Summary
Pseudofracture, eine reproduzierbare Mausmodell der sterile Muskel-Skelett-Verletzungen, können zur Beurteilung der späten Begriff posttraumatische Immunantwort. Dieser Artikel beschreibt die verfahrensrechtlichen Ausführung des Modells Schritt für Schritt, einschließlich des Potenzials für experimentelles Modell Kombinationen Studie Polytrauma ermöglichen.
Abstract
Nach Trauma gibt es eine frühe hyper-reaktive entzündliche Reaktion, die zu Multiorganversagen und hoher Sterblichkeit in Trauma-Patienten führen können; diese Reaktion wird häufig durch eine verzögerte Immunsuppression, dass die klinischen Komplikationen der Infektion fügt begleitet und auch die Sterblichkeit erhöhen 1-9. Viele Studien haben begonnen, diese Veränderungen in der Reaktivität des Immunsystems zu bewerten nach einem Trauma. 10-15
Immunologische Studien sind stark durch die Vielzahl von transgenen und Knockout-Mäusen für in vivo Modelle unterstützt;. Diese Stämme Hilfe in detaillierte Untersuchungen zu den molekularen Mechanismen bei der immunologischen Reaktionen beteiligt bewerten 16-21
Die Herausforderung in der experimentellen murinen Trauma Modellierung ist langfristig Untersuchung, wie Frakturfixation Techniken in Mäusen, kann komplex und nicht leicht reproduzierbar. 22-30
Diese pseudofracture Modell, eine leicht reproduziert Trauma-Modell, überwindet diese Schwierigkeiten durch immunologisch imitieren einer Extremität Bruch Umgebung, während gleichzeitig die Bewegungsfreiheit der Tiere und das langfristige Überleben ohne die kontinuierliche, lang anhaltende Anwendung von Betäubungsmitteln. Die Absicht ist es, die Merkmale des Röhrenknochenfrakturen neu; verletzten Muskel-und Weichgewebe, um beschädigte Knochen und Knochenmark, ohne die nativen Knochen freigelegt.
Die pseudofracture Modell besteht aus zwei Teilen: einem bilateralen Muskel Quetschverletzung auf die Hinterbeine, durch Injektion eines Knochens Lösung in dieser verletzte Muskeln gefolgt. Der Knochen-Lösung wird von der Ernte der langen Röhrenknochen von beiden Hinterbeine eines alters-und Gewichts-abgestimmt syngenen Spenders vorbereitet. Diese Knochen sind dann zerkleinert und suspendiert in Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung bis auf die Knochen-Lösung zu schaffen.
Bilaterale Femurfraktur ist eine häufig verwendete und bewährte Modell der Extremitäten Trauma, und war die vergleichende Modell bei der Entwicklung des pseudofracture Modell. Unter der Vielzahl der zur Verfügung stehenden Bruch Modelle, entschieden wir uns zu einer geschlossenen Methode der Fraktur mit Weichteilschaden wie unser Vergleich zu den pseudofracture verwenden, da wir eine sterile noch verhältnismäßig schweren peripheren Gewebe Trauma-Modell wollte. 31
Hämorrhagischen Schock ist ein häufiger Befund bei der Festlegung von schweren Traumata, und die globale Hypoperfusion fügt ein sehr relevantes Element auf ein Trauma-Modell. 32-36 Die pseudofracture Modell leicht mit einem hämorrhagischen Schock-Modell für ein Polytrauma-Modell mit hohem Schweregrad kombiniert werden . 37
Protocol
1. Instrument und OP-Feld Zubereitung:
Alle Experimente werden durchgeführt unter aseptischen Bedingungen. Bevor Sie beginnen, müssen die experimentellen Bereich gründlich gereinigt und sterilisiert werden. Das Tischgerät sollte desinfiziert werden, an der Luft getrocknet und dann nach unten mit 70% Alkohol abgewischt. Legen Sie eine chirurgische blauen Pad und sterilen Bereich Dressing in der experimentellen Arbeit Bereich.
Alle Materialien und Geräte sind Autoklaven vor Gebrauch sterilisiert. Spritzen und Nadeln sind sterile erhalten. Der Forscher ist in geeigneter Weise in Laborkittel, Mundschutz und sterile Handschuhe gekleidet werden.
Die chirurgischen Instrumente werden Autoklaven sterilisiert jeden Abend. Sie sind nach der Operation mit antibakterieller Seife und Wasser gewaschen. Sie dürfen auf einer sauberen chirurgischen blauen Pad trocken. Sie werden dann vorsichtig in eine Sterilisation Beutel gelegt und sterilisiert für die spätere Verwendung.
Schalten Sie die heiße Perle Sterilisator, um sicherzustellen, erreicht er die richtige Temperatur - 300-350 ° F vor dem Start des Experiments. Dieser Sterilisator wird verwendet, um Instrumente zwischen experimentellen Verfahren auf den jeweiligen Mäusen zu reinigen. Holen Sie sich ein Edelstahl-Tischgehäuse und füllen Sie es 1 / 3 des Weges mit 70% Ethanol. Es sollte genügend 70% Ethanol zu Ihrem chirurgische Instrumente zu decken. Schalten Sie den zirkulierenden Heizkissen und-ort eine chirurgische blauen Pad drüber und dann ein steriles Feld dressing obendrein. Diese Heizung wird verwendet, um ausreichende Wärme der Maus während der experimentellen Verfahren und die Erholungszeit zu gewährleisten. Legen Sie alle sterilen Instrumente, Gaze, Spritzen, Nadeln und ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen auf das sterile Feld Dressing. Seien Sie vorsichtig beim Öffnen von sterilen Instrumenten und anderen Gegenständen, nicht um sie durch Berühren sie kontaminieren. Am besten ist es sterile Handschuhe zu verwenden, wenn Sie diese Setup-Prozedur.
2. Pseudofracture Model - Experimentelle Verfahren:
1. Einleitung der Narkose und die Positionierung der Maus.
Beginnen Sie mit der Verwaltung eine intraperitoneale Injektion von Pentobarbitol (70mg/kg). Hierzu wird zunächst die Aufhebung der Maus aus dem Käfig mit dem proximalen Ende seines Schwanzes erreicht. Die Maus muss dann gewogen, um die richtige Dosierung von hautbetäubenden berechnen. Als nächstes legen Sie das Tier auf der Oberseite des Käfigs bei gedrückter mit dem Schwanz. Besorgen Sie sich die Kragen der Maus mit dem Daumen und Mittelfinger an beiden Seiten der Maus direkt hinter der Vorderpfoten. Der Zeigefinger wird verwendet, um die Haut auf dem Kopf / Hals-Bereich zurückziehen und teilweise Immobilisierung des Kopfes. Die Maus den Schwanz zwischen den kleinen Finger und den Ringfinger gehalten, während der Ringfinger in die Lendengegend der Maus über den Rücken gedrückt wird. Die Narkose sollte volle Wirkung innerhalb von ca. 5 Minuten in Anspruch nehmen, und sollte mit dem Reflex-Test bestätigt werden.
Nachdem das Tier schläft, legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine Plexiglas-Platte und die Verwendung einer losen Flauschband Technik, um sie durch Abkleben ihre Extremitäten zu immobilisieren. Die lose Loop-Technik einfach bedeutet Schneiden von dünnen Klebestreifen und Wickeln Sie das Band locker um den distalen Teil jeder Extremität. Das Band wird dann auf sich selbst zurück stecken und der linken Seite über Band ist an den Vorstand angeschlossen. Dies ermöglicht die experimentelle Manipulation in einem konsistenten Art und Weise sowie die Gewährleistung der Extremitäten des Mäusen durchgeführt werden, gehen von einer natürlichen Position. Das Tier ist Bauch-, Leisten-und Oberschenkel Regionen werden dann rasiert mit unserem Oster A5 Klipper (Größe 40 Blatt), zur Aufrechterhaltung einer sterilen Bereich. Ein 4x4 Gaze mit betadine übergossen und die OP-Bereich wird dann abgewischt, um zu sterilisieren. Eine sterile Feld Verband ist dann gefaltet und drapiert über die Maus, um die Exposition der nur die unteren Extremitäten und Kopf ermöglichen.
Nach der Immobilisierung und Sterilisation, statt einer Nase Kegel mit Isofluran über die Maus die Nase für ein paar Sekunden vor Beginn der experimentellen Verfahren. Die Nase Kegel besteht aus einem konischen Rohr 50cc mit Gaze gefüllt. Die Hälfte der am unteren Ende des Rohres wird einen Raum zu schaffen für die Maus die Nase in Passform aus. Eine Kappe (Boden eines Gewebes Vorratsbehälter dh geraden breiten Mund jar) auf das abgeschnittene Ende des konischen platziert, um sicherzustellen, dass die Isofluran-Dämpfe bleiben in der Röhre, wenn sie nicht in Gebrauch ist. Ein ml Isofluran sollte die Gaze in der Kegel hinzugefügt werden. Besondere Aufmerksamkeit sollte auf die Maus während der Benutzung der Anästhesie bezahlt werden und vor allem von Isofluran Nutzung über die Bugspitze. Sobald das Tier Atmung zu verlangsamen beginnt, kann das Experiment beginnen, und die Bugspitze sollte entfernt und geschlossen werden.
Wenn zusätzliche Betäubung in irgendeinem Teil des Experiments erforderlich ist, können zusätzliche Pentobarbital injiziert oder Isofluran verabreicht werden. Alternative Methoden der Isofluoran Verwaltung zur Verfügung stehen und aktualisierten Richtlinien empfEnde der Verwendung einer Präzisions-Verdampfer zur besseren Kontrolle der Narkose zulassen, wenn möglich. Allerdings müssen Sie genau auf die Atemfunktion der Maus mit einer dieser Methoden garantiert werden.
2. Pseudofracture Experiment.
Pseudo-Fraktur ist eine Kombination von Weichteilverletzungen durch Knochen Lösung Injektion des verletzten Muskels gefolgt und ist bilateral auf die Hinterbeine durchgeführt. Der Knochen-Lösung muss bereit sein, bevor eine experimentelle Manipulation der Empfängermäuse beginnt.
3. Knochen-Aufbereitung.
Der Knochen-Lösung von einem Spender Maus vorbereitet genug für 3 Empfängermäuse werden. Ein syngenen Spender Maus sollte verwendet werden, die alters-und an den Empfänger experimentellen Maus-Gewicht angepasst werden.
Der Spender Maus mit inhalativen Isofluran eingeschläfert werden. Der Spender wird dann auf das Plexiglas-Board mit viel Liebe zum Band der unteren Extremitäten nur an der Spitze des Fußes abgeklebt werden. Die unteren Extremitäten müssen sorgfältig rasiert und gründlich in betadine bedeckt und dann mit Alkohol auf Sterilität ausgelöscht. Dann wird der Ober-und Unterschenkels wird chirurgisch in eine sterile Weise werden von beiden unteren Extremitäten entfernt. So entfernen Sie die langen Knochen der unteren Extremität, einen chirurgischen Einschnitt in die Haut in der Leistengegend, und weiterhin an der Haut entlang der Länge der Extremität geschnitten, bis auf die Knöchel. Ziehen Sie die Haut, und sezieren sie weg aus dem subkutanen Faszie und Muskel sowohl auf der medialen und lateralen Aspekte für eine maximale Exposition. Legen Sie ein Blatt der Schere unter der Muskeln, die vorderen und seitlichen, die Tibia (tibialis anterior, extensor digitorum longus, Extensor hallucis longus, M. peroneus longus, M. peroneus brevis) und schieben Sie die Klinge proximal und distal zu den Muskeln sauber vom Lift entfernt liegen darunter liegenden Knochen. Wiederholen Sie diese Technik an der hinteren und medialen Unterseite der Tibia, die Muskeln unter der Tibia (gastrocnemius, soleus, plantaris, tibialis posterior, flexor digitorum longus, M. flexor hallucis longus) zu trennen. Eine minimale zusätzliche Belastung sollte auf der hinteren Seite verwendet werden, wenn Gleiten nach distal, um das Wadenbein entfernt von der Tibia Kinderspiel. Am proximalen Ende dieser Beinmuskulatur schneiden die Sehnen so nah an ihrer Insertion wie möglich und Einfahren der Muskeln distal, während Sie auf die Muskel-Gruppe zusammen nach unten Mode einen kleinen Schlepper wird das distale Anhänge dieser Muskeln aus dem Fußgelenk loslassen. Das Sprunggelenk kann durch direkt mit der Schere geschnitten werden. Lösen Sie nicht die Tibia vom Femur an dieser Stelle! Diese Verbindung verleiht zusätzliche Hebelwirkung, die in der Präparation des Femurs aus dem Hüftgelenk helfen werden. Befolgen Sie eine ähnliche Technik für die Freigabe der Muskeln aus dem Oberschenkel und führen Sie diese nach hinten und sowohl medial als auch lateral auch, wenn nötig. Schneiden Sie den distalen Befestigung dieser Muskelgruppen, um sie aus dem Kniegelenk freizugeben. Fahren Sie mit der Präparation und folgen unter den Muskeln bis zum Ende des Oberschenkelknochens aus dem Hüftgelenk zu sezieren. Zur Unterstützung bei dieser Präparation sollte der Hautschnitt soweit erforderlich eine ausreichende Exposition zu erreichen, erweitert werden. Die Bewegung des Oberschenkels im Hüftgelenk kann helfen, suchen Sie das proximale Ende des Femurs beim Präparieren.
Sobald die Oberschenkel (mit Tibia befestigt) wird aus dem Spender entnommen Maus legen Sie sie auf einem sterilen 4x4gauze. Die beiden Knochen kann das Kniegelenk durch einfaches Greifen jeden Knochen in einem separaten Hand und leichtes Drehen / Rotieren der zwei Knochen in entgegengesetzten Richtungen entlang ihrer Längsachse getrennt werden. Schonende Präparation und Handhabung dieser beiden Knochen wird empfohlen, da sie leicht mit jeder Überanstrengung der manuellen Manipulation gebrochen werden. Zum Entfernen des restlichen Sehnenansätze von der langen Knochen, mit einem trockenen sterilen Stück 4x4 Gaze um die Länge der Knochen eingewickelt. Fassen Sie diese Gaze dicht an den Knochen ein Ziehen Sie die gesamte Länge des Knochens mehrmals, wird dieses kratzen die übrigen Gewebe von der Oberfläche des Knochens, wie sie die Gaze wird haften und werden einfach und schnell von den Knochen gezogen. Die gesammelten Knochen sollte dann direkt in eine sterile 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen platziert werden und auf Eis für den Transport.
Diese vier Spender Knochen wird zu einem biologischen Sicherheitsschrank für die Vorbereitung auf den Knochen-Lösung genommen werden. Die Haube gründlich müssen vor Gebrauch desinfiziert werden, legen Sie einen sterilen Bereich Dressing über den Arbeitsbereich innerhalb der Haube. Legen Sie eine sterile Mörser und Stößel, steril 8mL Schlauch und sterile Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) in den Arbeitsbereich. Eine 1ml pipetteman, und die jeweiligen Spitzen sollten innerhalb der Haube zur Verfügung.
Eine sterile Pinzette sollte verwendet werden, um das geerntete Knochen in einem sterilen Mode zu entfernen aus dem 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen und legte in den Mörtel werden, der Stößel wird dann verwendet, um sanft crush den Knochen. Phosphaß Buffered Saline befindet sich das Fahrzeug verwendet werden, um die Knochenfragmente zur Injektion zu resuspendieren. Pipette 1ml PBS in den Mörser und weiterhin die verbleibenden Fragmente zerbrechen, mit zusätzlichen kreisenden Bewegungen in voller Resuspension zu gewährleisten. Dann fügen Sie eine weitere 1 ml PBS und weiter Zerkleinerung auf die "Knochen-Lösung" zu schaffen. Die Lösung sollte einen rosa Farbton, und es wird Überreste an der Unterseite des Mörtels, die nicht vollständig gebrochen werden kann bis überlassen werden. Langsam gießen Sie die Lösung aus dem Mörtel in die 8mL Rohr, um die maximale Lautstärke zu fangen, während gleichzeitig die größere Reste zurückbleiben in den Mörtel. Dieser Knochen Lösung sollte auf Eis, bis seine experimentellen Einsatz bleiben und zu 1 ml Spritzen für die Injektion übertragen werden. Ein zwanzig-Gauge-Nadel wird später auf die 1-ml-Spritze mit dem Knochen-Lösung angeschlossen werden, um sie mit der Maus zu verwalten. Diese große Nadel wurde gewählt, um sicherzustellen, dass alle die Knochenfragmente der Region geben bei der Injektion und blockieren Sie nicht die Nadel.
Vor der Injektion an den Empfänger Maus, ein Rückgang des Knochens Lösung basiert auf einer MacConkey Agar-Platte für Kultur (Inkubation für 24-48 Stunden) platziert. Dies ist, um die Sterilität des Knochens Lösung zu gewährleisten. Der pH-Wert des Knochens Lösung muss auch überprüft werden, um einen neutralen pH-Wert zu gewährleisten.
4. Weichteilschaden.
Diese Weichteilschaden ist eine bilaterale Hinterlauf Quetschverletzung. Die anfängliche Positionierung der Maus, mit Hinterbeine leicht abduziert und seitlich gedreht, hilft bei der Zugänglichkeit zu den richtigen Muskel-Gruppe, die Kniebeuger (M. biceps femoris, semitendinosus und M. semimembranosus). Eine große 18cm hemostat wird verwendet, um die Quetschverletzung durchzuführen. Die Kraftverteilung dieser Anwendung Hämostatika wurde analysiert und festgestellt, dass 270psi mit Topaq Pressure Analysis System von Sensor Products Inc. Die hemostat um die hintere Oberschenkelmuskulatur, Mittelpunkt muss entlang der Oberschenkel geklemmt werden, mit ihrer konvexen Wölbung nach den Oberschenkelknochen. Die hemostat sollte dann zugesperrt, um den ersten Klick nur sein und bleiben für 30 Sekunden. Sorgfältige Aufmerksamkeit auf die Platzierung dieser hemostat ist wichtig - es darf nicht über die Oberschenkel geklemmt werden, um sicherzustellen, dass nicht gebrochen ist. Dies ist in kohärenter Weise durchgeführt werden, jedes Mal zu einem reproduzierbaren Verletzungen zwischen Mäusen zu garantieren. Diese Quetschverletzung ist auf beiden unteren Extremitäten durchgeführt.
5. Knochen-Lösung Injektion.
Der Empfänger experimentellen Maus wird betäubt und wie zuvor beschrieben hergestellt, und wird erfahren Weichteilschaden vor diesem Knochen Injektion haben.
Der Knochen-Lösung wird dann in den zerdrückten Oberschenkelmuskulatur des Empfängers Maus bilateral injiziert werden. Mit einer 20-Gauge-Nadel, 0,15 ml dieser Lösung wird in die hinteren Muskeln der einzelnen Oberschenkel injiziert werden. Geben Sie die Nadel durch die Haut ca. 2 ~ 3 mm und achten Sie auf die Entfernung des Einführen der Nadel - fühlen Sie sich wie die Spitze des Kegel berührt gerade gegen den Oberschenkel, ist diese Position ideal. Spritzen Sie die Knochen Lösung jetzt. Ziehen Sie die Nadel und schnell statt einer sterilen behandschuhten Finger auf die Einstichstelle zu jeder Rückfluss von Knochen-Lösung aus der Wunde zu stoppen. Halten Sie diese Finger dort für einige Sekunden.
Die Maus wird dann zurück in den Käfig gelegt werden und erlaubt volle Bewegungsfreiheit direkt als Narkose nachlässt. Angemessene Schmerztherapie muss verabreicht, wie der Maus weckt werden.
6. Post-operative/recovery Zeitraum.
Die lose Flauschband wird entfernt und die Tiere werden in einem sauberen Käfig, auf einem umlaufenden Heizkissen für mehrere Stunden nach Wiederherstellung gehalten wird gestellt. Angemessene Wärme sollte mit einem zusätzlichen Wärmelampe sichergestellt werden, falls erforderlich.
Lebensmittel und Wasser werden zur Verfügung stehen.
Analgetikum zu verabreichen als die Tiere aus der Narkose erwachen, um vollständig zu verwalten Schmerzen beginnen. Buprenorphin (0.1mg/kg) wird subkutan, wie die Tiere körperliche Aktivität beginnen injiziert, jedoch nicht vor, damit sie nicht Atemfunktion beeinträchtigen.
Mäuse sollten ständig während der Anästhesie überwacht werden, bis aus der Narkose oder experimentellen Endpunkt. Mäuse sollten auch sehr sorgfältig in der postoperativen Phase überwacht und etwaige zusätzliche Schmerzmittel benötigt sollte bei Bedarf verabreicht werden. Monitor Tier körperliche Aktivität, Atemwegs-Status, Futter-und Wasseraufnahme und keine Anzeichen von Leiden (Atemnot, Schmerzen, Veränderungen im Ess-und Trinkgewohnheiten) sollten entsprechend behandelt werden.
Zeigen Sie mit der chirurgischen Instrumente in 70% Alkohol und wischen sie mit steriler Gaze und lege sie in die Mikrokügelchen Sterilisator für ~ 20 Sekunden für die Sterilisation von Tieren. Entfernen Sie die chirurgischen Instrumente und besprühen sie mit 70% igem Alkohol, um sie abzukühlen. Legen Sie sie auf die sterile Field Dressing. Stellen Sie sicher, es gibt keinen Alkohol auf die Instrumente, die zurück Tropf wird in den nächsten Tieren überlassen.
3. Vergleichende Bilaterale Femurfraktur Model - Experimentelle Verfahren:
Die experimentellen Maus wird betäubt und hergestellt, wie eingangs beschrieben. Eine große 18cm hemostat sollte um den Hinterlauf ca. 2-3mm oberhalb des Kniegelenks mit seiner konvexen Oberfläche, die dem Knie geklemmt werden. Legen Sie Ihren Daumen auf der Oberseite des eingespannten hemostat und Zeigefinger zwischen den hemostat und Hüfte. Achten Sie darauf, den Oberschenkelknochen vor Verdrehen, so dass Sie, wo Sie brechen sind, wissen zu fühlen. Dann drehen hemostat gegen den Uhrzeigersinn, während Verdrehen der anderen Hand im Uhrzeigersinn.
Wiederholen Sie die Prozedur mit kontralateralen Bein.
4. Multiple Trauma-Modell - Experimentelle Vorgehensweise zur Kombination von Pseudofracture mit hämorrhagischen Schock:
Empfänger der Maus wird betäubt und hergestellt, wie eingangs beschrieben. Mäuse, die zu hämorrhagischen Schock in Kombination mit pseudo-Fraktur erleiden werden, werden Femoralarterie Kanülierung vor dem pseudofracture Verfahren haben und dann wird aus diesem Katheter hemorrhaged werden, sobald die pseudo-Fraktur abgeschlossen ist.
5. Secrets for Success:
Allgemein:
- Achten Sie darauf, nehmen Sie den zusätzlichen Aufwand zu bleiben möglichst steril.
- Besondere Aufmerksamkeit sollte den gesamten physiologischen Zustand der Maus zu widmen, auch die Atemfrequenz während der Verabreichung der Narkose und insbesondere Isofluran über die Nase Kegel.
Knochen-Aufbereitung:
- Sanfte Manipulationen von Knochen - wie man leicht mit Überanstrengung während einfache manuelle Manipulation gebrochen!
- Fibula der Entnahme aus der Tibia sollte auf Dissektion sichergestellt werden.
- Beginnen Sie mit der Brech-Knochen zuerst sanft - so wie alle Fragmente innerhalb der Mörtel zu halten!
- Fügen Sie nur 1 mL PBS zunächst und weiterhin Zerkleinern der verbleibenden Knochenfragmente, einmal eine gute Suspension gebildet hat, fügen Sie die restlichen 1ml.
- Nur die Lösung aus dem Mörser und Stößel gesammelt werden sollten - ohne größere verbleibende Gewebe, die nicht vollständig gebrochen werden konnte down - diese kann block / in die Nadel bei der Injektion erhalten in den Empfänger-Maus eingereicht.
Weichteilschaden:
- Eine sorgfältige Platzierung dieser hemostat ist wichtig - nicht über die Oberschenkel oder es würde gebrochen werden. Klemmen Sie die hemostat über die richtige Muskulatur (hintere Oberschenkel - Kniebeuger) für reproduzierbare Verletzungen.
Knochen-Lösung Injektion:
- Bei der Injektion der Lösung, achten die Entfernung des Einführen der Nadel - fühlen Sie sich wie die Spitze des Kegel berührt gerade gegen den Oberschenkel, ist diese Position ideal.
- Ziehen Sie die Nadel schnell und legen Sie einen Finger auf die Einstichstelle zu jeder Rückfluss von Knochen-Lösung aus der Wunde zu stoppen. Halten Sie den Finger dort für einige Sekunden.
6. Postoperative Bedenken:
- Überprüfen Sie für eine Infektion im Bein.
- Überprüfen Knochen Lösung Kultur.
- Tiere könnten Probleme bei der Verwendung Hinterbeine als Ergebnis der experimentellen Manipulation und der damit verbundenen Entzündung. Verwalten Schmerz angemessen.
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Discussion
Pseudofracture, eine reproduzierbare Mausmodell der sterile Muskel-Skelett-Verletzungen, können zur Beurteilung der posttraumatischen Immunantwort. Die pseudofracture Modell immunologisch ahmt einer Extremität Bruch Umwelt durch Nachbildung der Eigenschaften einer langen Knochenbruch: verletzte Muskel-und Weichgewebe, um beschädigte Knochen und Knochenmark, ohne die nativen Knochen freigelegt 38,39 A biphasischen Immunantwort gesehen werden folgende sein. pseudofracture Trauma, das von einem frühen hyperinflammatorischen Antwort, gesehen zu 6 Stunden durch eine zweite Komponente des verzögerten Immunsuppression als Trog rund 48 Stunden dargestellt, gefolgt Gipfel werden kann, besteht. Dieses Modell hilft, einige der Herausforderungen, der experimentellen murinen Trauma Modellierung wie Bruch-Fixierung, die sehr komplex und nicht leicht reproduzierbar überwinden kann. Insbesondere dieses Modell ermöglicht späten Langzeitstudie der posttraumatischen Immunantwort, wie es für das langfristige Überleben der Tiere ermöglicht, ohne Bruch des nativen Knochens.
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Disclosures
Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften her durch die Institutional Animal Care und Verwenden Ausschusses und der Forschung zu betreiben und Compliance Office der University of Pittsburgh, einer AALAS / AAALAC akkreditierte Institution gesetzt durchgeführt. Tierische Quellen gehören Jackson Laboratories und Charles Rivers Laboratories. Alle Tiere werden umfangreichen Gesundheits-sicherung durch die einzelnen Anbieter sowie die University of Pittsburgh internen Tier die Gesundheit Monitoring-Programme. Diese Forschung ist in Übereinstimmung mit der US-Regierung Prinzipien für die Verwendung von Wirbeltieren durchgeführt. Das Programm ist mit dem USDA registriert und hat einen Letter of Assurance mit der Public Health Service Office of Laboratory Animal Welfare.
Acknowledgments
Funding Source / Anzahl Molekularbiologie des hämorrhagischen Schocks GM053789
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| Circulating heating pad 18"x26" | Harvard Apparatus | py872-5272 | |
| Hot bead instrument sterilizer | VWR international | 11156-002 | |
| Stainless steel tray 8" x 11" | VWR international | 62687-049 | |
| Plexiglass boards (10x15x0.5cm) | University of Pittsburgh Machine shop | ||
| Tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| 50cc conical tube | Any Supplier | ||
| Straight side wide mouth jars (used as cap for nose cone) | VWR international | 159000-058 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR international | 10749-020 | |
| Surgical scissors (straight – 12cm) | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| Hemostats curved -18cm | Harvard Apparatus | 81331718 | |
| Forceps (0.8mm-tip, curved-10cm) | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| Gauze 4"x4" | Any Supplier | ||
| 1.5cc microfuge tube | Any Supplier | ||
| Ice bucket | Any Supplier | ||
| Mortar and Pestle | Fisher Scientific | 12-961AA | |
| 1cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| 20G needle | Any Supplier | ||
| 1mL pipetteman | Any Supplier | ||
| 1mL pipette tips | Any Supplier | ||
| Falcon polystyrene 8ml tubes | VWR international | 60819-331 | |
| Sterilization pouch 3"x8" | VWR international | 24008 | |
| Sterilization pouch 5"x10" | VWR international | 24010 | |
| MacConkey II Agar plate | BD Biosciences | 221172 | |
| Ethyl Alcohol - 200 proof | Pharmco-AAPER | [70%] | |
| Pentobarbital Sodium (Nembutol Sodium Solution) | OVATION Pharmaceuticals | 70mg/kg | |
| Aerrane (Isoflurane) | Baxter Internationl Inc. | 99.9% | |
| Triadine Povidone Iodine (Betadine) | Triad disposables | ||
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | |||
| Buprenorphine HCl | Bedford Laboratories | 0.1mg/kg |
References
- DeCamp, M. M., Demling, R. H.
- Deitch, E. A. Multiple organ failure. Pathophysiology and potential future therapy. Ann Surg. 216, 117-134 (1992).
- Carrico, C. J., Meakins, J. L., Marshall, J. C.
- Hauser, C. J., Joshi, P., Jones, Q. Suppression of natural killer cell activity in patients with fracture/soft tissue injury. Arch Surg. 132, 1326-1330 (1997).
- Faist, E., Baue, A. E., Dittmer, H. Multiple organ failure in polytrauma patients. J Trauma. 23, 775-787 (1983).
- Baker, C. C., Oppenheimer, L., Stephens, B.
- Faist, E., Kupper, T. S., Bakeer, C. L. Depression of cellular immunity after major injury its association with posttraumatic complications and its reversal with immunomodulation. Arch Surg. 121, 1000-1005 (1986).
- Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G.
- Flohe, S., Flohe, S. B., Schade, F. G. Immune response of severely injured patients--influence of surgical intervention and therapeutic impact. Lang Arch Surg. 392, 639-648 (2007).
- Ayala, A., Wang, P., Ba, Z. F. Differential alterations in plasma IL-6 and TNF levels after trauma and hemorrhage. Am J Physiol. 260, R167-R171 (1991).
- Kalicke, T., Schlegel, U., Printzen, G. Influence of a standardized closed soft tissue trauma on resistance to local infection. An experimental study in rats. J Ortho Res. 21, 373-378 (2003).
- Kobbe, P., Vodovotz, Y., Kaczorowski, D. J. The role of fracture associated soft tissue injury in the induction of sytemic inflammation and remote organ dysfunction after bilateral femur fracture. J Ortho Trauma. 22, 385-390 (2008).
- Kobbe, P., Vodovotz, Y., Kaczorwoski, D. J. Pattern of cytokine release and evolution of remote organ dysfunction after bilateral femur fracture. Shock. 30, 43-47 (2008).
- Flohe, S. B., Flohe, S., Schade, F. U. Deterioration of the immune system after trauma: signals and cellular mechanisms. Inn. Immun. 14, 333-344 (2008).
- Maier, B., LeFering, R., Lhenert, M. Early versus late onset of multiple organ failure is associated with differing patterns of plasma cytokine biomarker expression and outcome after severe trauma. Shock. 28, 668-674 (2007).
- Mestas, J., Hughes, C. W. Of mice not men: differences between mouse and human immunology. J. Immunol. 172, 2731-2738 (2004).
- Hoth, J. J., Wells, J. D., Brownlee, N. A. Toll like receptor 4-dependent responses to lung injury in a murine model of pulmonary contusion. Shock. 31, 376-381 (2009).
- Matsutani, T., Samy, A. nantha, Rue, T. S., W, L. Transgenic prolactin-/- mice: effect of trauma-hemorrhage on splenocyte functions. Am J Physiol Cell Physiol. 288, 1109-1116 (2005).
- Matsutani, T., Samy, A. nantha, Kang, T. S., S-C, Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage. Cytokine. 30, 168-117 (2005).
- Tsukamoto, T., Pape, H. C. Animal models for trauma research: What are the options. Shock. 31, 3-10 (2008).
- DeMaria, E. J., Pellicane, J. V., Lee, R. B. Hemorrhagic shock in endotoxin resistant mice : Improved survival unrelated to deficient production of tumor necrosis factor. J Trauma. 35, 720-724 (1993).
- Jamsa, T., Jalovaara, P., Peng, Z. Comparison of three-point bending test and peripheral quantitative computed tomography analysis in the evaluation of the strength of mouse femur. Bone. 23, 155-161 (1998).
- Bounarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. J Ortho Res. 2, 97-101 (1984).
- Holstein, J. H., Menger, M. D., Culemann, U. Development of a locking femur nail for mice. J Biomech. 40, 215-219 (2007).
- Holstein, J. H., Garcia, P., Histing, T. Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration. J Orthop Trauma. 23, Suppl 5. S31-S38 (2009).
- Histing, T., Garcia, P., Matthys, R. An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model. J Orthop Research. 28, 397-402 Forthcoming.
- Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. Characterization of a closed femur fracture model in mice. J Ortho Trauma. 18, 687-695 (2004).
- Mark, H., Bergholm, J., Nilsson, A. An external fixation method and device to study fracture healing in rats. Acta Orthop Scand. 74, 476-487 (2003).
- Bhandari, M., Shanghnessy, S. A minimally invasive percutaneous technique of intramedullary nail insertion in an animal model of fracture healing. Arch Orthop Trauma Surg. 121, 591-593 (2001).
- Sonanis, S. V., Lampard, A. L., Kamat, N. A simple technique to remove a bent femoral intramedullary nail and broken interlocking screw. J Trauma. 63, 435-438 (2007).
- Kobbe, P., Kaczorwoski, D. J., Vodovotz, Y. Local exposure of bone components to injured soft tissue induces Toll-like receptor 4-dependent systemic inflammation with acute lung injury. Shock. 30, 686-691 (2008).
- Bumann, M., Henke, T., Gerngross, H. Influence of haemorrhagic shock on fracture healing. Lang Arch Surg. 388, 331-338 (2003).
- Santry, H. P., Alam, H. B. Fluid resuscitation: past, present, and the future. Shock. 33, 229-241 (2010).
- Hierholzer, C., Billiar, T. R. Molecular mechanisms in the early phase of hemorrhagic shock. Lang Arch Surg. 386, 302-308 (2001).
- Chaudry, I., Ayala, A., Ertel, W. Hemorrhage and resuscitation: immunological aspects. Am J Physiol. 259, 63-678 (1990).
- Kawasaki, T., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A. Trauma-hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell functions in mice. J Immunol. 177, 4514-4520 (2006).
- Kohut, L., Darwiche, S. S., Frank, A. M., Brumfield, J. M., Billiar, T. R. Fixed volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhgaic Shock. J Vis Exp. , (2010).
- Menzel, C. L., Pfeifer, R., Darwiche, S. S. Models of lower extremity damage in mice: time course of organ damage and immune response. J Surg Res. 166, e149-e156 (2011).
- Pfeifer, R., Kobbe, P., Darwiche, S. S. Role of hemorrhage in the induction of systemic inflammation and remote organ damage: Analysis of combined pseudo-fracture and hemorrhagic shock. J Orthop Res. 29, 270-274 (2011).
