و في الجسم الحي النموذجي القوارض من الإصابات الناجمة عن انكماش ، وغير الغازية ورصد الانتعاش
Summary
و<em> في الجسم الحي</emيوصف> نموذج حيواني من الاصابة. الأسلوب يستفيد من الموقف تحت الجلد من العصب الشظوي. سرعة وتوقيت تفعيل العضلات ، وقوس الحركة كلها سلفا ومتزامنة باستخدام البرمجيات التجارية. ويتم رصد التغيرات إصابة آخر<em> في الجسم الحي</em> MR باستخدام التصوير / الطيفي.
Abstract
سلالات العضلات هي واحدة من أكثر الشكاوى التي يعامل بها الأطباء. عادة ما يتم تشخيص اصابة في العضلات من تاريخ المريض والفحص البدني وحده ، ولكن يمكن أن تختلف تبعا السريرية إلى حد كبير على مدى الإصابة ، والتسامح المريض الألم ، وما إلى ذلك في المرضى الذين يعانون من اصابة في العضلات أو مرض في العضلات ، وتقييم الأضرار العضلات تقتصر عادة على العلامات السريرية ، مثل حنان النطاق ، قوة الحركة ، وأكثر في الآونة الأخيرة ، والدراسات التصوير. علامات مرتفعة عادة البيولوجية ، مثل مصل مستويات كيناز الكرياتين ، واصابة في العضلات ، ولكن مستوياتها لا تتطابق دائما مع فقدان الإنتاج القوة. هذا صحيح حتى من النتائج النسيجية من الحيوانات ، والتي توفر "تدبير المباشرة" للضرر ، ولكنها لا تمثل خسارة كل وظيفة. وقد جادل البعض بأن المقياس الأكثر شمولا من الصحة العامة للقوة في العضلات مقلص. بسبب اصابة في العضلات هو الحدث الذي يحدث بشكل عشوائي في إطار مجموعة من الشروط النشاط الحيوي ، فإنه من الصعب للدراسة. هنا ، نحن تصف في نموذج حيواني فيفو لقياس عزم الدوران وتنتج من اصابة في العضلات موثوق بها. كما وصفنا نموذجنا لقياس قوة العضلات من معزولة في الموقع. وعلاوة على ذلك ، ونحن لدينا وصف الإجراء حيوان صغير التصوير بالرنين المغناطيسي.
Protocol
Discussion
وقد تم تعريف "الضرر العضلات" ، وتقاس بطرق عديدة. أضرار هيكلية واضحة في نتائج النسيجية 6،9 ، ولكن مشكلة واحدة مع العديد من العلامات البيولوجية المستخدمة لتقييم اصابة في العضلات ، بما في ذلك تلك المستخدمة في الدراسات الحيوانية ، هو أنها عادة لا تتطابق مع فقدا?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
فإن الكتاب أود أن أشكر الدكتور روبرت بلوخ عن تبرعه السخي من مساحة المختبرات والمرافق والدكتور راو وGullapalli شى دا في التصوير الأساسية للبالحركة في مريلاند (C – TRIM) ، ومركز بحوث بالرنين المغناطيسي (MRRC) للحصول على الدعم الفني. وأيد هذا العمل عن طريق منح لRML من المعاهد الوطنية للصحة (وK01AR053235 1R01AR059179) و من رابطة الضمور العضلي (# 4278) ، ومنحة من مؤسسة JAR جاين.
Materials
(All equipment is the same for mice and rats except for the footplate)
- BUD Value Line Cabinet (Newark, 06M4718)
- Multifunction l/O USB-6221M (National Instruments, 779808-01)
- Stepper motor controller (Newark, 16M4189)
- Stepper Motor (Newark, 16M4198)
- Strain Gauge Amplifier (Honeywell, Sensotec, DV-05)
- Torque Sensor (Honeywell, QWLC-8M)
- Foot plate and stabilization device (custom made, patent pending)
References
- Aldridge, R. Muscle pain after exercise is linked with an inorganic phosphate increase as shown by 31P. NMR. Biosci. Rep. 6, 663-663 (1986).
- Argov, Z., Lofberg, M., Arnold, D. L. Insights into muscle diseases gained by phosphorus magnetic resonance spectroscopy. Muscle Nerve. 23, 1316-1316 (2000).
- Brooks, S. V., Zerba, E., Faulkner, J. A. Injury to muscle fibres after single stretches of passive and maximally stimulated muscles in mice. J. Physiol. 488, 459-459 (1995).
- Burkholder, T. J. Relationship between muscle fiber types and sizes and muscle architectural properties in the mouse hindlimb. J. Morphol. 221, 177-177 (1994).
- Hakim, M. Dexamethasone and Recovery of Contractile Tension after a Muscle Injury. Clin. Orthop. Relat Res. 439, 235-235 (2005).
- Hamer, P. W. Evans Blue Dye as an in vivo marker of myofibre damage: optimising parameters for detecting initial myofibre membrane permeability. J. Anat. 200, 69-69 (2002).
- Hammond, J. W. Use of Autologous Platelet-rich Plasma to Treat Muscle Strain Injuries. Am. J. Sports Med. , (2009).
- Heemskerk, A. M. Determination of mouse skeletal muscle architecture using three-dimensional diffusion tensor imaging. Magn Reson. Med. 53, 1333-1333 (2005).
- Ho, K. W. Skeletal muscle fiber splitting with weight-lifting exercise in rats. Am. J. Anat. 157, 433-433 (1980).
- Huijing, P. A., Baan, G. C. Myofascial force transmission causes interaction between adjacent muscles and connective tissue: effects of blunt dissection and compartmental fasciotomy on length force characteristics of rat extensor digitorum longus muscle. Arch. Physiol Biochem. 109, 97-97 (2001).
- Ingalls, C. P. Dihydropyridine and ryanodine receptor binding after eccentric contractions in mouse skeletal muscle. J. Appl. Physiol. 96, 1619-1619 (2004).
- Lee, D., Marcinek, D. Noninvasive in vivo small animal MRI and MRS: basic experimental procedures. J. Vis. Exp. , (2009).
- Lovering, R. M., Deyne, P. G. D. e. Contractile function, sarcolemma integrity, and the loss of dystrophin after skeletal muscle eccentric contraction-induced injury. Am. J. Physiol Cell Physiol. 286, C230-C238 (2004).
- Lovering, R. M. The contribution of contractile pre-activation to loss of function after a single lengthening contraction. J. Biomech. 38, 1501-1501 (2005).
- Lovering, R. M. Recovery of function in skeletal muscle following 2 different contraction-induced injuries. Arch. Phys. Med. Rehabil. 88, 617-617 (2007).
- Provencher, S. W. Automatic quantitation of localized in vivo 1H spectra with LCModel. NMR Biomed. 14, 260-260 (2001).
- Roche, J. A., Lovering, R. M., Bloch, R. J. Impaired recovery of dysferlin-null skeletal muscle after contraction-induced injury in vivo. Neuroreport. 19, 1579-1579 (2008).
- Stone, M. R. Absence of keratin 19 in mice causes skeletal myopathy with mitochondrial and sarcolemmal reorganization. J. Cell Sci. 120, 3999-3999 (2007).
- Van Donkelaar, C. C. Diffusion tensor imaging in biomechanical studies of skeletal muscle function. J. Anat. 194, 79-79 (1999).
- Vogl, T. J. The value of in-vivo 31-phosphorus spectroscopy in the diagnosis of generalized muscular diseases. The clinical results and the differential diagnostic aspects. Rofo. 162, 455-455 (1995).
