Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Femorale arteriële en veneuze catheterisatie voor bloedafname, Drug Administration en bewust Bloeddruk en hartslag metingen

Published: January 24, 2012 doi: 10.3791/3496

Summary

Chronische catheterisatie van de bloedvaten in de rat is vaak nodig voor de toediening van stoffen, het verkrijgen van bloed steekproef over een periode van tijd of voor directe bewuste bloeddrukmetingen. Femorale arteriële catheterisatie van de rat en de bijbehorende metingen van de bloeddruk in de bewuste dier zal worden aangetoond.

Abstract

In meerdere vakgebieden, de toegang tot de bloedsomloop in het laboratorium studies is noodzakelijk. Farmacologische studies bij ratten met chronisch geïmplanteerde katheters toe een onderzoeker om effectief en humaan te beheren stoffen, herhaaldelijke bloedafname en helpt bij het bewust directe metingen van de bloeddruk en hartslag. Nadat de katheter is ingebracht op lange termijn sampling is mogelijk. Doorgankelijkheid en katheter leven hangt af van meerdere factoren, waaronder de gebruikte slot-oplossing, blozen regime en katheter materiaal. Deze video demonstreert de methodologie van de femorale slagader en veneuze catheterisatie van de rat. Naast de video laten zien van het gebruik van de femorale veneuze en arteriële katheters voor bloedafname, toediening van het geneesmiddel en het gebruik van de arteriële katheter bij het nemen van metingen van bloeddruk en hartslag in een bewuste vrij bewegende rat. Een ketting en harnas bevestigd aan een draaibare systeem zal het dier te hogebruikt en monsters laten nemen door de onderzoeker met een minimale verstoring van het dier. Voor een duurzaam behoud doorgankelijkheid van de katheter, is voorzichtig dagelijks onderhoud van de katheter nodig is met behulp van lock-oplossing (100 U / ml heparine zoutoplossing), machine-grond stompe tip spuit naalden en het gebruik van de spuit filters om potentiële besmetting te minimaliseren. Met een zorgvuldige aseptische chirurgische technieken, de juiste katheter materialen en een zorgvuldige katheter onderhoudstechnieken, is het mogelijk om octrooi katheters en gezonde dieren houden voor langere tijd (enkele weken).

Protocol

1. Vóór de start van chirurgische procedure

Let op: Voordat u begint met een dier procedures zorgen ervoor dat u over de juiste machtiging via uw instelling / organisatie verkregen. Zoals bij alle operaties overleven, zorg ervoor dat de operatie wordt uitgevoerd onder steriele omstandigheden en de juiste pijnmedicatie en moest antibiotica worden gebruikt voor een succesvol resultaat.

  1. Voorafgaand aan het begin van de catheterisatie procedure te evalueren van de katheters door spoelen ze met steriele zoutoplossing te zorgen dat ze zijn patent.
  2. Verdoven van de rat.
  3. Bereid de rat voor de chirurgische ingreep.
    1. Shave het bont van de chirurgische regio's, die de achterkant van de nek (tussen de schouderbladen) en de binnenpoot regio zijn.
    2. Met behulp van Betadine en een 70% ethanol scrub respectievelijk scrub de geschoren chirurgische regio's beginnen in het centrum en het maken van een cirkelvormige zwaai naar buiten. Herhalendit 3 keer voor elke regio, eindigend met een definitieve reiniging met 70% ethanol.
    3. Leg het dier op een steriele ondergrond en plaats steriel laken boven chirurgische gebieden. (Het gebruik van Press-n-Seal is een ideale chirurgische draperen zodat de onderzoeker om het dier te controleren tijdens de gehele procedure.)
  4. Zorg ervoor dat alle chirurgische instrumenten voor de chirurgische procedure zijn gesteriliseerd.

2. Voorbereiding van de Chirurgische Gebieden voor katheter

  1. Met de rat leggen gevoelig (op de buik), maken ongeveer een ½ inch (12 mm) horizontale incisie aan de achterkant van de nek op het niveau van de schouderbladen met een schaar of een scalpel, dan stomp ontleden een onderhuidse "pocket" in de achterkant ongeveer de grootte van een kwartaal. Deze zal gebruikt worden als een gebied om een ​​kleine hoeveelheid van de buis dat zal compenseren voor groei van de dieren en / of beweging plaats, dat wil zeggen, zodat de katheter niet wordt aangetrokken en dus verwijderd van de slagader was plaatsd inch (Alternatief deze stap kan onmiddellijk worden uitgevoerd voorafgaand aan de ondertunneling van de katheter.)
  2. Plaats de rat op zijn rug (rugligging) en maak een incisie in de lies regio [ongeveer ½ inch (12 mm) incisie langs de natuurlijke hoek van de achterpoot.
  3. Blunt ontleden om het bindweefsel (Figuur 1) apart (kunt gebruik maken van bot-tip schaar, hemostats, wattenstaafjes, etc.) (meestal door je botte getipt schaar en / of wattenstaafje in een hoek van 45 graden zorgt dit des te gemakkelijker lokalisatie van de regio van belang) tot aan de femorale slagader en ader worden blootgesteld.
    1. De ader is donkerrood van kleur en de slagader is duidelijker en helderder dan de ader. De zenuw die loopt langs de slagader is witachtig van toon.
  4. Blunt ontleden in het been regio om een ​​kleine open regio onder de huid (dat wil zeggen pocket, ongeveer de grootte van een kwart) te maken langs de binnenkant van het been voor de plaatsing van een klein deel van de catheter (wederom rekening te houden met het verkeer van dieren en de groei van het dier, indien chronisch plaatsing).
  5. Plaats de oprolmechanismen in de incisie gebied zodat u zich volledig kunt bekijken van de slagader en ader.
  6. Met behulp van fijne punt tang voorzichtig los van de zenuw (witachtig van kleur), dat is langs de femorale slagader uit de buurt van de slagader en ader. (Figuur 2) Wees voorzichtig om niet snijden of beschadiging van de zenuw.
  7. Scheid de slagader en ader als een eenheid, in een poging tot een ongeveer ¼ inch (5-7 mm) lengte deel van de slagader / ader bloot te leggen.
  8. Herhaal het proces in het scheiden van de ader van de slagader. Houd uw chirurgische instrumenten (bijv. fijne punt tang) loodrecht op de schepen en scheid de schepen in parallel. Dit helpt bij het voorkomen van scheuren, prikken of beschadiging van de schepen. Door het plaatsen van de fijne tip pincet voorzichtig tussen de slagader en ader van onderen en langzaam openen van de tang en het herhalen van dit, zal je langzaam los van de schepen. Let op: als je scheuren of waarnemen watbloeden gebruik maken van een steriel wattenstaafje en / of 2 x 2 gaas en plaats de druk op het gebied tot het bloeden is gestopt, ga dan verder met de operatie.

3. De ondertunneling van de katheter

  1. Plaats een steriele zoutoplossing geweekt 2 x 2 gaasje op de incisie en draai het dier aan zijn maag.
  2. Plaats de Rochester Pean pincet (lange rechte pincet) in de incisie aan de achterkant die eerder werd gemaakt en begeleiden de tang subcutaan op de rug op het niveau van de heupen [zorgen voor de uiteinden van de hemostats zijn puntige up, niet (in de richting van de wervelkolom ) om te voorkomen dat verwonden het ruggenmerg]. Op ongeveer de heup draai de hemostaat de punt naar de incisie die werd gemaakt in het been regio en druk op de top van de hemostats uit van de bereide been incisie.
  3. Voorzichtig te vatten aan het einde van de katheters (niet het einde dat zal worden ingebracht in de slagader / ader) met de tang en voorzichtig de katheters te trekken door middel van de holte die is gemaakten uiteindelijk de nek incisie.
  4. Plaats de juiste afgestompte-tip naald spuit gevuld met 20 U / ml heparine / zoutoplossing aan het eind van de respectievelijke katheters en vul de katheters (ervoor zorgen dat er geen luchtbellen) met de gehepariniseerde / zoutoplossing. Opnieuw te controleren of de katheters zijn patent en geen schade is gekomen om de katheters. Laat de spuiten aan het einde van de katheter lijnen om ervoor te zorgen geen lucht kan krijgen in de katheter lijnen en de rat weer op zijn rug weer.

4. Het inbrengen van de katheter in de lies en de arterie (figuur 3)

  1. Leg een opgevouwen stuk van steriele 4,0 zijde / draad onder de femorale ader en snijd de zijde aan het gevouwen einde. Er zullen nu twee stukken zijde onder de ader. Of anders 2 stuks van 4,0 zijde individueel plaats onder de ader.
  2. Scheid de zijde die je onder de ader, een stuk naar het been (distale einde) en de andere naar het lichaam. Tdat wil zeggen een losse ligatuur aan de kant het dichtst bij het lichaam, dan met behulp van kleine hemostats, pak de zijden en trek onderwezen, maar niet draai de knoop. Trek het andere stuk van de zijde zo ver mogelijk naar het been (distale uiteinde) en bind dit in een driedubbele knoop, pak de zijde met kleine hemostats en trek onderwezen. Deze methode zal toelaten de ader te vullen met bloed, waardoor het makkelijker om de de incisie die nodig is voor het inbrengen van de katheter (stap 4) te maken.
  3. Plaats 1-2 druppels van lidocaïne op de ader.
  4. Met behulp van de Vanna micro-ontleden schaar, ongeveer een kleine incisie in de ader ¼ door en in een hoek van 45 graden.
  5. Plaats fijne punt pincet (45 pincet) in de incisie en met behulp van een ander paar pincetten, dus wees voer in de ader katheter. Open voorzichtig de tang die zijn geplaatst in de ader, omdat dit zal de onderzoeker om de veneuze katheter voorzichtig plaats onder de tang en in de ader.
  6. Wanneer de katheter volledig is ingebracht (passendex. 6-7 cm) (bij het maken van de katheter een merk is geplaatst op de katheter aan de chirurg helpen bij het identificeren wanneer de katheter volledig is geplaatst) (dit plaatst de veneuze katheter in de buik vena cava) en zet de voorste ligatuur rond de ader en katheter, binden een driedubbele knoop (zorgen dat het niet is de ader afsluitende). Gebruik maken van de zijden hechtdraad in de buurt van het been (achterste ligatuur) weer veilig de katheter (triple knoop) en plaatsing te verzekeren. Langzaam trekken terug de spuit totdat er een beetje bloed zichtbaar is in de katheter, die helpt om ervoor te zorgen dat de hechtdraad knopen niet te strak is en dat de katheter is functioneel. Na controle op de zuiger totdat het bloed niet meer zichtbaar is in de katheter.
    Let op: het is mogelijk om twee katheters in te voegen in de lies, indien nodig.
  7. Herhaal de stappen 9-13 om een ​​arteria femoralis katheter te plaatsen met de volgende uitzonderingen:
    1. Bind de zijde het dichtst bij het been (achterste) met een drievoudige knoop en trek taught voor de binding van de losse ligatuur nabij het lichaam (voorste) voorafgaand aan het maken van de incisie van de katheter plaatsing. Hierdoor kan de slagader te vullen met bloed waardoor het makkelijker te snijden. Zorg ervoor dat de proximale hechtdraad wordt getrokken geleerd om de slagader af te sluiten voorafgaand aan het snijden van de slagader. Hierdoor wordt voorkomen dat het bloed verlies wanneer de snede wordt gemaakt.
    2. Plaats de arteriële katheter ongeveer 5 cm van de arteria femoralis (dit plaatst de catheter in de abdominale aorta).
    3. Bij de beveiliging van de katheter met de hechting, zorg ervoor dat de hechting is niet te strak en afsluitende de katheter.

5. Chirurgische Wrap-up

  1. Maak een dubbeltje tot kwartaal grote lus in de katheters en plaats aan de binnenkant van het been (de lus moet passen in het gebied dat was eerder bot ontleed). Na het plaatsen van beide katheters, maak ze met 1-2 steken van 5,0 chirurgische hechtdraad in de spier laag.
  2. Sluit de incisie met 4,0 Ethilon met niet-continue sutures.
  3. Draai de rat op zijn maag en maak een andere lus in de katheters over de grootte van een kwart en plaats in de pocket ontleed in de rug. Sluit de incisie met hechtdraad.
  4. Met behulp van een druppel vetbond, zet de katheters in de rug.
  5. Klem de katheters bij de achterkant incisie met gewatteerde hemostats en verwijder het spuiten van de uiteinden.
  6. Plaats de rat met een ketting-type jas, cap de katheters (om de heparine slot te behouden), en verwijder de gevoerde hemostats.

- Vervang Voor de lange termijn onderhoud katheter zoutoplossing met 20 U / ml heparine / zoutoplossing.

6. Onderhoud van katheter (steriele handschoenen te dragen tijdens de procedure)

  1. Klem de katheter met gevoerde tang.
  2. Verwijder de katheter stekker.
  3. Plaats een stompe tip spuit met lock-oplossing op de katheter.
  4. Ontspan de tang.
  5. Vul de katheter met het slot-oplossing (volume is pre-DETErmined-typisch 0,3 ml).
  6. Klem de katheter tijdens het spoelen op een terugstroom van het bloed voorkomen dat de katheter tip en de spuit te verwijderen.
  7. Vervang de catheter stekker.
  8. Ontspan de tang voorzichtig de plug duw in iets om ervoor te zorgen geen bloed is in het uiteinde van de katheter.

7. Bloedafname (steriele handschoenen te dragen tijdens de procedure)

Klem de katheter met gevoerde tang.

  1. Verwijder de katheter stekker.
  2. Langzaam terug te trekken lock-oplossing met behulp van een stompe getipt spuit en gooi deze weg.
  3. Bevestig de bemonstering spuit met de katheter en langzaam terug te trekken van het monster.
  4. Klem de katheter met gecapitonneerde pincet en plaats een spuit met lock-oplossing op de katheter en de katheter opnieuw te vullen met het slot-oplossing.
  5. Klem de katheter tijdens het bijvullen van de katheter met de oplossing.
  6. Plaats de katheter stekker.
  7. Verwijder de gevoerde pincet en duw t hij sluit iets verder.

8. Toediening van het geneesmiddel

  1. Klem de katheter met gevoerde tang.
  2. Verwijder de katheter stekker.
  3. Langzaam terug te trekken lock-oplossing met behulp van een stompe getipt spuit en gooi deze weg.
  4. Bevestig de drug spuit op de katheter en trekken de stof in het dier.
    • kan men gebruik maken van een 3-weg kraan als een intermediair als er meerdere injecties nodig zijn, zodat er minder vocht infusie in het dier.
    • kan men een constante infusie spuitpomp hechten ook met een steriele filter voor continue infusies.
  5. Klem met gevoerde pincet en plaats een spuit met lock-oplossing op de katheter en de katheter opnieuw te vullen met het slot-oplossing.
  6. Klem de katheter tijdens het bijvullen van de katheter met de oplossing.
  7. Plaats de katheter stekker.
  8. Verwijder de gevoerde pincet voorzichtig de plug duw in iets verder.
e "> 9. Bloeddruk en hartslag Sampling

  1. Klem de arteriële katheter met gevoerde pincet en verwijder de katheter plug.
  2. Bevestig de arteriële lijn naar de druksensor.
  3. Volg de productie instructies voor het gebruik van de software voor de bloeddruk collectie.
  4. Aan het einde van de controle van de bloeddruk periode, met behulp van gewatteerde tang klem de katheter en los te koppelen van de transducer.
  5. Spoel de katheter met het slot-oplossing en vervang de katheter stekker zoals hierboven beschreven.

10. Representatieve resultaten

Een vertegenwoordiger van de bloeddruk te meten is afkomstig van een bewuste vrij bewegende dieren en is weergegeven in figuur 4. Fenylefrine (3 ug / kg, iv), een alfa-1-adrenerge receptor agonist, werd toegediend in de lies lijn om de bloeddruk te verhogen, terwijl gelijktijdig meten van de bloeddruk van de femorale arteriële lijn. Fentolamine (4 mg / kg, iv),een niet-selectieve alfa-adrenerge antagonist, werd vervolgens toegediend om de bloeddruk te verlagen.

Figuur 1
Figuur 1. Blunt ontleding van weefsel. Met de rat op zijn rug, heb je gemaakt van ongeveer een ½ inch (12 mm) incisie op de hoek van het achterbeen en het gebruik van botte schaar of hemostats u bot ontleden het bindweefsel om de femorale slagader en ader bloot te leggen.

Figuur 2
Figuur 2. Scheiding van femorale slagader en ader uit bindweefsel.

Figuur 3
Figuur 3. Katheter plaatsing. Met behulp van micro-Vanna ontleden schaar ongeveer plaats een kleine incisie ¼ van de weg door het vaartuig op een hoek van 45 graden (boven) en plaats fijne punt pincet in the incisie en met een ander paar pincetten voeden de katheter in het vat (midden). Ten slotte, na voltooiing van de plaatsing van de katheter hechtdraad de katheter op zijn plaats (onder).

Figuur 4
Figuur 4. Vertegenwoordiger van de bloeddruk te meten uit een vrij bewegende bewuste dier.

Discussion

Arteriële en veneuze catheterisatie hebben in het verleden zijn gebruikt om zowel acuut als chronisch controleren de bloeddruk, monster bloed en leveren stoffen in de experimentele rat diermodel 1-4. Een groot voordeel van deze chirurgische instrumentatie is dat het mogelijk controleprocedures, met inbegrip van, bloedafname, toediening van het geneesmiddel en bloeddruk controle, uit te voeren met minimale storingen en / of stress voor het dier 1. Tal van onderzoekers hebben schriftelijke protocollen en hebben specifieke methodologieën die hun laboratorium voert de chirurgische ingreep 5-8. De video's en illustraties laten zien wat onze laboratorium heeft gevonden om succesvol te zijn met betrekking tot de femorale arteriële en veneuze catheterisatie procedure.

Ratten worden vaak gebruikt in het laboratorium voor een veelheid aan wetenschappelijke studies door hun kleine formaat en het gemak in het omgaan. Er zijn verschillende locaties waar een chronischecatheter kan worden geplaatst binnen een dier, met inbegrip van de halsslagader, abdominale aorta, halsslagader en de liesslagader, om een ​​paar te noemen. De rat femorale locatie voor chronische catheterisatie resulteert in een toename van de lengte van de katheter doorgankelijkheid en had de snelste herstel van de pre-operatieve dier gewicht in vergelijking met andere katheter locaties 9.

Tal van onderzoekers hebben gebruikt inwonende katheters voor zowel acute als chronische bloedafname 1-5,11-13. In veel studies meerdere bloed trekt zijn vereist van een dier en externe canulatie / catheterisatie is een methodiek die voordelig is als gevolg van de niet-traumatische aard en bovendien kan worden gedaan terwijl het dier bij bewustzijn is, is dus niet beperkt door de effecten van anesthetica en ook kan het dier vrij te bewegen 1,10. De beste methode om bloedmonsters te verkrijgen en om stresshormonen te meten bij knaagdieren is lang gedebatteerd 6,13. Met betrekking tot farmacokinetische Studies, catheterisatie van het onderzoek dier vergunningen herhaalde bloedafname met minimale terughoudendheid bij het gebruik van een chronisch geïmplanteerde katheter systeem. Bovendien hebben studies toonden een verminderde basale concentraties van adrenaline, noradrenaline en dopamine in het plasma van vrij bewegende ratten (jugularis katheter) in vergelijking met dieren die zijn behandeld (30 seconden) en of belemmerd (5 minuten) 14. Een extra methode waarmee tot een toename van stress te onderscheiden is door het meten van plasma corticosteron niveaus. Eerder werd gesuggereerd dat zelfs drie tot vier dagen van de chirurgische hersteltijd na de plasma corticosteron niveaus waren verhoogd in de chronische gecanuleerde rat 15. Echter, recente verbeteringen in de methodologie vastgesteld dat er geen verschillen in de baseline plasma corticosteron niveaus in de halsader gecanuleerde ratten vergeleken met ratten uncannulated 16. Daarnaast, HPLC methode voor het corticosteron analyse bleek ook dat corticostereen niveau worden verhoogd door de terughoudendheid spanning, maar stabiel na jugularis katheterisatie 16.

Een extra gebruik van chronische catheterisatie is het meten van de bloeddruk en de hartslag bij knaagdieren. Er zijn meerdere methoden die worden gebruikt om de bloeddruk en de hartslag in de rat te meten, deze omvatten de niet-invasieve staart manchet methodologieën, radiotelemetrie procedures en directe inwoning katheters. Elke methode heeft zijn voor-en nadelen, die in detail beschreven in andere publicaties. Inwonende met vloeistof gevulde catheters kunnen worden geïmplanteerd in meerdere slagaders in de rat. De femorale slagader is, maar een slagader die gebruikt kan worden voor deze maatregel. Voor de bloeddruk / hartslag maatregelen, is het distale uiteinde van de katheter aangesloten op een gekalibreerde drukopnemer. De katheter kan worden gehuisvest in een beschermende bron die is aangesloten op een draaibare het vrije verkeer van het dier toe te staan, of bevestigd aan een knop surgiautomatisch geïmplanteerd om het dier. Inwonende katheters hebben het voordeel van het minimaliseren van de langdurige stress op het dier 17,18. Bovendien zijn de materialen goedkoop zijn, calibratie is gemakkelijk voor de druk maatregelen en continue lange termijn maatregelen kan worden verkregen onder omstandigheden van relatief lage belasting voor tal van week 19. We zouden nalatig zijn als we niet vermelden dat er nadelen aan deze techniek, met inbegrip van, het is een chirurgisch invasieve techniek, is het onderhoud van de katheter nodig is om doorgankelijkheid, beschadiging van de slagader als gevolg van de implantatie van de katheter en de te behouden potentieel van de infectie een paar te noemen.

Voor chronische maatregelen van de bloeddruk direct opnames van chronisch geïmplanteerde arteriële katheters zijn meer technisch uitdagende, maar zijn nauwkeuriger en kan continu worden gedaan zonder het verstoren van de dieren. Staart-manchet metingen zijn minder nauwkeurig, maar ze geen operatie nodig en kan ook worden herhaalded. Staart-manchet methodologieën hoeft te worden en behandeling als verwarming van het dier aan de staart schepen verwijden de opsporing van de pols 20 te vergemakkelijken. Omgaan met en de toegevoegde hitte stress kan invloed hebben op de bloeddruk gemeten, dus niet de verstrekking van echt accurate maatregelen. Bovendien is de niet-direct-tail cuff-methode niet gemakkelijk kunnen gelijktijdig bloedafname of toediening van het geneesmiddel.

Een extra manier waarop directe maatregel kan worden bereikt, is met behulp van telemetrie methodologie. Telemetrie maakt van hoge kwaliteit opnames van de bloeddruk (en andere maatregelen) continu gedurende langere tijd bij bewustzijn vrij bewegende dieren, zonder terughoudendheid of verdoving 18. Echter, telemetrie apparaten, terwijl ideaal zijn erg duur. In vergelijking met telemetrie, katheterisatie voordelen zijn: verminderde "setup" en de operationele kosten, de mogelijkheid om gemakkelijk te beheren drugs en gemakkelijk te nemen bloedmonsters in bewustzijn vrij bewegende dieren. Het beheerdion van drugs en stoffen, en het verkrijgen van bloedmonsters uit het onderzoek dier kan worden gedaan, terwijl minimaal verstoren van de dieren, dus het minimaliseren van stress bij het dier en waardoor een nauwkeuriger meten.

Disclosures

De productie en de vrije toegang van deze video-artikel wordt gesponsord door ADInstruments.

Acknowledgments

De auteurs willen dr. Andrew King, PhD en Katrina Koning erkennen voor de bijdrage van de illustraties. NIH subsidie: R00HL087927.

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Arterial Catheter Consumable SAI Infusion RFA-01
Venous Catheter Consumable Scientific Commodities Inc. BB518-20 & BB31785-V/2
27g 1/2" Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991113
23g 1/2" Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991109
PowerLab/8SP Equipment ADInstruments ML765
Quad Bridge Equipment ADInstruments ML118
LabChart 7.2 Software ADInstruments
BP Transducer with stopcock & Cable Equipment ADInstruments MLT844
Single Channel Swivel Equipment Instech Laboratories, Inc 375/22PS
Single Axis-Counter Balance Swivel Mount Equipment Instech Laboratories, Inc CM375BP
Covance Infusion Harness Equipment Instech Laboratories, Inc CIH105
Table Top Isoflurane Anesthesia Unit Equipment Protech International, Inc. 61020
Rodent Anesthesia Mask Equipment Protech International, Inc. RAM-02
Rodent Induction Chamber Equipment Protech International, Inc. RIC-01
Anesthesia Gas Filter Canister Equipment Protech International, Inc. 80120
Tabletop Laminar Flow Hood Equipment Sentry Air Systems, Inc. SS-200-WSL
Oster Golden A5 Equipment Oster Professional Products 78005-140
Fiber Optic Light with Dual Gooseneck Guide Equipment LW Scientific, Inc. ILL-1502-DGG1
Deltaphase Isothermal Pad Equipment Braintree Scientific, Inc. 39DP
Cotton-Tipped Applicators Consumable Solon Manufacturing Company 36200
Gauze Sponges 2"x2" Consumable Kendall 2146
5-0 Nylon Suture Consumable Ethicon Inc. 661G
4-0 Silk Suture Consumable Deknatel 8-S, 136075-0208
Tissue Adhesive Consumable 3M 1469SB
Splinter & Fixation Forceps Equipment George Tiemann & Co. 160-55
Student Tissue Forceps Equipment Fine Science Tools 91121-12
Micro Forceps/Bracken Forceps Equipment George Tiemann & Co. 10-1942
Extra Fine Graefe Forceps Equipment Fine Science Tools 11152-10
Olsen-Hegar Needle Holder Equipment Fine Science Tools 12002-12
Student Halsted-Mosquito Hemostat Equipment Fine Science Tools 91308-12
Rochester Pean Forcep Equipment Biomedical Research Instruments 31-1640
Student Surgical Scissors Equipment Fine Science Tools 91402-12
Dumont Forceps Equipment Fine Science Tools 11251-35
Micro Dissecting Scissors Equipment George Tiemann & Co. 160-210
Strabismus Scissors Equipment Fine Science Tools 14075-11
Hartman Hemostat Equipment Fine Science Tools 13003-10
Tissue Scissors Equipment George Tiemann & Co. 160-150
Retractor Equipment Custom Made

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tabata, Y., Chang, T. M. Intermittent vascular access for extracorporeal circulation in conscious rats: a new technique. Artif. Organs. 6, 213-215 (1982).
  2. Chester, J. F., Weitzman, S. A., Malt, R. A. Implantable device for drug delivery and blood sampling in the rat. J. Appl. Physiol. 59, 1665-1666 (1985).
  3. Koeslag, D., Humphreys, A. S., Russell, J. C. A technique for long-term venous cannulation in rats. J. Appl. Physiol. 57, 1594-1596 (1984).
  4. Hall, R. I., Ross, L. H., Bozovic, M., Grant, J. P. A simple method of obtaining repeated venous blood samples from the conscious rat. J. Surg. Res. 36, 92-95 (1984).
  5. Burt, M. E., Arbeit, J., Brennan, M. F. Chronic arterial and venous access in the unrestrained rat. Am. J. Physiol. 238, H599-H603 (1980).
  6. Cocchetto, D. M., Bjornsson, T. D. Methods for vascular access and collection of body fluids from the laboratory rat. J. Pharm. Sci. 72, 465-492 (1983).
  7. Rigalli, A., E, D. L. V. Experimental surgical models in the laboratory rat. CRC Press. New York. (2009).
  8. Waynforth, H. B. F.P.A. Experimental and surgical tehcnique in the rat. Elsevier Academic Press. Burlington. (2007).
  9. Yoburn, B. C., Morales, R., Inturrisi, C. E. Chronic vascular catheterization in the rat: comparison of three techniques. Physiol. Behav. 33, 89-94 (1984).
  10. Staub, J. F., Coutris, G. A technique for multiple, high-rate blood samplings via an external cannula in rats. J. Appl. Physiol. 46, 197-199 (1979).
  11. Steffens, A. B. A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal. Physiol. Behav. 4, 833-836 (1969).
  12. Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat. Brain. Res. Brain. Res. Protoc. 10, 84-94 (2002).
  13. Vahl, T. P. Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 289, E823-E828 (2005).
  14. Buhler, H. U., da Prada, M., Haefely, W., Picotti, G. B. Plasma adrenaline, noradrenaline and dopamine in man and different animal species. J. Physiol. 276, 311-320 (1978).
  15. Fagin, K. D., Shinsako, J., Dallman, M. F. Effects of housing and chronic cannulation on plasma ACTH and corticosterone in the rat. Am. J. Physiol. 245, E515-E520 (1983).
  16. Ling, S., Jamali, F. Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay. J. Pharm. Pharm. Sci. 6, 246-251 (2003).
  17. Fink, G. D., Bryan, W. J., Mann, M., Osborn, J., Werber, A. Continuous blood pressure measurement in rats with aortic baroreceptor deafferentation. Am. J. Physiol. 241, H268-H272 (1981).
  18. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J. Pharmacol. Toxicol Methods. 44, 361-373 (2000).
  19. Wang, J., Tempini, A., Schnyder, B., Montani, J. P. Regulation of blood pressure during long-term ouabain infusion in Long-Evans rats. Am. J. Hypertens. 12, 423-426 (1999).
  20. Bunag, R. D. Facts and fallacies about measuring blood pressure in rats. Clin. Exp. Hypertens. A. 5, 1659-1681 (1983).
Femorale arteriële en veneuze catheterisatie voor bloedafname, Drug Administration en bewust Bloeddruk en hartslag metingen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496, doi:10.3791/3496 (2012).More

Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496, doi:10.3791/3496 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter