ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
生体電位の連続測定に使用する市販のテレメトリ送信機の移植のための手術手技（ワンリードECG）、自由に動くマウスの心拍数、体温および運動量が表示されます。お薦めやプロトコル術後ケアと痛みを軽減するため、されても、回復を改善し、生存率も表示されます。
Abstract
実験用マウスは、学界と製薬業界の両方で、ほとんどの生物医学研究のための選択の動物種です。マウスは、管理可能なサイズと、家には比較的簡単です。これらの要因は、一緒に自然と実験的に誘発された突然変異体の富の可用性と、理想的に研究分野の多種多様に適した実験用マウスを作る。
、心血管薬理学および毒性学的研究では、実験動物の循環系に関連するパラメータの正確な測定がしばしば必要になります。心拍数、心拍変動、およびPQ及びQT間隔の持続時間の決定は、心電図（ECG）記録に基づいています。しかし、信頼性の高い心電図曲線だけでなく、マウスでの中核体温などの生理的データを得ることさえ抑制、テザー、またはセンサーとリード線を接続する必要とする従来の測定技術を、使用して困難になる可能性がありますaesthetized動物。それはよく拘束し、麻酔が生理的パラメータ1、2の主要な人工影響力を持つことが知られているように、この方法で得られたデータは、慎重に解釈する必要があります。
Radiotelemetryは意識して命綱をつけていない動物から収集するデータを可能にします。測定は、自由に動物を移動させるでも実施し、及び動物の近接にあると研究者を必要とせずにすることができます。このように、アーティファクトの知られているソースは回避され、正確で信頼性の高い測定が保証されます。この方法論は、このように実験動物3、4の生理学的パラメータを監視するの最も人道的な方法はこの技術をレンダリング、使用する動物数を減らし、動物間差異を減らすことができます。データ収集の技術とインプラントの小型化に一定の進歩は、それが継続的に生理学的パラメータと運動活性を記録することが可能であることを意味し、もはやウェブ上にリアルタイムでそのような時間、数日あるいは数週間3,5としてeriods。
ここでは、心拍数、心拍変動、およびPQ及びQT間隔がダウンロードされる中核体温、運動活性と生体電位（すなわちonelead ECG）、の連続測定に使用される市販のテレメトリ送信機の移植のための外科的手法について説明freeroaming、命綱をつけていないマウスに設立。我々はまた、移植したマウス5,6,12、幸福と生存率、回収率を向上術後集中治療や痛みの治療のための術前の手続きとプロトコルを提示する。
Protocol
動物実験は、カントン獣医局（チューリッヒ、スイス）によって承認された。住宅と実験手順は、スイスの動物保護法に基づいていたと科学的な目的（欧州議会および2010年9月22日の理事会指令2010/63/EU）に使用される動物の保護に関する欧州指令に準拠している。
1。術前の考慮事項
1.1マウス：住宅の要件は、一般的な条件およびヘルスモニタリング
それは、ベンダーから配信または外部のげっ歯類コロニーから転送されたマウスは少なくとも2週間前に手術の住宅施設に到着することをお勧めします。この期間は、動物が新しい環境や施設固有の住宅環境に適応できるようにする必要があります。マウスは、社会的な生きている動物として、この適応期間中に互換性のあるグループに収容されるべきである。の個々のレベルを監視するための食料と水の消費量、各マウスは、手術トランスミッタ移植後10日まで、手術3日前から単独で収容されています。遠隔測定 - トランスミッタ - 担癌マウスを確立するためのタイムラインを図1に示されています。それは、動物が健康と条件の手術に来ることが重要です。したがって、手術前に、動物は一般的な状態（外見、姿勢、自発的な行動）だけでなく、体重、食物や水の消費のためのに関する2〜3日間1日1回監視する必要があります。これらのデータは、一般的な条件と全体の健康と福祉の個々のベースラインレベルを確立するために医療記録（一般的な条件およびヘルスモニタリングデータシート、表1）に記載されています。手術前に病気や障害の一般的な状態の症状を示す、任意の動物は、実験から除外する必要があります。
手術前日の1.2ヘアクリップ
アニムを剃るために、移植前に一日、手術のためのALSには、マウスは、純酸素（600 mL /分）に（5％）セボフルラン（8％）またはイソフルランを使用して、小さな（8x8x8cm）パースペックス室で麻酔簡単になります。立ち直り反射の消失後、マウスをチャンバーから取り出していると前頸部と腹部の毛が背側recumbenceに横たわっている動物でクリップされて、麻酔はセボフルラン3から4パーセントに鼻マスクを約5分間維持されているか600 mL /分の流量で純酸素でイソフルラン1.5〜3パーセント。髪をクリッピングした後、動物を目覚めさせるために許可されていますし、自分のホームケージに戻されている。
2。注入
2.1オペレーティング環境、遠隔測定送信機の準備
移植の日に、送信機の準備と手術に関するすべての手順は、手術用顕微鏡を装備した層流フード付きワークベンチ上で行われている。無菌状態は、オートクレーブINSTRUMを使用することで確認されているentsと滅菌材料と作業台7を消毒して。移植前に、遠隔測定送信機は（ETA - F10、データサイエンスインターナショナル、セントポール、ミネソタ州、米国）が最初に用意されています。彼らの滅菌パッケージから削除した後で、送信機のリードが注入されるため、マウスの大きさに適した長さに短縮されます。成人の非近交系または近交系マウスの大部分で、赤い電極は約42 mmと約55 mmの長さに白/無色電極に短縮することができる。絶縁チューブはリードの遠位（感覚）の部分から削除されます：チューブの約20 mmの赤い電極から除去され、チューブの約10 mmの白/無色の電極から削除されます。各電極の遠位部は、（チューブなしで今である）薄い絹の縫合（永久的Handseide、6-0、エチコン、ノルダーシュテット、ドイツ）で端を固定することでループに形成される。電極を調製した後、送信機は、ワシントン州に置かれている動物は、麻酔や手術準備のときに移植する準備がrmを滅菌生理食塩水。
2.2麻酔
吸入麻酔、ミダゾラムの混合物（4 mg / kg）を、フェンタニル（0.04 mg / kg）の誘導の前に5〜10分でこのように鎮静と先制鎮痛を提供し、前投薬として皮下に投与されています。一般的な吸入麻酔を誘導チャンバ内に動物を配置し、揮発性麻酔薬を（純粋な酸素600ミリリットル/分でセボフルラン8％イソフルレン5％）の導入により誘導される。動物は、立ち直り反射の消失を示すとき、それは層流フードの下に作業台に移し、麻酔装置から鼻マスクとチューブを装着した特別に設計された金属板の上に背recumbenceに配置されます。麻酔は自発呼吸（600 mL /分の流量で純酸素にセボフルラン3から4パーセントまたはイソフルラン1.5から3パーセント）によって維持されています。麻酔、動物の眼の間にsは軟膏（ビタミンA、Baushボシュロム、Steinhausen、スイス）で保護されています。金属板の上に横たわっている間、動物は、ワークベンチの水浴加熱面（39 ° C + / -1）によって暖められ。
2.3手術
前頸部と腹部の皮膚を70％エタノールで消毒されています。 1 - 皮膚の〜1.5 cmの長い切開は、腹部に正中線に沿って下側胸部から作られています。負（無色/白）リードは、胸部から小切開は（≤0.5 cm）の長手方向に作られている首に皮下トンネルされている。皮膚および基礎となる組織は、電極のワイヤループの固定のためにスペースを作るために用意されています。ワイヤーループは2つの薄い絹の縫合（永久的Handseide、6-0、エチコン、ノルダーシュテット、ドイツ）を使用して、気管の右側にある筋肉の間に固定される。首の傷は、吸収性縫合糸で閉じられます（VICRYL 6-0、エチコン、ノルダーシュテット、ドイツ）体に含まれています。腹壁は、白線で開かれ、遠隔測定送信機の本体は、マウスの腹腔内に配置されます。正（赤）電極のワイヤループは、それが肝臓と左上腹部の横隔膜（図2）の間にあるような方法で、シルク縫合糸で剣状突起に縫合される。その後、腹部の筋肉の層は、吸収性縫合糸（VICRYL 6-0、エチコン、ノルダーシュテット、ドイツ）でクローズされます。最終的に腹壁、Sulfadoxinとトリメトプリムの混合物を閉じる前に[（それぞれ30 mg / kgおよび6 mg / kgの、、生理食塩水1 mLの（0.9％）で、約体温（38〜39℃）で溶解]抗感染症予防の目的のために腹腔内に注入されると体液の恒常性をサポートする。最後に、腹部の皮膚をステープル（精密、3 Mのヘルスケア、セントポール、ミネソタ州、米国）で復元されます。
3。術後ケア
手術と麻酔の終了後、ブプレノルフィンのは0.1 mg / kg（Temgesic、エセックスChemie AG社、ルツェルン、スイス）とメロキシカム（のmetacam、ベーリンガーインゲルハイム、バーゼル、スイス）の5 mg / kgのは、痛みの治療のために皮下に投与される、と動物は約2時間で回復するために、作業ベンチの暖かい（39 ° C + / -1）表面上に残されている。一緒に痛みの軽減（1日2回：ブプレノルフィン、0.1 mg / kgとメロキシカム5 mg / kg）で、300μLブドウ糖（5％）と体温に温め、300μLの生理食塩水（0.9％）で構成される支持療法は、皮下2回適用される4日間毎日。さらなる回復をサポートするために、それは15％グルコース溶液を含む追加の飲料ボトルを持つ動物を提供する価値があります。 4日から10日の回復期間の間、それは動物が保温されることをお勧めします。したがって、我々の場合には、マウスは温暖化のキャビネットに収容されています（30 ° C + / - 1）。として、一般的な条件と体重のモニタリングよく食料と水の消費量として、術後10日間の一般的な条件およびヘルスモニタリングデータシート（表1）によれば1日1回実行されます。人道的エンドポイントは、、回復の進行が不十分であれば不必要な苦しみや痛みを避けるために、動物の犠牲を、すなわち、以下の条件の下で実現されています：
- 貧しい一般的な条件で、動物は、実質的に無関心である、すなわち（触れる/押されて後のない動き）と、その体の表面は温暖化にもかかわらず冷たいと感じている場合、動物はすぐに安楽死されるべきである。
- 場合は、送信機の移植後4日目に、動物は、無関心の明確な兆候を示し、非常に積極的であり、またはすべての食品の摂取量が示されていない、それはすぐに安楽死されるべきである。
- 送信機の移植後8日目に、動物は、前述の術後日数に比べて体重の明らかな増加を表示するために持っています。また、それはLで消費する必要があります東術前毎日の食物摂取量の80％。これらのいずれかの条件が満たされていない場合は、動物はすぐに安楽死されるべきである。
移植後10日で、動物は、標準的な住宅の条件の下で動物の部屋に戻って転送されます。マウスは、社会的相互作用を可能にするとリードアウト後の実験8,9の上実質的な影響を持つことができる、長期的な個々の住宅、の悪影響を防ぐために、互換性のあるグループに収容されるべきである。マウスは、送信機の移植後の最初の実験を実施し、データの集録が開始される前に少なくとも4週間の回復期の期間が必要です。
4。データ取得
送信機がオンになっているとすぐにデータ収集が、磁石で動物に触れることで開始されます。 Dataquest社ARTソフトウェア（データサイエンスインターナショナル、セントポール、ミネソタ州、米国）が検出、収集、分析及びGRを調整つまたは複数の動物からの信号のaphicalプレゼンテーション（波形の形で）。取得プログラムは、データ交換マトリックス（データサイエンスインターナショナル）を経由してコンバータと受信機からコンピュータに送られるデータ信号を収集します。このプログラムは、継続的に一定の間隔またはサンプルでの時間の特定の長さのデータを収集し、コンピュータのハードドライブ上のデータを保存することができます。範囲と放出される信号は、ケージや周辺機器の材料組成（例えば、金属対プラスチック）に強く依存の品質として、それは受信側のプレートはできるだけ動物の近くに配置されていることが示唆され、下の例：動物のケージまたは実験的なエリア、例えば、実験室のベンチまたはトレッドミル上に。それは、記録し、データ伝送システムの正しい構成が連続サンプリングモードでのリアルタイム測定値の短い検査を行うことによってチェックされることをお勧めします。データが収集および格納された後、彼らは、プロットすることができますTedは、解析プログラムを使用して異なる様々なパラメータのためにリストして分析した。記録システム（例えば、サンプリングが手口の定義）、および解析ソフトウェア（心拍変動パラメータ、ECG /生体電位曲線から確立PQ間隔とQT間隔の例）の設定の詳細は、メーカーのマニュアルに記載されています。遠隔計測データの収集と解釈のための有用なバイオメトリクス計画と統計的手法のための貴重なヒントが別の場所で3公開されています。
5。代表的な結果：
記載された手順の全体的なスキームを図1に示されています。心臓（ワンリードECG）からbiopotentialsを得るための電極の位置を含む、移植された送信機の位置は、図2に示します。短期生体電位曲線（一誘導心電図）、および長期的な心拍数、体温および個々の自発運動の記録から生データの例マウスはそれぞれ、図3及び図4に示されています。図5は、実験後のマウスの群における長期的な測定から公表されたデータの例を示します。いくつかの他のパラメータはbiopotentials曲線から確立することができます。心拍変動パラメータ5、QT間隔とPQ間隔10のプレゼンテーションの例は、11が別の場所で公開されています。
表1。一般的な条件およびヘルスモニタリングデータシート 。 シートをダウンロードするにはここをクリック。このテンプレートは、個々のマウスの全身状態や健康状態のモニタリングを容易にする。動物の外観、姿勢、そして自発的な行動だけでなく、体重の測定、および食品と水の消費量のベースラインの検査は3日間1日1回、移植手術前に確立される必要があります。得られた結果とベースラインの測定の比較毎日の10日間の手術後は術後の回復の進行を評価するために役立つ。さらに、術後ケアと痛みの治療は医療記録の形で文書化されています。人道的エンドポイント上の指示は、マウスが動物の着床後の素早い回復のための基準を満たしていない場合は不必要な痛みと苦しみを防ぐために犠牲にする必要があるかどうかの決定を容易にするために与えられている。
図1遠隔測定トランスミッタ担持マウスを確立するためのスケジュール 。マウスは、実験とデータ収集のために使用されることができる時点を示す送信機の注入に関連する手順の年代順。
図2 X線写真/スケッチ注入telemetの場所を表示RYトランスミッタ。送信機の本体は、腹腔内に配置されている。正極リードは、ワイヤのループに形成され、縫合糸で剣状突起に固定されています。負極リードは首に胸部から皮下トンネルさと気管に直接横に筋肉の間にワイヤループとして固定されています。 X線写真は、実験動物第9著者らの以前の出版物から取られます。
図3。生体電位曲線。意識マウスからとセボフルランによる吸入麻酔下で、同じ動物の一心電図曲線の生のプリントアウト 。心拍数はテレメータシステムによって自動的に計算されます。麻酔下で記録された3番目のシーケンスは、440 BPMの心拍数を示します。意識的なマウスに記録された曲線は、モード中に心拍数に予想される範囲内に収まる660 BPMの心拍数を、示しています。グルーミングや食事などの速度の物理的な活動。生体電位/ワン心電図曲線から、心拍変動パラメータ、interbeatの間隔、およびPQ及びQT間隔は、メーカーのソフトウェアを使用して確立することができます。
図4：健康と病気のマウスでの長期的な測定値からの生データ 。マウスは、人間や実験手順からの妨害なしに自分のホームケージに個別に収容している間の心拍数（BPM）、中核体温（℃）と歩行活動は（カウント）を測定する。心拍数は、5分毎（サンプリング周波数1000 Hzのは）30秒間記録されます。中核体温は10秒毎に5分間サンプリングされます。自発運動は連続的に記録し、5分間隔で格納されています。 5分間のデータポイントは、6.5日のためにトレースされます。遠隔測定の測定は異なると3匹のマウスから記録されています身体条件。健康なマウスには生理的な値で、通常の増加と暗い（夜間）フェーズ中に自発運動の動作との明確な概日リズムを示しています。対照的に、大手術後、心拍数は、特に昼間の段階では、増加し、自発運動が押された。心拍数と体温の概日リズム扁平、および歩行活動は減って表示される慢性的な腫瘍には、病気に苦しんで、3番目のマウス。心拍数の測定値（正常値と大手術の後）の代表的なデータは、アルテックス12の著者らの以前の出版物から取られます。
図5。実験後の長期的なテレメトリ測定から結果のプレゼンテーションの例。図は、実験動物1に著者らの以前の出版物から取られます。典型的な実験、50分のisoflとしてuraneまたはセボフルラン麻酔を行った。動物の後に心拍数、体温と自発運動に対する麻酔薬の長期的な影響は起きて比較したれました。動物は、単一の飼育や、自宅のケージの中で自由に歩き回ることを許された間16トランスミッタ-移植したマウスを用いて、遠隔測定データは、麻酔薬ごとに8つのマウスで記録した。長期的麻酔の効果の分析については、我々は、マウスは主に夜にアクティブになっているので、値は24時間サイクルの間に大きく変化することを考慮しました。したがって、それぞれの動物のための測定値の意味は、夜（12時間暗）と日（12時間光）の段階で別々に計算した。個々の正常値は、麻酔の3日前から平均値を計算することにより設立された。麻酔後の毎日のために、暗闇と光の位相の平均値はデルタ値で、その結果、個々の正常値と比較した。このように、デルタの値は、（前に確立された正常値からの偏差を表す対応する12時間の昼と夜の時点で）麻酔へ。列は、8匹のマウスからの平均を表し、バーは標準偏差を示している。アスタリスクは、重要性を示すPで≤0.05（正常値で麻酔後4日間のそれぞれでグループ平均の比較のために一元配置分散分析）。
Discussion
Radiotelemetryは、生物医学研究における生理学的パラメータの測定の従来の方法に強力な代替手段です。植込み型送信機、受信機とデータの収集と分析のハードウェアとソフトウェアで構成される高品質のテレメトリシステムは、さらにマウスなどの小動物のために、現在市販されている。テレメトリーは、自由にマウスを移動させる、奔放からのデータ収集のための現在利用可能な唯一の手法を表しています。このメソッドを使用して、それはこのように動物とその結果として、実験の成果物へのストレスを最小限に抑え、そして/または、自分の使い慣れた環境内に存在する動物から長期間継続的にデータを収集することが可能になりました。フォームとリードの位置であっても速い動き（例えば、苦労し実行する、戦う）中または直立姿勢9の信号を得るために最適化されています。従って、正確な測定がで麻酔、ストレス時に、例えば、実験中に取得することができます生産、感染実験、および他の多くの実験的な状況の間に、行動実験中に、トレッドミル上で実行中。
しかし、、信頼性の高い再現性と人為的影響のないデータを得るために、それは環境の影響を除外することが重要である、と我々は標準化された条件の重要性に特に注意を引く。それは部屋がマウスに特に敏感であるために超音波を含む電子と音響ノイズ、、から分離することをお勧めします。測定を行う際に加えて、そのような訪問者や無関係な実験手順としては障害は、、許されるべきである。の影響を（特にホームケージの測定の場合）の干渉を避けるために、すべての必要な畜産の手続きは、各測定を開始する前に部屋に完了する必要があります。加えて、の住宅マウス、特に男性は、グループ、で使用されているか、個別の測定値に影響を与える可能性がありますし、時PLA考慮しなければならない場合nning実験9。また、マウスは、生理的パラメータと活性挙動に大きな影響を持つことができる、潜在的またはマニフェスト感染症だけでなく、病気やその他の健康障害以来、健康とマウスの病原体の自由でなければなりません。したがって、マウスは移植後完全に回復する必要があり、実験を開始する前に送信機、軸受に適応するのに十分な時間が与えられる。
マウスのradiotelemetryによるデータ収集は、テレメトリ送信機の予備的な外科的移植を必要とします。これは、組織の外傷や、その後の痛みや苦痛を最小限にするために外科的なスキルと訓練を受けた担当者のみが実行する必要があります。 （マイクロ）基本的な、あるいは高度な手術技能を保持している実験者の場合は、その手順を確立しての仕様に慣れるための訓練のインプラントを（メーカーが提供する、すなわち、ダミー、）を使用して新鮮なマウスの死体の最初の臨床試験を行うことが推奨されこのような手術の。このような訓練の後、ほとんどの実験者は、成功と送信機のこのタイプを移植すると、いくつかの埋め込み使用後に有用な能力を到達することが可能となります。
無菌状態は、微生物学的負担と低感染の危険性を保つために手術中に維持されるべきである。しかし、完全な無菌性があるため、一部のマウスで特定の、不妊相反する条件（例えば、大規模な髪のクリッピングと消毒の冷却効果、傷を保護するために包帯が非現実的）から提供することができます。従って、抗感染症予防は移植時に投与する。よく合った鎮痛治療と明確に定義されたモニタリング計画だけでなく、適切な術後ケアの実験の満足のいく結果に重要な役割を果たします。
全体的に、マウスの遠隔測定送信機の外科的移植は動物のためのストレスになります。特に、仕様の遺伝子改変した場合国総研マウス系統は表現型に影響を与え、移植がリスクであるかもしれない後に動物の身体の状態、周術期の時間枠における合併症と増加した死亡率を損なう。不必要な苦痛を避けるために、不満足な回復または長期の回復期を示す個体は実験から解放され、瀕死の段階に到達する前に犠牲にする必要があります。この目的のために、データシート（表1：一般的な状態と健康状態のモニタリングデータシート）の重要な症状の体系的なモニタリングを促進し、人間的なエンドポイントに関するアドバイスを提供することが確立されています。したがって、回復は、関係当局と動物実験（例えば、担当する動物福祉団体への透過的なこの方法論（すなわち注入の手順と術後の回復）の導電を行う医療記録や実験室ジャーナル、の様式に記載されていますIACUC）。
Disclosures
利害の衝突は宣言されません。
Acknowledgments
著者らは、CD - 1マウスを提供するためのチャールズ川、ドイツに感謝したいと思います。我々はまた、ロビンシュナイダーと住宅のマウスのサポートのための中心的な生物学研究室のスタッフに感謝。私たちは親切に寛大に研究施設や資源を提供するための優れた技術支援と教授クルトBurkiためフローラのニコルズに感謝。
References
- Cesarovic, N. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice. Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).
- Gross, V., Luft, F. C. Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice. Hypertension. 41, 879-881 (2003).
- Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).
- Kramer, K. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).
- Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability. BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).
- Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).
- Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).
- Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory. J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).
- Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs. Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).
- Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions. BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).
- Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital. Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).
- Arras, M. Improvement of pain therapy in laboratory mice. Altex. 24, 6-8 (2007).
Tags
医学、問題57、テレメトリ、マウス、マウス、送信機の注入、人道的エンドポイント、術後ケア、集中治療、回復、手術Erratum
Formal Correction: Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Posted by JoVE Editors on 10/09/2016.
Citeable Link.
Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swap. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal
region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).
Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
