Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Biology

Necropsy לאבחון רקמות אוסף נבחר מדגם של חולדות ועכברים

doi: 10.3791/2966 Published: August 7, 2011

Summary

מאמר זה מתאר את ההליכים לביצוע בדיקה שלאחר המוות הבסיסי של עכבר או חולדה, ואת אוסף של איברים בסיסיים, כמו גם סוגי המדגם מאתגר יותר מ להערכה היסטולוגית, מיקרוביולוגית, ו-PCR.

Abstract

ישנם סוגים רבים מדגם שעשויים להיות שנאספו חיה מורדמים על מנת לסייע באבחון או לגלות חומרים מזהמים במושבה חיה. איסוף נכון של רקמות לעיבוד היסטולוגית עוד יכול להשפיע על איכות תוצאות הבדיקה. מאמר זה מתאר את התנהלות בדיקה בסיסית ברוטו כולל זיהוי של הלב, הכבד, הריאות, הכליות והטחול, וכן כיצד לאסוף אותם איברים. בנוסף ארבעה רקמה / מדגם טכניקות קשה יותר אוסף הם הפגינו. אוסף ריאות זלוף יכול להיות מאתגר במיוחד כאשר הרקמה צריך להיות מנופח כיאות עם מקבע על מנת בתוך הרקמה לתקן כראוי כדי לאפשר הערכה היסטולוגית יסודית. מאמר זה מדגים את הטכניקה צעד אחר צעד כדי להסיר את הריאות לנפח אותו עם מקבע על מנת להשיג קיבעון אופטימלי של הרקמה בתוך 24 שעות. אוסף המוח יכול להיות מאתגר באותה מידה כמו ברקמה רכה נפגע בקלות. מאמר זה מדגים את הטכניקה צעד אחר צעד כדי לחשוף ולהסיר את המוח מהגולגולת עם נזק מינימלי לרקמות. קשרי לימפה mesenteric הוא סוג מדגם טוב בו כדי לזהות הרבה גורמים מזהמים נפוצים כמו וירוסים enteric להתמיד זמן רב יותר הצומת לימפה מאשר לשפוך בצואה. מאמר זה מדגים את התהליך צעד אחר צעד לאיתור בסביבה נקייה מחיידקים, הסרת בלוטת לימפה mesenteric. לבסוף, זיהוי של חומרים מזהמים של דרכי הנשימה יכולה להתבצע על ידי התרבות חיידקי או בדיקת PCR של האף ו / או הסימפונות נוזל aspirates נלקחה ב necropsy. הליך זה מתאר קבלת והכנת מדגם לשאוב הנשימה לתרבות חיידקי בדיקות PCR.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. הכנה necropsy

  1. חלקים חשובים של כל בדיקה שלאחר המוות ברוטו (ברוטו necropsy) הן את ההיסטוריה של החיה ואת התיאור של הממצאים.
  2. פתולוג וטרינרי קריאה שקופיות histopathology שלך לא ראית את החיה הוא סומך עליך לקבל מידע על הרקע.
  3. תאר בדיוק את מה שאתה רואה לפני שאתה להרדימו. לדוגמה, "עכבר נקבה, אחד מחמשת בכלוב; C57BL/6N, ראשו מוטה ימינה" או "גבר עכברוש חום; זן ידוע; חיה הוא מגרד, יש נשירת שיער בלתי סדיר על dorsum, ליד הזנב ראש ".
  4. השתמש ברור, שפה תיאורית, אובייקטיבי. מכפילי כגון "מתון", "בינוני", ו "חמור" עשוי להיות שימושי אם הפסקות בין רמות מסומנים בבירור. בתארו את הדברים במונחים של מזון או חפצים ביתיים בדרך כלל לא מומלץ.
  5. שקילה ומדידה בעלי חיים, ממצאים, או איברים היא לעיתים קרובות שימושי. "הטחול גדול" לך עשוי להיות נורמלי הטחול לצופה אחר. האמירה כי הטחול צעדים 3 ס"מ x 1.5cm מספק מידע אובייקטיבי יותר.
  6. Photodocumentation יכול להיות יקר.
  7. שים לב כל הבריאות התעסוקתית רלוונטי וציוד מגן אישי נדרש לעבוד עם בעלי חיים, גוויות זיהומיות פוטנציאלי, או כימיקלים כגון פורמלין.

2. הנתיחה שלאחר המוות מיקום גרוס בדיקה של הלב, הריאות, הכבד, הכליות והטחול

  1. אסוף את הציוד הדרוש לפני המתת חסד של החיה. מינימלית, זה צריך לכלול לוח לנתיחה או משטח עבודה דומה, מלקחיים, מספריים, תוויות עבור מכולות, מקבע, וכל התקשורת או צינורות אוסף / כוסות שעשויים פוטנציאל להיות נחוץ.
  2. בקצרה להעריך את מצבו, התנהגותו, והתנועה של החיה. לצפות ולהקליט דפוסי נשימה (למשל, מהירה, רדודה), כמו גם היכולת אמבולטוריים הילוך (למשל, צולע, חגים, רעידות).
  3. להרדימו על פי נהלים קבועים במוסד שלך, תמיד לדבוק בהנחיות האגודה האמריקאית לרפואה וטרינרית.
  4. העריכו את מצב הגוף של החיה על ליקויים מעיל העור, רזון, או התייבשות. שים לב כל המניפולציות, שתלים מלאכותיים, או כירורגי וצלקות.
  5. בדוק את כל פתחים חיצוניים (האוזניים, העיניים, האף, פי הטבעת, פתחים באברי המין, ואת חלל הפה). שימוש בהיקף לנתח מומלצת תצפית מקרוב.
  6. הנח את העכבר מורדמים או פגר עכברוש שכיבה על הגב קרש החיתוך נקי או משטח עבודה דומה.
  7. בעזרת מספריים לחתוך את העור אורכו של ventrum מפי הטבעת אל הסנטר, המשקף את העור חריטה דופן הבטן, לחשוף את הקרביים בטן, בלוטות הרוק ואת preputial / הדגדגן, ואת בלוטות הלימפה בבית השחי צוואר הרחם. חותכים את בית החזה כדי לחשוף ולבחון את הקרביים החזה על ידי ביצוע קיצוץ רוחבי עד 2 בכל צד של החזה, ואז אחד מעבר, בחלק העליון של עצם החזה, לפתוח מרחב רחב מספיק כדי לבחון ביסודיות את כל אונות הריאה.
  8. בדוק את המראה של מבנה השלד והשרירים.
  9. הערכת כל האיברים עבור חריגות. באופן ספציפי לאתר ולזהות את הלב והריאות בחלל בית החזה. באופן ספציפי למצוא ולזהות את הכבד, הכליות והטחול בחלל הבטן. הערה כל שינוי בצבע, הבדלי גודל, איברים חסרים או mislocated. הערה העקביות של משטחים, כל רקמה נוספת (למשל, מסות), כיסי נוזל, או נוכחות של נוזל בתוך חללי בטן / בית החזה.
  10. שים לב מערכת העיכול עבור תוכן, או חוסר תוכן, תשומת לב מיוחדת קירות, ההמונים מעובה, ו / או דימום. לחתוך את הכליות (משמאל אורך קטע, העכבר הימני חתך, על קו האמצע, אבל מחוץ למרכז) עם סכין גילוח או אזמל כדי לבדוק parenchyma עבור כל חריגות. בדוק את mesentery עבור בלוטות לימפה מוגדלות ו / או ההמונים.
  11. בדוק את מערכת ואברי המין, מחפש חסימות, כיסי נוזל, דימום או הפרעות אחרות.

3. הנתיחה שלאחר המוות אוסף של הלב, הכבד, הכליות והטחול עבור histopathology

  1. אסוף בגודל מתאים, מיכל מסומן (ים) מלא עם כמות מתאימה של 10% נייטרלי שנאגרו פורמלין (NBF). התאם את כמות NBF 10% על מנת לקבל יחס של 20:01 מקבע לרקמות.
  2. מניחים את העכבר או פגר עכברוש שכיבה על הגב קרש החיתוך נקי או משטח העבודה דומה לחשוף את הרקמה של עניין.
  3. הסרת רקמה פגר באמצעות מלקחיים ומספריים.
  4. רקמות צריך להיות קצוץ להסיר רקמת חיבור שומן מיותר. רקמות צריך להיות נקי של דם; בשימוש רגיל (או פיזיולוגי) מלוחים) לשטוף לפי הצורך. אין להשתמש במים מזוקקים או ברז לשטוף רקמות.
  5. הנח את רקמת לתוך מיכל של NBF 10%.

s = "jove_title"> 4. הנתיחה שלאחר המוות איסוף זלוף של רקמת הריאות

  1. אסוף בגודל מתאים, מיכל מסומן (ים) מלא עם כמות מתאימה של NBF 10%. התאם את כמות NBF 10% על מנת לקבל יחס של 20:01 מקבע לרקמות.
  2. מניחים את העכבר או פגר עכברוש שכיבה על הגב קרש החיתוך נקי או משטח עבודה דומה.
  3. לחשוף את קנה הנשימה, הלב והריאות.
  4. בעזרת מספריים מלקחיים להסיר את העור המכסה את האזורים שריר החזה ואת הרחם הגחון.
  5. בעזרת מספריים מלקחיים, להסיר את החזה לחשוף את הלב והריאות על ידי ביצוע קיצוץ רוחבי עד 2 בכל צד של בית החזה, ואז אחד על פני ליד עצם הבריח כדי לפתוח מרחב רחב מספיק כדי לבחון ביסודיות את כל אונות הריאה.
  6. לחתוך את שרירי הצוואר המשתרעת עצם החזה והצלעות בלסת, לרבות אלה שמעל קנה הנשימה.
  7. הכנס מספריים מתחת לקצה הקדמי של כלוב הצלעות ולעשות 2 חתכים, אחד בכל צד, כדי להסיר את מקטע העצם שמעל קנה הנשימה.
  8. תפוס את קנה הנשימה ליד הלסת עם מלקחיים ולחתוך לחלוטין דרך קנה הנשימה עם מספריים הממוקמת מעל מלקחיים
  9. בעדינות מושך כלפי מעלה קנה הנשימה באמצעות מלקחיים, החיתוך חיבורי רקמות הגחון במספריים עד סט שלם של רקמות החזה (קנה הנשימה, הריאות, הלב, זה נקרא לפעמים "לקטוף") הוסרה מן הגוף.
  10. Lay הריאות שטוח על משטח העבודה.
  11. Loosely לקשור פיסת חומר תפר או חוט מטבח סביב קנה הנשימה נזהר שלא למשוך חזק.
  12. ממלאים מזרק עם מקבע ולצרף מחט כי הוא קטן מספיק כדי להזין את קנה הנשימה. עבור עכברים, מזרק 1ml או 3ml עם מחט 26 מד עובד היטב. עבור חולדות, מזרק 5 מ"ל במזרק 18 מד עובד היטב.
  13. הכנס את המחט לתוך הפתח של קנה הנשימה ושל להשתמש במלקחיים כדי להחזיק את הנשימה שסביב המחט. בגין לאט ממלא את הריאות עם מקבע.
  14. מלאו את הריאות עד מנופח לחלוטין. אל יתר או underinflate. כמות מקבע צורך לנפח את הריאות באופן מלא משתנה לפי גיל, זן, בריאות של בעל החיים.
    1. יתר האינפלציה הוא זוהה על ידי נוזל מחלחל ואת קצף מתוך רקמת הריאה.
    2. Underinflation הוא זוהה על ידי הריאות המופיעים שטוח ולא מלא בכל התחומים.
  15. הסר את המחט של קנה הנשימה.
  16. הדקו את החומר תפר או חוט סביב קנה הנשימה כדי למנוע backflow של לצאת מקבע של הריאות.
  17. מניחים את הריאות מנופח לתוך מקבע באמצעות מקבע משוער 20:01 יחס רקמות.

5. הנתיחה שלאחר המוות אוסף של המוח

  1. אסוף בגודל מתאים, מיכל מסומן (ים) מלא עם כמות מתאימה של NBF 10%. התאם את כמות NBF 10% על מנת לקבל יחס של 20:01 מקבע לרקמות.
  2. מניחים את העכבר מורדמים או פגר עכברוש הגחון שכיבה על קרש החיתוך נקי או משטח עבודה דומה.
  3. בעזרת מספריים מלקחיים, להסיר את העור שמעל השריר מכסה הגולגולת.
  4. בעזרת מספריים להסיר את הראש לחלוטין מן הפגר.
  5. בעזרת מספריים קטנים להכניס להב התחתונה אל מגנום foramen, פתיחת הגולגולת שבו נפתח לתוך תעלת השדרה, ושמירה טיפים מספריים הצביע כלפי מעלה, להתחיל לחתוך ישירות למעלה דרך קו האמצע של מכסה הגולגולת.
  6. בעזרת מלקחיים, לשקף בחזרה את שני החצאים של מכסה הגולגולת וחשיפת המוח.

    1. כאשר הדבר אפשרי, במקום את המוח חשוף לתוך מקבע בעודו הגולגולת. זה יאפשר הרקמה להיות חברה לפני הסרת מהגולגולת, אם זו נדרשת. פתולוגים רבים מעדיפים כי חלקים מנותקים מן המוח בעודו הגולגולת.

  7. בעדינות להפוך את הגולגולת כך כבידה שיסייע הרקמה ליפול מהגולגולת.
  8. בעזרת מלקחיים מעוקל, בזהירות לשקופית מלקחיים לאורך הקצה החיצוני של המוח תחת המוח החל באונות ההרחה, נע תחת המוח הגדול ולקראת המוחון. בעדינות עם קמצוץ מלקחיים כל רקמת חיבור או עצבים המעכבות את המוח ליפול מהגולגולת.
  9. מניחים את המוח לתוך מקבע באמצעות יחס משוער 20:01 של רקמות מקבע.

6. הנתיחה שלאחר המוות אוסף של בלוטות הלימפה mesenteric (mln)

  1. אוסף רקמות לצורך ניתוח PCR צריך להיעשות באמצעות הטכניקה aseptic. הלהבה מעוקרים, autoclaved או מכשירים מעוקרות שקול אמור לשמש.
  2. להרכיב צינורות סטרילי Eppendorf ומספריים סטרילית מלקחיים.
  3. מניחים את העכבר מורדמים או פגר עכברוש שכיבה על הגב קרש החיתוך נקי או משטח עבודה דומה.
  4. בעזרת מספריים מעוקרים מלקחיים לחתוך את דופן הבטן הגחון מאזור איברי המין לבסיס של בית החזה, הסרת העור בשתי שרירים חשיפת המעיים.
  5. Mln ממוקמים בחלל הבטן ברקמת mesenteric לאורך המעי הגס, סמוך מיד cecum.
  6. כדי לאתר את mln, תחילה לאתר את cecum שהוא חלק גדול, בצורת פסיק של המעי. המעי הגס משתרע בין cecum וזה לעתים קרובות ניתן לזהות על ידי נוכחות של כדורי צואה. Mln ממוקמים mesentery לאורך המעי הגס הסמוך cecum. זה יכול להיות מזוהה גוש, צהוב קטן אובאלית או כדורית של רקמה ברקמה mesenteric הלבן הוא לעיתים קרובות מעט עבה במרקם מוצק יותר מאשר mesentery שמסביב שומן. השתמש בטקסט ספרי אנטומיה כנדרש לשם התמצאות.
  7. באמצעות טכניקה aseptic ומכשירים סטרילי להסיר את mln ומקום לתוך צינור Eppendorf תווית עם פרטים מזהים.

7. הנתיחה שלאחר המוות אוסף לשאוב הנשימה

  1. להרכיב אספקה ​​הצורך - פיפטה סטרילית, מספריים סטרילית מלקחיים, פתרונות סטרילי להיות סמוקות דרך דרכי הנשימה, ולוח לנתח נקי או משטח עבודה דומה.
  2. הנח את העכבר מורדמים או פגר עכברוש שכיבה הגב על הלוח לנתח.
  3. עבור לשאוב הסימפונות בחולדות, גישה בדרכי הנשימה דרך קנה הנשימה. עבור לשאוב האף בגישה, חולדות או דרך קנה הנשימה או דרך meatus האף והלוע. עבור aspirates הסימפונות או האף בעכברים, גישה בדרכי הנשימה דרך meatus האף והלוע.
  4. אם aspirates הן האף הסימפונות יש צורך, לבצע את הסימפונות לשאוב הראשון. בצע לשאוב האף בעזרת פיפטה סטרילית חדשה.
  5. גישה קנה הנשימה (השיטה המומלצת חולדות):
    1. לשקף את העור הרחק מאזור צוואר הרחם לחשוף רקמות תת עורית.
    2. הסר את בלוטות הרוק ואת שרירי צוואר הרחם על מנת לחשוף את קנה הנשימה.
    3. שימוש בכלים סטריליים, לחתוך את הקנה כדי לאפשר גישה לומן. שמור asepsis בכל אוסף (עבור לשלב 7.7).
  6. Meatus גישה האף והלוע (האף ואת לשאוב לשאוב הסימפונות, השיטה המומלצת עכברים בשל גודל קטן יותר של קנה הנשימה):
    1. הליך זה עשוי להתבצע על לשאוב הן האף לשאוב הסימפונות.
    2. שימוש להבה מעוקר או autoclaved מכשירים, לנתק את temporomandibular (לסת) משותף ומשקפים את הלסת התחתונה מן maxilla, חושף את meatus האף והלוע. שמור asepsis בכל אוסף (עבור לשלב 7.7).
  7. צייר 1ml כ דגימה של נוזל לתוך פיפטה סטרילית. זה עשוי להיות מלוחים נורמלי, פוספט שנאגרו מלוחים, או מרק trypticase סויה. (עבור לשלב 7.8 או 7.9, תלוי באיזה לשאוב שאתה אוסף.)
  8. הסימפונות לשאוב:

    1. בסביבה נקייה מחיידקים, להכניס פיפטה לתוך לומן קנה הנשימה, בבימויו caudally, ולאט לאט להזריק את הנוזל דגימה לתוך הסמפונות ואת הריאות. משוך את הנוזל דגימה מן הסמפונות והריאות לתוך פיפטה ולהסיר את פיפטה של ​​קנה הנשימה. לא כל הנוזל יחזור לתוך פיפטה. חזור אם נוזל יותר נדרשת לבדיקה.

  9. באף לשאוב:
    1. בסביבה נקייה מחיידקים, להכניס פיפטה לתוך meatus האף והלוע (עכברים) או לומן קנה הנשימה (חולדות), בבימויו cranially, ולאט לאט להזריק את הנוזל דגימה לתוך חלל האף.
    2. ודא חלל האף הוא הגיע על ידי מגע של החיך עם קצה האף פיפטה, או על ידי תצפית של נוזל נאלץ לחלל, כפי שראינו menisci להרכיב את פתח האף (nares) או נוזל גלוי דרך החיך אוראלי שקוף. נוזל אין לראות יציאה דרך הפה. אם כן, מחדש המזרח פיפטה.
    3. משוך את הנוזל דגימה מתוך חלל האף לתוך פיפטה ולהסיר את פיפטה מן meatus או קנה הנשימה.
  10. בסביבה נקייה מחיידקים, העברת דגימת התקשורת המתאים או מכולה לבדיקה.

8. נציג תוצאות

איור 1
באיור 1. הבטן ואיברי בית החזה של העכבר. איברים אלה נראים בדרך כלל כאשר בעל חיים הוא נפתח לראשונה (אף אחד האיברים הועברו לחשוף איברים אחרים מציגים גם בחלל הבטן).) התימוס, ב) לב, ג) הריאות, ד) הסרעפת, ה) הכבד , ו) במעי הדק, ז) cecum, ח) שלפוחית ​​השתן.

איור 2
איור 2. הבטן ואיברים retroperitoneal בתוך העכבר. אם במעיים ובכבד הם הרימו ועבר (או להסיר), אלה איברים can ניתן לראות. כבד) (לעיון), ב) מעיים (לעיון), ג) בקיבה, ד) הטחול, ה) הכליות, ו) יורד המעי הגס, ז) הרחם.

איור 3
איור 3. איברי הרבייה זכר. אלה יכולים להיות גדולים יותר, הזכרים גדולים יותר בוגרים מינית.) שלפוחית ​​הזרע ובלוטות ונקרש, ב) testis (דחף לתוך חלל הבטן מן האשכים דרך הטבעות מפשעתי, אשר יישארו פתוחים עכברים וחולדות), ג) שלפוחית ​​השתן, ד) בלוטות preputial, ה) יותרת האשך.

איור 4
איור 4. איברי הרבייה נקבה.) שאינם הרה להולדת הרחם (עכברים וחולדות יש הרחם bicornuate) ב) השחלה, קבור כרית השחלות שומן, ג) שלפוחית ​​השתן, ד) בלוטות הדגדגן (מקביל בלוטות preputial זכר) .

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

איסוף נתונים בסוף המחקר עשוי לדרוש בדיקה שלאחר המוות של בעלי חיים. תאר היטב מה הוא ראה ולזכור לבחון את כל הרקמות. נהלים אלה נועדו בעיקר כדי לייעל necropsy אוסף מדגם לפיקוח מחלות זיהומיות, אך רובם ניתנים להתאמה בקלות החקירות התמקדו התקריות התפרצויות המחלה או חשד בו אולי רק קבוצת משנה של נהלים יהיה מועסק. רבים מן הנהלים הם גם רלוונטי necropsies ביצע יותר בדרך כלל בסיומו של מחקרים במסגרת הערכה מורפולוגית הכוללת יחד עם אוסף של מחקר ספציפי דגימות לניתוח שלאחר מכן.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

המחברים הם כל העובדים של מכרסמים במעבדה צ'ארלס ריבר של האבחון במעבדה, שבה שירותים אלה מוצעים מסחרית.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cutting board Thermo Fisher Scientific, Inc. Cat #36114
Small scissors Roboz Surgical Instruments Co. RS-5910, G204 23mm blades, 3.5" length, straight
Medium scissors Roboz Surgical Instruments Co. RS-6808, G207 5"
Large scissors Roboz Surgical Instruments Co. RS-6826, G65" 6.25"
Forceps-Curved Roboz Surgical Instruments Co. RS-8254 (M1/21004) 4.5", serrated, slight curve
Forceps-Microdissecting Roboz Surgical Instruments Co. RS-5238 Hudson-(EWALD)
Forceps-Tissue Forceps Roboz Surgical Instruments Co. RS--8160 Rat tooth
Flame sterilizer Oxford Labware Bacti-Cinerator #5889-001007
Scalpel Cancer Diagnostics, Inc. Finger Scalpels #60, Cat#FS0060
Pipettes VWR international Pasteur Pipet 5 3/4", Cat#14672-400
Autoclave bags Propper Manufacturing Company Sterilizer Bag Paper Pouches Cat#021002(3100923)E09110 For Pasteur pipettes
Pipette bulb VWR international Cat#56310-240
Eppendorf tubes Sarstedt Ltd SafeSeal microtube 2mL, Ref#72.695
Eppendorf tubes Argos 5mL microtube Cat#T20765-C
Syringe BD Biosciences 1ml-309602 3 ml-300910 5ml-309603 10mL Cat#309604 20mL Cat#309661
Needles BD Biosciences 26G-309625 18G-305195
Neutral buffered formalin VWR international 20L 10% NBF, Cat#16004-128
Saline Thermo Fisher Scientific, Inc. Buffered Blood Bank Saline, Cat#23-309-178
Trypticase soy broth BD Biosciences TSB: Dehydrated, Cat#211825
Phosphate buffered saline Sigma-Aldrich HA Buffer, Cat#P3813-10PAK
Formalin cups VWR international 4oz Cat#36318-852 8oz Cat#36318-860 16oz Cat#36318-858
Large formalin cups OakRidge Products 32oz container Cat#0432-1100
Extra large formalin cup VWR international HDPE Multipurpose 160oz container Cat#89038-282
Suture material Henry Schein Braided silk surgical suture, Ref#100-5000, M766750 For mouse lung inflation
Twine Staples Cat#QUA-46173 For rat lung inflation

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. AVMA. AVMA Guidelines on Euthanasia. (2007).
  2. Feldman, D. B., Seely, J. C. Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. CRC Press. (1988).
  3. King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. The Necropsy Book. 4th edn, C.L. Davis Foundation. (2006).
  4. Kittel, B. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups. Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).
  5. Fox, J. G. Chapter 1. The Mouse in Biomedical Research. Elsevier. Vol. 3: Normative biology, husbandry, and models 1-22 (2007).
  6. Morawietz, G. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups. Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).
  7. Popesko, P., Raijtová, V., Horák, J. Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 1st edn, Saunders. vol. 2: Rat, mouse, hamster 91-106 (2002).
  8. Ruehl-Fehlert, C. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1. Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).
Necropsy לאבחון רקמות אוסף נבחר מדגם של חולדות ועכברים
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Parkinson, C. M., O'Brien, A., Albers, T. M., Simon, M. A., Clifford, C. B., Pritchett-Corning, K. R. Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice. J. Vis. Exp. (54), e2966, doi:10.3791/2966 (2011).More

Parkinson, C. M., O'Brien, A., Albers, T. M., Simon, M. A., Clifford, C. B., Pritchett-Corning, K. R. Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice. J. Vis. Exp. (54), e2966, doi:10.3791/2966 (2011).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter