (med tibia bifogas) tas bort från givare musen placera dem på ett sterilt 4x4gauze. De två ben kan separeras vid knäleden genom att helt enkelt greppa varje ben i ett separat handen och försiktigt vrida / rotera två ben i motsatt riktning längs den långa axeln. Skonsam dissekering och hantering av dessa två ben rekommenderas som de lätt kan fraktur med någon överansträngning av manuell manipulation. För att ta bort de kvarvarande senan bilagor från de långa ben, använd en torr steril bit 4x4 gasbinda virad runt längden av benet. Fatta detta gasväv tätt mot benet en dra den hela längden av benet flera gånger, kommer detta att skrapa kvarvarande vävnader från ytan av benet som de kommer att ansluta sig till gasväv och vara snabbt och enkelt dras bort från benen. De insamlade ben ska sedan placeras direkt i en steril 1,5 mL mikrofugrör och placeras på is för transport.
Dessa fyra givare ben kommer att tas till en biologisk säkerhet skåp för förberedelse för benet lösningen. Huvan grundligt måste desinficeras innan de används, placera ett sterilt område dressingen över arbetsområdet i huven. Placera en steril mortel, sterila 8 mL rör och sterila Fosfatbuffrad saltlösning (PBS) i arbetsområdet. En 1 ml pipetteman, och respektive tips bör vara tillgängliga inom huven.
En steril pincett bör användas för att ta bort den skördade ben i ett sterilt sätt från 1,5 mL mikrofugrör och placeras i morteln, mortelstöten kommer sedan att användas för att försiktigt krossa ben. Phosphåt saltlösning är det fordon som används för att resuspendera benfragment för injektion. Pipettera 1 mL PBS i murbruk och fortsätter att krossa de kvarvarande fragment, med ytterligare cirkelrörelser för att säkerställa full resuspension. Tillsätt sedan ytterligare 1 mL PBS och fortsätter att krossa för att skapa den "ben lösning". Lösningen bör ha en rosa nyans och det blir rester kvar på botten av murbruk som inte helt kan brytas upp. Häll långsamt lösningen ur bruk i 8 mL rör, för att fånga maximal volym, samtidigt som de större kvarlevorna stanna kvar i morteln. Detta ben lösning bör förbli på is tills dess experimentella bruk och kommer att överföras till 1 mL sprutor för injektion. En tjugo nål kommer senare bifogas 1 mL spruta med benet lösning för att administrera den till musen. Denna stora stickor valdes för att säkerställa att alla benfragment in i regionen efter injektionen och blockera inte nålen.
Innan injektion till mottagare mus, en droppe av benet lösning är placerad på en MacConkey agarplatta för kultur (inkubation för 24-48hours). Detta för att säkerställa steriliteten hos benet lösningen. PH i benet lösningen måste också kontrolleras för att säkerställa ett neutralt pH.
4. Skada på mjukvävnad.
Detta mjukvävnad skada är en bilateral bakdelen krosskada. Den ursprungliga placeringen av musen, med bakbenen något bortförd och sidled roteras, hjälper till att tillgängligheten till rätt muskelgrupp, knäet flexors (biceps femoris, semitendinosus och semimembranosus muskler). En stor 18cm hemostat kommer att användas för att utföra krosskada. Kraften Fördelningen av dessa tillämpade peanger analyserades och befanns vara 270psi med Topaq systemtryck Analys med Sensor Products Inc. hemostat skall dras runt den bakre låret muskulatur, halvvägs längs lårbenet, med dess konvexa kurva mot lårbenet. Den hemostat bör då vara låst stänger den första klick bara, och förblir i 30 sekunder. Noggrann uppmärksamhet på placeringen av denna hemostat är viktigt - det får inte vara fastklämd över lårbenet, så att den inte är sprucken. Detta bör göras på ett konsekvent sätt varje gång för att garantera en reproducerbar skada mellan möss. Detta krosskada utförs på båda nedre extremiteterna.
5. Bone lösning injektion.
Mottagaren experimentella musen kommer att bedövas och förbereds som tidigare beskrivits, och kommer att ha genomgått mjukvävnad skador före detta ben injektion.
Benet lösningen kommer sedan att injiceras i krossade låret muskulatur hos mottagaren musen bilateralt. Med hjälp av en 20 gauge kanyl, 0.15mL av denna lösning kommer att sprutas in i bakre musklerna i varje lår. Skriv in nålen genom huden ca 2 ~ 3mm och uppmärksamma avståndet införandet av nålen - du kommer känna det som toppen av avfasning precis vidrör mot lårbenet, detta är läget idealiskt. Injicera benet lösningen nu. Dra ut nålen och snabbt placera ett sterilt handskar finger över injektionsstället för att stoppa upp flödet av ben lösning ur såret. Håll denna finger där i flera sekunder.
Musen ska sedan placeras tillbaka in i buren och får full rörelsefrihet direkt som anestesi avtar. Lämplig smärtlindring måste administreras som musen väcker.
6. Post-operative/recovery period.
Den lösa slingan tejpen tas bort och att djuren placeras i en ren bur, som hålls på en cirkulerande värmedyna under flera timmar efter tillfrisknandet. Lämplig värme bör garanteras med ytterligare en värmelampa om det behövs.
Mat och vatten kommer att finnas lätt tillgänglig.
Smärtstillande måste administreras som djuren börjar vakna ur narkosen för att korrekt hantera smärta. Buprenorfin (0.1mg/kg) injiceras subkutant som djuren börjar fysisk aktivitet, men inte innan, för att inte äventyra lungfunktion.
Möss bör ständigt övervakas under narkos, till återhämtning från anestesi eller experimentella slutpunkt. Möss bör också vara mycket noga i den postoperativa perioden och ytterligare smärta medicinering behövs ska ges efter behov. Övervaka djur fysisk aktivitet, respiratoriska status, mat och vatten intag och några tecken på ångest (ansträngd andning,, smärta förändringar i mat-och dryckesvanor) bör behandlas därefter.
Placera din kirurgiska instrument till 70% alkohol och torka dem med steril gasbinda sätter sedan in dem i microbead autoklav för ~ 20 sekunder för sterilisering mellan djur. Ta bort kirurgiska instrument och spraya dem med 70% alkohol för att hjälpa dem svalna. Placera dem på sterile fältet dressing. Se till att det inte finns någon alkohol kvar på instrument som kommer droppa tillbaka in i nästa djur.
3. Jämförande Bilaterala femurfraktur Model - Experimentell Förfarande:
Den experimentella musen kommer att bedövas och förbereds som ursprungligen beskrivits. En stor 18cm hemostat ska spännas fast runt bakdelen ca 2-3mm ovanför knäleden med sin konvexa yta mot knäet. Placera tummen på toppen av spänns hemostat och pekfingret mellan hemostat och höft. Var noga med att känna lårbenet innan vrida så att du vet var du är sönder. Sedan vrider hemostat moturs samtidigt som du vrider den andra handen medsols.
Upprepa förfarandet med kontralaterala benet.
4. Flera Trauma Model - Experimentell Förfarande för Kombination av Pseudofracture med hemorragisk chock:
Mottagare musen kommer att bedövas och förbereds som ursprungligen beskrivits. Möss som skall genomgå hemorragisk chock i kombination med pseudo-fraktur har lårbensartären kanylering innan pseudofracture förfarandet och sedan kommer att hemorrhaged från denna kateter när pseudo-fraktur har avslutats.
5. Hemligheter för framgång:
Allmänt:
- Se till att du tar det extra besväret att förbli så sterilt som möjligt.
- Noggrann uppmärksamhet bör ägnas den övergripande fysiologiska tillstånd av musen, inklusive andningsfrekvens, under administrering av anestesi och särskilt isofluran via näsan konen.
Bone lösning förberedelser:
- Gentle manipulation av ben - som lätt kan fraktur med överansträngning under enkel manuell manipulation!
- Fibula avlägsnas från skenbenet bör säkerställas vid dissekering.
- Börja med att krossa ben försiktigt i början - för att hålla alla fragment i murbruket!
- Tillsätt endast 1 mL PBS initialt och fortsätter att krossa de kvarvarande benrester, en gång en bra fjädring har bildats, tillsätt resterande 1 mL.
- Endast lösningen ur mortel ska samlas - utan större återstående vävnader som inte fullt ut kunnat brytas ner - dessa kan blockera / få in i nålen vid injektion i mottagaren musen.
Skada på mjukvävnad:
- Noggrann placering av denna hemostat är viktigt - inte över lårbenet, eller att det skulle vara bruten. Spänn fast hemostat över rätt muskulatur (bakre lår - knä flexors) för reproducerbara skada.
Bone lösning injektion:
- Vid injektion av lösningen, uppmärksamma avståndet införandet av nålen - du kommer känna det som toppen av avfasning precis vidrör mot lårbenet, detta är läget idealiskt.
- Dra ut nålen och snabbt placera ett finger över injektionsstället för att stoppa upp flödet av ben lösning ur såret. Håll fingret där i flera sekunder.
6. Postoperativa Oro:
- Kontrollera om infektion i benet.
- Kontrollera kultur ben lösning.
- Djuret kan ha problem med att använda bakbenen som en följd av experimentell manipulation och tillhörande inflammation. Hantera smärta på lämpligt sätt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Pseudofracture en reproducerbar murin modell av sterila muskuloskeletala skador, möjliggör utvärdering av post-traumatisk immunsvar. Den pseudofracture Modellen efterliknar immunologiskt en miljö extremitet fraktur genom rekreation av funktionerna i en lång benfraktur: skadade muskler och mjukdelar utsätts för skadade ben och benmärg utan att bryta eget ben 38,39 en bifasisk immunsvar kan ses nedan. pseudofracture trauma som består av en tidig hyperinflammatory svar som kan ses till som mest 6 timmar, följt av en andra del av fördröjd immunsuppression skildras som ett tråg ca 48 timmar. Denna modell hjälper till att övervinna några av de utmaningar som experimentella murina trauma modellering, såsom frakturer-fixering som kan vara komplicerat och inte lätt reproducerbar. I synnerhet denna modell tillåter sent sikt studie av post-traumatisk immunsvar som det låter för långsiktig överlevnad i djuren utan fraktur på eget ben.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Försök på djur har utförts i enlighet med de riktlinjer och regler som anges av Institutional Animal Care och använda kommittén och forskning uppförandekoden och regelefterlevnad vid University of Pittsburgh, en AALAS / AAALAC ackrediterad institution. Animaliska källor inkluderar Jackson Laboratories och Charles Rivers Laboratories. Alla djur genomgå en omfattande hälso-och kvalitetssäkring genom varje leverantör samt University of Pittsburgh interna kontroll djurhälsa program. Denna forskning bedrivs i enlighet med den amerikanska regeringen principer för användning av ryggradsdjur. Programmet är registrerad hos USDA, och har ett brev av säkerhet med Public Health Service Office of Laboratory Animal Welfare.
Acknowledgments
Finansieringskälla / Antal molekylärbiologi av hemorragisk chock GM053789
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| Circulating heating pad 18"x26" | Harvard Apparatus | py872-5272 | |
| Hot bead instrument sterilizer | VWR international | 11156-002 | |
| Stainless steel tray 8" x 11" | VWR international | 62687-049 | |
| Plexiglass boards (10x15x0.5cm) | University of Pittsburgh Machine shop | ||
| Tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| 50cc conical tube | Any Supplier | ||
| Straight side wide mouth jars (used as cap for nose cone) | VWR international | 159000-058 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR international | 10749-020 | |
| Surgical scissors (straight – 12cm) | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| Hemostats curved -18cm | Harvard Apparatus | 81331718 | |
| Forceps (0.8mm-tip, curved-10cm) | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| Gauze 4"x4" | Any Supplier | ||
| 1.5cc microfuge tube | Any Supplier | ||
| Ice bucket | Any Supplier | ||
| Mortar and Pestle | Fisher Scientific | 12-961AA | |
| 1cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| 20G needle | Any Supplier | ||
| 1mL pipetteman | Any Supplier | ||
| 1mL pipette tips | Any Supplier | ||
| Falcon polystyrene 8ml tubes | VWR international | 60819-331 | |
| Sterilization pouch 3"x8" | VWR international | 24008 | |
| Sterilization pouch 5"x10" | VWR international | 24010 | |
| MacConkey II Agar plate | BD Biosciences | 221172 | |
| Ethyl Alcohol - 200 proof | Pharmco-AAPER | [70%] | |
| Pentobarbital Sodium (Nembutol Sodium Solution) | OVATION Pharmaceuticals | 70mg/kg | |
| Aerrane (Isoflurane) | Baxter Internationl Inc. | 99.9% | |
| Triadine Povidone Iodine (Betadine) | Triad disposables | ||
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | |||
| Buprenorphine HCl | Bedford Laboratories | 0.1mg/kg |
References
- DeCamp, M. M., Demling, R. H.
- Deitch, E. A. Multiple organ failure. Pathophysiology and potential future therapy. Ann Surg. 216, 117-134 (1992).
- Carrico, C. J., Meakins, J. L., Marshall, J. C.
- Hauser, C. J., Joshi, P., Jones, Q. Suppression of natural killer cell activity in patients with fracture/soft tissue injury. Arch Surg. 132, 1326-1330 (1997).
- Faist, E., Baue, A. E., Dittmer, H. Multiple organ failure in polytrauma patients. J Trauma. 23, 775-787 (1983).
- Baker, C. C., Oppenheimer, L., Stephens, B.
- Faist, E., Kupper, T. S., Bakeer, C. L. Depression of cellular immunity after major injury its association with posttraumatic complications and its reversal with immunomodulation. Arch Surg. 121, 1000-1005 (1986).
- Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G.
- Flohe, S., Flohe, S. B., Schade, F. G. Immune response of severely injured patients--influence of surgical intervention and therapeutic impact. Lang Arch Surg. 392, 639-648 (2007).
- Ayala, A., Wang, P., Ba, Z. F. Differential alterations in plasma IL-6 and TNF levels after trauma and hemorrhage. Am J Physiol. 260, R167-R171 (1991).
- Kalicke, T., Schlegel, U., Printzen, G. Influence of a standardized closed soft tissue trauma on resistance to local infection. An experimental study in rats. J Ortho Res. 21, 373-378 (2003).
- Kobbe, P., Vodovotz, Y., Kaczorowski, D. J. The role of fracture associated soft tissue injury in the induction of sytemic inflammation and remote organ dysfunction after bilateral femur fracture. J Ortho Trauma. 22, 385-390 (2008).
- Kobbe, P., Vodovotz, Y., Kaczorwoski, D. J. Pattern of cytokine release and evolution of remote organ dysfunction after bilateral femur fracture. Shock. 30, 43-47 (2008).
- Flohe, S. B., Flohe, S., Schade, F. U. Deterioration of the immune system after trauma: signals and cellular mechanisms. Inn. Immun. 14, 333-344 (2008).
- Maier, B., LeFering, R., Lhenert, M. Early versus late onset of multiple organ failure is associated with differing patterns of plasma cytokine biomarker expression and outcome after severe trauma. Shock. 28, 668-674 (2007).
- Mestas, J., Hughes, C. W. Of mice not men: differences between mouse and human immunology. J. Immunol. 172, 2731-2738 (2004).
- Hoth, J. J., Wells, J. D., Brownlee, N. A. Toll like receptor 4-dependent responses to lung injury in a murine model of pulmonary contusion. Shock. 31, 376-381 (2009).
- Matsutani, T., Samy, A. nantha, Rue, T. S., W, L. Transgenic prolactin-/- mice: effect of trauma-hemorrhage on splenocyte functions. Am J Physiol Cell Physiol. 288, 1109-1116 (2005).
- Matsutani, T., Samy, A. nantha, Kang, T. S., S-C, Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage. Cytokine. 30, 168-117 (2005).
- Tsukamoto, T., Pape, H. C. Animal models for trauma research: What are the options. Shock. 31, 3-10 (2008).
- DeMaria, E. J., Pellicane, J. V., Lee, R. B. Hemorrhagic shock in endotoxin resistant mice : Improved survival unrelated to deficient production of tumor necrosis factor. J Trauma. 35, 720-724 (1993).
- Jamsa, T., Jalovaara, P., Peng, Z. Comparison of three-point bending test and peripheral quantitative computed tomography analysis in the evaluation of the strength of mouse femur. Bone. 23, 155-161 (1998).
- Bounarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. J Ortho Res. 2, 97-101 (1984).
- Holstein, J. H., Menger, M. D., Culemann, U. Development of a locking femur nail for mice. J Biomech. 40, 215-219 (2007).
- Holstein, J. H., Garcia, P., Histing, T. Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration. J Orthop Trauma. 23, Suppl 5. S31-S38 (2009).
- Histing, T., Garcia, P., Matthys, R. An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model. J Orthop Research. 28, 397-402 Forthcoming.
- Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. Characterization of a closed femur fracture model in mice. J Ortho Trauma. 18, 687-695 (2004).
- Mark, H., Bergholm, J., Nilsson, A. An external fixation method and device to study fracture healing in rats. Acta Orthop Scand. 74, 476-487 (2003).
- Bhandari, M., Shanghnessy, S. A minimally invasive percutaneous technique of intramedullary nail insertion in an animal model of fracture healing. Arch Orthop Trauma Surg. 121, 591-593 (2001).
- Sonanis, S. V., Lampard, A. L., Kamat, N. A simple technique to remove a bent femoral intramedullary nail and broken interlocking screw. J Trauma. 63, 435-438 (2007).
- Kobbe, P., Kaczorwoski, D. J., Vodovotz, Y. Local exposure of bone components to injured soft tissue induces Toll-like receptor 4-dependent systemic inflammation with acute lung injury. Shock. 30, 686-691 (2008).
- Bumann, M., Henke, T., Gerngross, H. Influence of haemorrhagic shock on fracture healing. Lang Arch Surg. 388, 331-338 (2003).
- Santry, H. P., Alam, H. B. Fluid resuscitation: past, present, and the future. Shock. 33, 229-241 (2010).
- Hierholzer, C., Billiar, T. R. Molecular mechanisms in the early phase of hemorrhagic shock. Lang Arch Surg. 386, 302-308 (2001).
- Chaudry, I., Ayala, A., Ertel, W. Hemorrhage and resuscitation: immunological aspects. Am J Physiol. 259, 63-678 (1990).
- Kawasaki, T., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A. Trauma-hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell functions in mice. J Immunol. 177, 4514-4520 (2006).
- Kohut, L., Darwiche, S. S., Frank, A. M., Brumfield, J. M., Billiar, T. R. Fixed volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhgaic Shock. J Vis Exp. , (2010).
- Menzel, C. L., Pfeifer, R., Darwiche, S. S. Models of lower extremity damage in mice: time course of organ damage and immune response. J Surg Res. 166, e149-e156 (2011).
- Pfeifer, R., Kobbe, P., Darwiche, S. S. Role of hemorrhage in the induction of systemic inflammation and remote organ damage: Analysis of combined pseudo-fracture and hemorrhagic shock. J Orthop Res. 29, 270-274 (2011).
