Summary
Den hyperinsulinemic-euglycemic klämman är den "gyllene standard" för bedömning av insulin åtgärder. Insulin är infunderas med en konstant hastighet stimulerande glukosupptag. Mängden av exogena infunderad glukos för att motverka denna minskning är ett tecken på insulinkänslighet. Här proceduren utförs på ett medvetet, otyglad råtta.
Abstract
Typ 2 diabetes (T2D) är snabbt stigande i prevalens. Kännetecknas av antingen otillräcklig insulinproduktion eller oförmåga att använda insulin som produceras, T2D resulterar i förhöjda blodsockernivåer. Den "gyllene standard" för att bedöma känsligheten för insulin är ett hyperinsulinemic-euglycemic klämma eller insulin klämma. Vid detta förfarande är insulin infusion med en konstant hastighet vilket resulterar i en sänkning av blodsockret. För att bibehålla blodsockret på en konstant nivå, är exogent glukos (D50) infunderas i venösa cirkulationen. Mängden infunderad glukos för att upprätthålla homeostas är ett tecken på insulinkänslighet. Här visar vi de grundläggande klämman förfarandet i kroniskt kateter, ohämmad, medveten råtta. Denna modell gör att blodet samlas in med minimal stress för djuret. Efter induktion av anestesi, är ett mittlinjen snitt och vänster gemensamma halspulsådern och höger halspulsåder är kateter. Infogade katetrar spolas med hepariniserat saltlösning, sedan exteriorized och säkras. Djur är tillåtna att återhämta sig i 4-5 dagar före experiment, med viktökning kontrolleras dagligen. Endast de djur som går upp vikt innan operation nivåer används för experiment. På dagen av försöket, är råttor fastade och ansluts till pumpar som innehåller insulin och D50. Baseline glukos bedöms i arteriell linje och använt ett riktmärke under hela försöksperioden (euglycemia). Efter detta är insulin infusion med en konstant hastighet i den venösa cirkulationen. För att matcha nedgången i blodsockret, är D50 infunderas. Om graden av D50 infusion är större än graden av upptag, kommer en ökning av glukos förekommer. Likaså om räntan är otillräcklig för att matcha hela upptaget kroppen glukos, kommer en droppe inträffa. Titrering av glukos fortsätter tills stabila glukosvärden uppnås. Glukosnivåer och glukos infusionshastigheter under denna stabila period registreras och rapporteras. Resultaten ger ett index på hela kroppen insulinkänslighet. Tekniken kan förfinas för att möta specifika experimentella krav. Det förstärks ytterligare genom användning av radioaktiva spårämnen som kan avgöra vävnad specifika insulin stimuleras upptaget av glukos samt hela kroppen glukos omsättning.
Protocol
A: Kirurgisk Kateterisering för arteriell och venös cirkulation
Del 1: arteriell och venös kateter förberedelse
- Klipp 15 cm av PE-50 (inre diameter av 0,58 mm (0,023 ") x en yttre diameter på 0,965 mm (0,038"). Skär en 1mm avsnitt av silastic slang (0,76 mm (0,030 ") invändig diameter x 1.65mm (0,065 ") yttre diameter) för användning som besöksförbud pärla. den återhållande pärlan hindrar råttan från att dra ut katetern när den väl är på plats.
- Sätt in tips av mikro dissekera pincetten i lumen i återhållande pärla och försiktigt hålla spetsarna på peang förutom att sträcka öppningen bredare. Använda ett annat par mikro dissekera tång, skjut silastic slangen in i lumen av besöksförbud pärla. Säkert med starkt lim lim (Loctite Super Glue). Den pärlan ska ligga plant runt katetern. Låt kateter torka (24h).
- För ett 300 grams råtta är artären linje ~ 2.7cm från återhållande pärla medan våldsam attack linjen är ~ 3.2cm. Kateter längder från den återhållande justeras med 0.5cm för varje 100g viktökning. Inte fasa av kanterna av katetern eftersom detta kan punktera fartyget under införandet.
- Omedelbart före operationen, fylla rader med hepariniserat koksaltlösning (10U/ml), tätning båda ändarna med en rostfri slang plug-and-plats i etanol (70%) att sterilisera. Lufttorka innan insättningen.
Del 2: Kirurgisk Förberedelser
- Förfaranden godkändes av University of Calgary Djurvård och användning kommittén och följa theCanadian Föreningen för Laboratory riktlinjer husdjursvetenskap för experiment. De förfaranden som beskrivs nedan har utförts på vuxna, manliga Sprague-Dawley råttor (~ 300g). Alla förfaranden utförs under isofluran, även om det är möjligt att använda Injektionsanestetika. Alla kirurgiska ingrepp utförs garanterar aseptisk teknik. Kirurgisk utrustning, bägare och hepariniserat saltlösning är autoklav steriliseras. Kirurgiska handskar, sprutor och bomull tippas applikatorer köps steriliseras från leverantören.
- Väg råttan och spela in resultatet. Vikten kommer att vara viktigt i den postoperativa övervakning av djur. Endast djur som återfå vikt innan operation bör användas för experiment. Bedöva råtta (3% isofluran) i ett bedövningsmedel låda. Håll råtta vid ~ 2% isofluran under kirurgi med hjälp av en noskon. Kirurgi måste utföras i en desinficerad område som främjar aseptik.
- Förbered djuret genom att ta bort hår från operationsområdet (nacken och skulderbladen). En liten Hårklippare eller kemiska hårborttagningsprodukter kan användas. Utför den här proceduren i ett område skilt från där operationen ska bedrivas.
- Säkra djur till kirurgiska bord. Se till att djuret är helt sövd genom att kontrollera förekomst av mul / öga reflexer. Förbered den kirurgiska områden med lämplig huden desinfektionsmedel (70% etanol följt av Betadine scrub följt av 70% etanol).
Del 3: Kirurgi
- Gör små vertikala mittlinjen snitt 1 cm överlägsen bröstbenet (Plocka upp huden längdriktningen längs mediala axeln med pincett och skära med sax eller skalpell).
- Blunt dissekera med en mikro dissekera pincett för att exponera vänster sternocleidomastoideus musklerna. Reflektera denna muskel att avslöja ungefär 1 cm i vänster halspulsådern. Använd mikro dissekera pincetter i halspulsådern för att hålla artären på plats. Försiktigt retas av bindväv från halspulsådern. Det är viktigt att isolera vagusnerven från artären utan att skada vare sig artär eller nerv. Isolera artär sedan ligate i cephalad slut med 4-0 siden sutur (denna kommer att användas för att manipulera halspulsådern under operation). Obs: 4-0 suturer bör steriliseras med 70% etanol före användning.
- Kläm fast fartyg med sågtandade, micro dissekera pincett. Punktera knyts ihop slutet med en 21 gauge VENOJECT Multi-Sample Luer-adapter. Ta bort den rostfria kontakten stålrör och försiktigt in katetern med hjälp av en steril kateter introduktör att erkänna det in i artären. Säkerställa katetern är säker med pincett, delvis släpper mikro dissekera pincetten fastspänning artären och fortsätta att föra in katetern till pärlan. Vid det här laget bör spetsen av katetern vara i aortabågen. Se till att inte släppa kateter, kommer trycket på fartyget kraft den.
- Knyt två 4-0 suturer säkert under sträng och en ovan och bekräftar att katetern kommer provet. Spola infarten med 10U/ml hepariniserat koksaltlösning. Re anslut den yttre änden av katetern med en rostfri slang plugg.
- Med samma snitt, trubbigt dissekera exponera rätt extern halspulsåder. Isolera noga och ligate i cephalad slutet med silke sutur. Punktera venen med en 21 gauge VENOJECT Multi-Sample Luer-adapter. Ta bort den rostfria kontakten stålrör och sätt in katetern med steril Catheter introduktör till pärla och knyta två suturer nedanför pärlan. Knyt tredjedel sutur över pärla och bekräfta att den prover. Jäms med venkateter 10U/mL hepariniserat koksaltlösning. Re-kontakt för extern kateter slutet med rostfria stålrör plugg.
- Tunnel 14-gauge trubbiga nålen under huden och gör snitt i ryggen mellan skulderbladen. Trä katetrar genom nålen till exteriorize dem på baksidan av råttan. Cirka 4cm av linje är synlig. Klipp 0.5cm av Tygon S-50-HL medicinska slangar, placera den runt både exteriorized katetrar och säkra med ett band som behövs (blått för ven, röd för artär). Testa katetrar för att säkerställa patency, spola och fyll med 150U/ml hepariniserat koksaltlösning för att förhindra koagulering.
- Stäng alla snitt med 3-0 silke sutur. Placera råtta utsatta, i förvärmda, ren bur med mat i botten av buren.
B: postoperativ vård
Del 1: Omedelbar postoperativ vård och övervakning
- När råttan återfår hela ambulatorisk förmåga och vakenhet tillbaka råttan till djurstallar.
- Låt råttan att återhämta sig i 3-5 dagar.
- Övervaka dagligen för infektion, smärta och förändringar i vikt. Infektion kan vara av intresse om utsläpp från snitt platser, allmän slöhet och / eller smärta kan observeras. Smärta indikeras med krökt kroppshållning, ruggig back päls och avsaknad av öppenvård och / eller ätbeteende. En förlust i vikt kan upplevas direkt efter operationen upp till tre dagar efter operation, bör dock vikt stabilisera och / eller öka inom 10% av den pre-kirurgisk vikt inom 5 dagar. Svår viktminskning kan tyda på infektion, stroke och / eller smärta.
- Testa katetrar dagligen för att säkerställa patency.
Del 2: Underhåll av kateter patency
- Varje dag under postoperativa återhämtning, fylla 1ml sprutor Slip Tips med 150U/ml hepariniserade koksaltlösning och mössa med en 22 gauge trubbig nål. Den trubbiga nålen sätts in 20cm av PE-50 rör med 23 gauge rostfria stålrör koppling i andra änden.
- Avlägsna luftbubblor genom att placera änden med slang koppling högre än resten av 1 ml sprutan och trycka ut bubblorna av linjen.
- Kläm ut den arteriella externaliserats från råtta med peanger precis under kontakten.
- Ta bort pluggen stål katetern med andra par peanger.
- Sätt slangen kopplet ansluten till sprutan i den arteriella linjen och släpp peanger blockerade den externaliserats arteriell kateter.
- Aspirera arteriellt blod kateter i sprutan. Om katetern inte drar lätt kan det vara nödvändigt att mycket försiktigt in en liten mängd färg lösning genom katetern för att lossa spetsen av katetern i fall det ligger inklämd mot kärlväggen. Katetern har helt rensas när blodet når sprutan.
- Kläm fast PE-50 slang nära 1 ml spruta och kassera sprutan. Ersätt med en ny spruta fylld med färska 150U/ml hepariniserat koksaltlösning. Unclamp slangen och hålla den nya sprutan upprätt, knäpp nya sprutan med ett finger för att få bort eventuella nya luftbubblor uppåt och bort från linjen. Notera: Försiktighet måste tryggas så luftbubblor kan orsaka en stroke.
- Injicera 150U/ml heparinzed saltlösning tills katetern linjen är klar och fri från blod.
- Kläm ut den arteriella externaliserats från råtta med peanger strax under slangen koppel. Ta bort sprutan kontakten från arteriell kateter linje och ersätta den med rostfria stålrör plugg.
- Släpp peanger blockerade den externaliserats arteriell kateter.
- Upprepa för venkateter. Men på grund av det låga ventryck provtagning är ofta inte möjligt. Om 150U/ml heparinzed koksaltlösning kan infunderas med minimalt motstånd det är sannolikt att katetern är väl positionerat i venen.
C: Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp
Del 1: Clamp Inställning och förberedelser
- Väg råtta och notera vikten. Det kommer att krävas för att avgöra insulin och glukos infusionshastigheter. Snabb råttan i minst 5 timmar före att experimentera. Detta säkerställer att djuret är i ett postprandial tillstånd och bidrag av glukos från källor i kosten minimeras. Placera råttan i en liten behållare / bur med strö som begränsar alltför stora rörelser. Djuret ska kunna vända och brudgummen fritt.
- Sätt upp linjer och infusionspumpar som visas i figur 1. P50-anslutningen slang längder är följande: spruta till Y-kontakten är 8cm, är Y-kontakt för att råttan 15cm, är arteriella 20cm, och venkateter är 10cm i längd. Ta bort rostfria pluggar stålrör och spola jugular och arteriella linjer för att säkerställa infusion och provtagning respektive med 10U/ml hepariniserat koksaltlösning.
- Bestäm insulin nödvändiga volymen. Detta kommer att variera beroende på insulin nivå och vikt råttan. Här är 4mU/kg/min administreras med en hastighet av 2uL/min. Detta är en hög fysiologisk dos. Om möjligt bör försök göras för att begränsa infusion volymer. Insulin bör vara lämpligt spädas och administreras i närvaro av plasma. En 3% råtta plasma lösning i saltlösning används för att späda ut insulin i denna laboratorium. Insulin är HumulinR 100U/ml (Eli Lily), även om andra snabbverkande insulin kan utnyttjas. Se till utspädd insulin är väl blandat före sätta i infusion spruta.
- Förbered 50% dextros. Denna kan placeras direkt i sprutan på infusionspump. Markera pump med "glukos" för att undvika framtida förvirring. Kom ihåg att kontrollera tillräckliga volymer av insulin och glukos för studien. Clamps allmänhet i ~ 2h. I det aktuella protokollet, 3 ml sprutor används.
- Placera glukos och sprutor insulin på Harvard Apparater Modell 11 Plus Pumpar spruta. Advance glukos till Y-koppling och klämma linje med en hemostat. Advance insulin för att djur, klämma linje med hemostat. Kläm linjer och låt råtta att koppla av 30min före start av experimentet. OBS: Hemostat tip vakter föreslås för att undvika permanenta pressning av linjerna.
- Förbered centrifug och EDTA-belagda rör för plasma. I den aktuella studien kommer ytterligare blodprov erhållas när djuret är fastklämd.
Del 2: Experimentell protokoll
- En baslinje insulin prov och hematokrit prov bör förvärvas. Hematokrit provtagning säkerställer blodvolym bibehålls under experimentet. Generellt bör hematokrit sjunker inte mer än 10% av det ursprungliga värdet.
- Skaffa ett prov baslinjen glukos (One Touch Ultra, LifeScan, Inc.) och bestämma hela blodsockernivån ska spännas fast. Här klämma vi på euglycemia, eller 5,0-5.5mm (figur 2). Efter varje blodprov, spola arteriell linje med en liten volym 10U/ml hepariniserad koksaltlösning för att förhindra koagulering. OBS: Se till att inga blodproppar eller luftbubblor är i linje före infusion. Dessa kan ge djuret en stroke.
- Starta infusion av insulin. Ta blodsocker på 5-10min mellanrum, övervakning glukos vid varje tidpunkt. Justera hastighet glukos infusionsvätska som behövs tills ett stabilt tillstånd uppnås. Denna process är i allmänhet en trial and error process och kan ta 30min till> 2h. Nivåerna av glukos krävs för att upprätthålla glycemia är beroende av den experimentella protokoll, arter och förhållanden förekommer (figur 2).
- Steady-state blodsockervärden är tre på varandra följande värden inom ett definierat område. Här är tre avläsningar inom ~ 1 mm betraktas fastklämd (t.ex. 4,8, 5,2, 5.6mm). När steady-state uppnås, spela in den takt glukoslösning krävs för att upprätthålla glycemia för en 30min period. Under denna tid ytterligare blodprov kan erhållas. Vid minsta, bör en andra plasma insulin prov och hematokrit prov erhållas.
- När klämman är klar, djur kan användas för vidare provning och avliva och vävnader som samlats in för vidare analys. Beroende på djuret kan kateter linjer hålla patentet i 5-7 dagar.
D: Hyperinsulinemic-Euglycemic (insulin) Clamp Resultat
När utförs korrekt, bedömer klämma förfarande steady känslighet state insulin för råttan. Genom att presentera data från klämman är det viktigt att dokumentera blodsocker och glukos priser infusion. Stabila blodsockernivåer under en tidsperiod om minst 30min (Figur 3) indikerar ett stabilt tillstånd. Glukos bedöms vara stabil bara om hela blodsocker bibehålls inom ~ 1mm. Glukos infusionshastigheter visar nivåerna av exogent glukos krävs för att upprätthålla glycemia. Om möjligt bör dessa siffror tas upp som en tidsperiod i stället för singel, genomsnittliga värde (Figur 4).
Övriga rekommenderade åtgärder som ska rapporteras är plasma insulin och hematokrit. Fastställandet av både fasta och fastspänd insulinnivåer bekräftar att insulin har framgångsrikt administrerats och kommer att upptäcka eventuella skillnader i nivåer mellan behandlingsgrupperna (Figur 5). Skaffa hematokrit åtgärder vid baslinjen och vid ingående av insulin klämma föreslås (Figur 6). Detta för att säkerställa hematokritnivåer inte faller mer än 5% under försöket och den åtföljande förändringar i blodvolym och flöde som inte påverkar omhändertagande av glukos.
Figur 1. Experimentell uppsättning. Figur 1 visar ohämmad, medveten råtta under klämman förfarandet. Katetrar kan blodprov och infusioner utan hantering av djuret. Pumpar till vänster innehåller insulin och glukos.
Figur 2. Förväntade data under klämman förfarandet. För att få en klämma vid baslinjen nivåer (euglycemia, 5mm), är halterna av exogena glukos (D50) manipulerade tills baslinjen eller "klämma" uppnås.
Figur 3. Förväntade resultat plasmaglukos av klämman förfarande. När djuret är "klämmas", är blodsockret relativt stabila över tid och experimentella grupper.
Figur 4. Representant glukos infusionshastighet klämman förfarande. Mängden av exogena glukos krävs för att upprätthålla euglycemia skiljer sig åt. Detta illustreras med en kontrollgrupp (chow FED) och fettrik mat (insulin resistenta) djur. Den fettrik mat djur kräver mindre infunderad glukos för att upprätthålla glycemia, främst eftersom det är okänsligt för infunderas insulin.
Figur 5. Representant plasma insulin i råttan. Plasma insulin under insulin klämman bör vara högre än de fastade, baseline plasma insulin. Detta säkerställer insulinet på rätt sätt gavs till djuret under insulin klämman.
Figur 6. Rapportering hematokrit. Baslinjen hematokrit och hematokrit efter experimentet måste inhämtas och rapporteras. Detta säkerställer hematokritnivåer inte faller mer än 5% av utgångsvärdet nivåer till följd av alltför arteriell blodprovstagning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ursprungligen utvecklats för utredning av insulinkänsligheten hos människor, har klämman förfarande nu anpassas till andra arter, inklusive laboratorie råttor och möss. Undersöka djurmodeller av insulinresistens ger ett betydande stöd för att förstå patofysiologin vid insulinkänslighet och därmed sammanhängande sjukdomar samt att identifiera terapeutiska åtgärder som har kliniskt värde 1,2. Flera metoder för att utvärdera insulinkänsligheten hos djur har varit anställd 3. Sådana tekniker inkluderar varianter av tester glukostolerans (GTTs) och insulin tester tolerans (ITTs) 4-6 samt index för insulinkänsligheten / motstånd från fastande steady-state 7-9. Men är då insulinkänsligheten är den främsta experimentella objektiv och teknisk genomförbarhet inte begränsa det insulin klämman förblir standarden. Här presenterar vi de mest grundläggande klämman förfarande i det medvetna, ohämmade råtta. Insulin ges med en konstant hastighet medan rörlig exogent glukos infunderas att upprätthålla glycemia. Tillgång till spridningen av djur erhålls genom implantation av arteriella och jugular katetrar. Som djur stress (hantering) och anestesi ändra glukos flux och insulinkänslighet, är en modell som minimerar dessa faktorer gynnade och används i detta förfarande.
Insulinet klämman är vanligt i diabetes, hjärt-och läkemedelsindustrin utredningar. Ändringar av förfarandet omfatta tillägget av isotopiska spårämnen (radioaktiva eller stabila). Dessa är kraftfulla genom att de medger utredaren att avgöra hur specifika vävnader och biokemiska vägar ändras som svar på klämman. Vanliga isotoper omfattar användning av 2 - [14C]-deoxyglucose att undersöka hela kroppen och vävnad specifika omhändertagande av glukos samt [3H]-glukos för mätning av glukos flux. Utmärkt recensioner av metodologiska och rapportering vid utförande förfarandet insulin clamp av Wasserman et al. 10,11 är starkt rekommenderas.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Förfaranden godkändes av University of Calgary Djurvård och användning kommittén och följa den kanadensiska Föreningen för Laboratory riktlinjer husdjursvetenskap för experiment. Författarna har inga motstridiga intressen eller annan information.
Acknowledgments
Denna studie stöddes av den kanadensiska Institutes of Health Research och Genome Canada.JS håller utmärkelser lön stöd från Alberta Heritage Foundationfor medicinsk forskning, Hjärt-och Stroke Foundation Canadaand den kanadensiska Diabetes Association. Speciellt tack till Dr David Wasserman och Bingle Bracy för undervisning detta förfarande till Shearer laboratoriet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intramedic Polyethylene Tubing (PE-50) | Fisher Scientific | 14-170-12B | Internal diameter of .58mm (.023") x Outer diameter of .965mm (.038") |
| Dow Corning Silastic Laboratory Tubing | Fisher Scientific | 11-189-15C | Internal diameter of .76mm (0.030") x Outer diameter of 1.65mm (0.065") |
| Tygon S-50-HL Medical Tubing | Harvard Apparatus | PY2 72-1251 | Internal diameter of 3.2mm (0.125") x Outer diameter of 4.7mm (0.1875") |
| Loctite Super Glue | Grand Toy | 32237 | Gel Control |
| Sterile Surgical Blade | VWR international | BD371610 | |
| Curved Micro Dissecting Forceps | George Tiemann & Co. | 160-20 | x 2 |
| Straight Micro Dissecting Forceps | George Tiemann & Co. | 160-15 | x 2 |
| Curved Hemostat | George Tiemann & Co. | 105-1135 | x 2 |
| Straight Hemostat | George Tiemann & Co. | 105-1130 | x 2 |
| Hemostat Tip Guards | Robbins Instruments, Inc. | 15.09-2-004 | |
| Straight Surgery Scissors | George Tiemann & Co. | 105-402 | |
| VENOJECT Multi-Sample Luer Adapter | Terumo Medical Corp. | 810127A | 21 guage, 1 in. |
| Sterile Catheter Introducer | BD Biosciences | 406999 | |
| 14-gauge Blunt Needle | BD Biosciences | 511310 | 14 guage, 2 in. |
| Sterile Surgical Suture | Johnson & Johnson | 1679H | Silk, size 3-0 |
| Non-Sterile Surgical Suture | Angiotech Pharmaceuticals, Inc. | SP116 | Silk, size 4-0 |
| Cotton Swabs | VWR international | 10806-005 | |
| 4ply Gauze Pads | VWR international | CA43845-062 | |
| Small Animal Cordless Clippers | Harvard Apparatus | 729063 | |
| Isoflurane | Halocarbon Products Corp. | IPN-45 | |
| Anesthetic Cart | Benson Medical Instruments | ||
| 70 % Ethanol | Fisher Scientific | HC-1000 | |
| Betadine Antiseptic Solution | Western Drug Distribution Center, Ltd. | 105267 | |
| Model 11 Plus Syringe Pump | Harvard Apparatus | 702208 | |
| Stainless Steel Tubing Couplers | Harvard Apparatus | 72-4434 | 23 gauge, 0.3 in. |
| Stainless Steel Tubing Plugs | Harvard Apparatus | 72-4436 | 23 gauge, 0.5 in. |
| Stainless Steel Blunt Needles | Instech Laboratories, Inc | LS22 | 22 gauge |
| 60 Degree Y-Connectors | Small Parts, Inc. | STCY-22-05 | 22 gauge |
| CritSpin Micro-hematocrit Centrifuge | Iris Sample Processing | CS12 | |
| Mini Centrifuge | Fisher Scientific | 05-090-100 | |
| Micro Centrifuge Tubes | VWR international | 53550-778 | |
| 50ml polypropylene centrifuge tubes | VWR international | 89004-364 | |
| 1ml Plastic Slip Tip Syringes | BD Biosciences | 309602 | |
| 3ml Plastic Luerlok Tip Syringes | BD Biosciences | 309585 | |
| Heparin Anticoagulant Injection | Western Drug Distribution Center, Ltd. | 102824 | Manufacturer: LEO Pharma Inc.Conc. 1000 IU |
| EDTA Solution | Promega Corp. | V4231 | 0.5 M, pH 8.0 |
| Saline | Western Drug Distribution Center, Ltd. | ABB7983154 | Manufacturer: Hospira0.9% Sodium Chloride |
| 50% Dextrose | Vétoquinol | 8DEX012D | |
| Humulin-R | Eli Lilly | HI-210 | 100U/ml |
| 1ml Insulin Syringes | BD Biosciences | 309311 | |
| Fisherbrand* Hemato-Seal Sealant | Fisher Scientific | 02-678 | |
| Fisherbrand* Microhematocrit Capillary Tubes | Fisher Scientific | 22-362-574 | |
| One Touch Ultra Test Strips | LifeScan, Inc. | AW 085-314H | |
| One Touch Ultra Blood Glucose Meter | LifeScan, Inc. | AW 085-314B | |
| Sodium Pentobarbitol | Ceva Sante Animale | 1715 138 | Conc. 54.7mg/ml |
| Red Laboratory Labeling Tape | VWR international | 89097-932 | |
| Blue Laboratory Labeling Tape | VWR international | 89097-936 | |
| Weigh Scale | Fisher Scientific | 01-913-88 | |
| Vortex | VWR international | 58815-234 | |
| Timer | VWR international | 62344-641 |
References
- Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. Limitations to basal and insulin-stimulated skeletal muscle glucose uptake in the high-fat-fed rat. Am J Physiol Endocrinol Metab. 279, E1064-E1071 (2000).
- Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. Limitations to muscle glucose uptake due to high fat feeding. Am. J. Physiol. 279, E1064-E1071 (2000).
- Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, 15-26 (2008).
- Cho, H. Insulin resistance and a diabetes mellitus-like syndrome in mice lacking the protein kinase Akt2 (PKB beta). Science. 292, 1728-1731 (2001).
- Dubois, M. J. The SHP-1 protein tyrosine phosphatase negatively modulates glucose homeostasis. Nat Med. 12, 549-556 (2006).
- Pacini, G., Thomaseth, K., Ahren, B. Contribution to glucose tolerance of insulin-independent vs. insulin-dependent mechanisms in mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 281, 693-703 (2001).
- Herbach, N. Dominant-negative effects of a novel mutated Ins2 allele causes early-onset diabetes and severe beta-cell loss in Munich Ins2C95S mutant mice. Diabetes. 56, 1268-1276 (2007).
- Maeda, N. Diet-induced insulin resistance in mice lacking adiponectin/ACRP30. Nat Med. 8, 731-737 (2002).
- Potenza, M. A., Marasciulo, F. L., Tarquinio, M., Quon, M. J., Montagnani, M. Treatment of spontaneously hypertensive rats with rosiglitazone and/or enalapril restores balance between vasodilator and vasoconstrictor actions of insulin with simultaneous improvement in hypertension and insulin resistance. Diabetes. 55, 3594-3603 (2006).
- Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
- Wasserman, D. H., Ayala, J. E., McGuinness, O. P.
