Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Femoral arteriell och venös Kateterisering för Blodprovstagning, Drug Administration och medvetna Blodtryck och hjärta Mått Rate

Published: January 24, 2012 doi: 10.3791/3496

Summary

Kronisk kateterisering av blodkärl hos råtta krävs ofta för administration av ämnen, få blodprov under en period eller för direkt medvetna blodtryck mätningar. Lårbenshals arteriell kateter i råtta och motsvarande mätningar av blodtryck hos den medvetna djuret kommer att demonstreras.

Abstract

I flera utbildningsområden, tillgång till cirkulationssystemet i laboratoriestudier är nödvändig. Farmakologiska studier på råtta med kroniskt inopererade katetrar tillåta forskare att effektivt och humant administrera ämnen, utföra upprepade blodprov och hjälper medvetna direkta mätningar av blodtryck och hjärtfrekvens. När katetern implanteras långsiktiga provtagningen är möjligt. Patency och kateter livet beror på flera faktorer, inklusive låset används lösningen, rodnad regim och kateter material. Denna video kommer att visa metodiken i lårbensartären och venös kateterisering av råtta. Förutom videon kommer att visa användningen av femorala venösa och arteriella katetrar för blodprovstagning, administrering av läkemedel och användning av arteriell kateter i mätningar av blodtryck och hjärtfrekvens på ett medvetet fritt röra råtta. En tjuder och sele ansluten till ett vridbart system som gör det möjligt för djuret att hoanvänds och har prover som tagits av forskaren med minimala avbrott för djuret. För att upprätthålla öppetståendet av katetern är en noggrann dagligt underhåll av katetern som krävs med lås-lösning (100 U / ml hepariniserat koksaltlösning), maskin-jord trubbig spets nålar sprutor och användning av sprutans filter för att minimera eventuella föroreningar. Med försiktig aseptisk kirurgisk teknik, rätt material kateter och noggrann kateterteknik underhåll, är det möjligt att upprätthålla patentet katetrar och friska djur under lång tid (flera veckor).

Protocol

1. Före start kirurgiskt ingrepp

Obs: Innan du påbörjar något djur rutiner se till att du har fått vederbörligt tillstånd genom din institution / organisation. Som med alla överlevnad operationer, se till att ingreppet sker under sterila förhållanden och lämplig smärtstillande och behövde antibiotika används för ett lyckat resultat.

  1. Innan du påbörjar kateterisering förfarande utvärdera katetrar genom att spola dem med steril koksaltlösning för att säkerställa att de är patent.
  2. Bedöva råtta.
  3. Förbered råtta för det kirurgiska ingreppet.
    1. Raka pälsen från kirurgiska områden, bland annat nacken (mellan skulderbladen) och det inre benet regionen.
    2. Använda Betadine och en 70% etanol skrubba respektive skrubba rakade kirurgiska områden med början i mitten och göra en rund sveper utåt. UpprepaDetta 3 gånger för varje region, avslutning med en slutlig rengöring med 70% etanol.
    3. Placera djur på en steril yta och plats steril duk över kirurgiska områden. (Användningen av Press-n-Seal är en idealisk kirurgisk drapering gör utredaren att övervaka djuret under hela förfarandet.)
  4. Se till att alla kirurgiska verktyg för det kirurgiska ingreppet har steriliserats.

2. Beredning av kirurgiska Områden för kateter Placering

  1. Med den råtta om utsatta (på magen), gör ungefär en ½ tum (12 mm) horisontellt snitt på baksidan av halsen på nivå med skulderbladen med sax eller en skalpell, så trubbig dissekera en subkutan "ficka" i baksidan ungefär storleken av ett kvartal. Detta kommer att användas som ett område att placera en liten mängd slang som kommer att kompensera för djurens tillväxt och / eller rörelse, dvs så att katetern inte dras på och därmed bort från artär var det ställed i. (Alternativt detta steg kan utföras omedelbart före tunnling katetern.)
  2. Placera råttan på rygg (ryggläge) och gör ett snitt i ljumsk området [ungefärliga ½ tum (12 mm) snitt längs naturliga vinkel bakben.
  3. Blunt dissekera att separera bindväv (figur 1) (kan använda trubbig spets saxar, peanger, bomullspinnar, etc.) (vanligtvis genom att hålla din trubbigt tippade sax och / eller kompresser bomull i 45 graders vinkel Detta säkerställer enklare lokalisering i regionen av intresse) tills femoral artär och ven exponeras.
    1. Venen är mörk röd färg och artären är klarare och ljusare än venen. Den nerv som löper längs artären är vitaktig i tonen.
  4. Blunt dissekera i benet regionen för att göra ett litet öppet område under huden (dvs ficka, ungefär storleken av ett kvartal) längs insidan av benet för placering av en liten del av catheter (igen för att ta hänsyn till djurens rörelser och tillväxt av djuret om kroniska placering).
  5. Placera upprullningsdon i snitt området så att du till fullo kan visa artär och ven.
  6. Använda fin spets pincett försiktigt separera nerv (vitaktig i färg) som är längs lårbensartären bort från artär och ven. (Figur 2) Var noga med att inte skära eller skada nerven.
  7. Separera artär och ven som en enhet, försöker avslöja ett ungefär ¼ tum (5-7 mm) längd avsnitt av artär / ven.
  8. Upprepa processen att separera venen från artären. Håll din kirurgiska instrument (dvs. fin spets pincett) vinkelrätt mot fartyg och separata fartygen parallellt. Detta hjälper till att undvika bristningar, stickande eller skada fartyg. Genom att placera fin spets pincetten försiktigt mellan artär och ven från undersidan och långsamt öppnar pincett och upprepa detta kommer du att skilja långsamt fartygen. Obs: om du gör riva eller iaktta någrablödning använda en steril bomullspinne och / eller 2 x 2 gasväv och placera trycket på området tills blödningen har slutat, sedan fortsätta med operationen.

3. Tunneling katetern

  1. Placera steril koksaltlösning indränkt 2 x 2 kompress över snittet och vända djuret till mage.
  2. Placera Rochester Pean pincett (lång rak tång) i snitt på baksidan som gjordes tidigare och vägleda pincetten subkutant ner tillbaka till nivån på höfterna [se tips på peanger är riktad uppåt, (inte mot ryggraden ) för att undvika skada på ryggmärgen]. Ungefär höften vända hemostat spetsen mot snittet som gjordes i benet regionen och tryck spetsen på peanger ur beredd benet snittet.
  3. Ta försiktigt tag i slutet av katetrar (inte slutet som kommer att införas i artär / ven) med pincett och dra försiktigt katetrar genom hålrum som gjordesoch slutligen ut halsen snittet.
  4. Placera lämplig slö-tip nål spruta fylld med 20 U / ml heparin / saltlösning på slutet av respektive katetrar och fyll katetrar (se till att det inte finns några luftbubblor) med hepariniserat / saltlösning. Återigen kontrollera att katetrar är patent och ingen skada har kommit till katetrar. Låt sprutor fäst i änden av katetern linjer för att säkerställa att ingen luft kan komma in i katetern linjer och slå råttan på rygg igen.

4. Sätta i Katetrar i Femoral ven och artär (Figur 3)

  1. Placera en vikt bit steril 4,0 silke / tråden under femoral ven och skär den sedan siden vid den vikta änden. Det kommer nu att två bitar av siden i venen. Eller alternativt, placera 2 st 4,0 siden under ven individuellt.
  2. Separera silke som du placeras under ven, ett stycke mot benet (distala änden) och den andra mot kroppen. Tdvs en lös ligatur på sidan närmast kroppen, sedan med hjälp av små peanger, ta tag i siden och dra lärde men dra inte åt knuten. Dra den andra stycke siden så långt som möjligt mot benet (distala änden) och binda detta till en trippel knut, ta tag i siden med små peanger och dra undervisade. Denna metod gör det möjligt för ven att fylla med blod, vilket gör det lättare att göra snittet som krävs för att sätta in kateter (steg 4).
  3. Plats 1-2 droppar av lidokain på ven.
  4. Använda Vanna mikro-dissekera sax, gör ett litet snitt i venen ungefär ¼ genom och i 45 graders vinkel.
  5. Placera spetsig pincett (45 tång) i snitt och med en annan pincett, noggrant foder i venen kateter. Öppna försiktigt pincett som läggs i venen, eftersom detta gör det möjligt för forskare att försiktigt placera venkateter under pincett och in i venen.
  6. När katetern är helt isatt (lämpligax. 6-7 cm) (när du gör katetern ett märke placeras på katetern att hjälpa kirurgen att identifiera när katetern är korrekt isatt) (detta placerar venkateter i buken vena cava), dra åt främre ligatur runt venen och kateter, binda en trippel knut (se till att det inte är blockerade venen). Använd siden sutur nära benet (bakre ligatur) för att åter säkra kateter (trippel knut) och se till placering. Sakta dra tillbaka sprutan tills det finns lite blod syns i katetern, vilket bidrar till att säkerställa att suturen knop är inte för hårt och att katetern är funktionell. Efter kontroll, tryck in kolven tills blodet inte längre är synlig i katetern.
    Obs: det är möjligt att sätta in två katetrar i lårbenshals ven om det behövs.
  7. Upprepa steg 9-13 för att placera en lårbensartären kateter med följande undantag:
    1. Knyt siden närmast benet (bakre) med en trippel knut och dra tauGHT innan binda lösa ligatur nära kroppen (främre) innan du köper snittet för katetern placering. Detta gör det möjligt artären för att fylla med blod vilket gör det lättare att skära. Se till att proximala suturen dras lära sig att täppa till artären före styckning artären. Detta för att undvika blodförlust när snittet görs.
    2. Sätt arteriell kateter ca 5 cm från femoralis (detta placerar katetern i bukaorta).
    3. När säkra katetern med suturer och se till att sutur inte är för snäv och blockerade katetern.

5. Kirurgiska Wrap-up

  1. Gör en krona till kvartal stora slinga i katetrar och plats på insidan av benet (på slingan ska passa i området som var trubbiga dissekeras tidigare). Efter att båda katetrar, säkra dem med 1-2 stygn av 5,0 kirurgiska sutur i muskeln lagret.
  2. Stäng snitt med 4,0 Ethilon med icke-kontinuerlig suturES.
  3. Slå råttan på dess mage och göra en annan slinga i katetrar om storleken av ett kvartal och plats i fickan dissekerade i ryggen. Stäng snitt med sutur.
  4. Med hjälp av en droppe vetbond, säkra katetrar i ryggen.
  5. Spänn fast katetrar vid de bakre snittet med vadderade peanger och ta bort sprutorna från ändarna.
  6. Montera råtta med ett tjuder-typ jacka, mössa av katetrar (att upprätthålla heparin lås) och ta bort vadderade peanger.

- För långsiktiga underhållet byta kateter saltlösning med 20 U / ml heparin / saltlösning.

6. Underhåll av kateter (sterila handskar bör bäras under förfarandet)

  1. Spänn katetern med vadderade pincett.
  2. Ta bort katetern kontakten.
  3. Placera en trubbig spets spruta med lås lösningen på katetern.
  4. Unclamp tången.
  5. Fyll katetern med låset lösning (volym är pre-DETErmined-typiskt 0,3 ml).
  6. Kläm katetern vid spolning för att förhindra backflöde av blod i kateterspetsen och ta bort sprutan.
  7. Byt ut katetern kontakten.
  8. Unclamp tången och tryck försiktigt koppla in något till att inget blod i spetsen av katetern.

7. Blodprovstagning (sterila handskar bör bäras under förfarandet)

Spänn katetern med vadderade pincett.

  1. Ta bort katetern kontakten.
  2. Dra långsamt upp låset med hjälp av en trubbig spets spruta och kassera.
  3. Fäst provtagning sprutan katetern och långsamt dra tillbaka provet.
  4. Spänn katetern med vadderade pincett och placera en spruta med lås lösningen på katetern och åter fylla kateter med låset lösningen.
  5. Kläm katetern medan påfyllning katetern med lösningen.
  6. Sätt katetern kontakten.
  7. Ta bort vadderade pincett och tryck försiktigt t han koppla in något ytterligare.

8. Drug Infusion

  1. Spänn katetern med vadderade pincett.
  2. Ta bort katetern kontakten.
  3. Dra långsamt upp låset med hjälp av en trubbig spets spruta och kassera.
  4. Fäst drog fyllda sprutan till katetern och ingjuta ämnet i djuret.
    • man kan använda en 3-vägs kran samt en mellanliggande om flera injektioner behövs, vilket kräver mindre vätska infusion i djuret.
    • en kan också bifoga en konstant infusionspump spruta med ett sterilt filter för kontinuerliga infusioner.
  5. Klämma med vadderad pincett och placera en spruta med lås lösningen på katetern och åter fylla kateter med låset lösningen.
  6. Kläm katetern medan påfyllning katetern med lösningen.
  7. Sätt katetern kontakten.
  8. Ta bort vadderade pincett och tryck försiktigt in kontakten i något ytterligare.
e "> 9. Blodtryck och puls Provtagning

  1. Kläm fast arteriell kateter med vadderad tång och ta bort katetern kontakten.
  2. Fäst den arteriella linjen till tryckgivaren.
  3. Följ tillverkning instruktioner för användning av programvara för blodtrycket samlingen.
  4. Vid ingående av blodtrycket perioden, med vadderade pincett klämma katetern och koppla från givaren.
  5. Spola katetern med låset lösningen och byta kateter kontakten som beskrivs ovan.

10. Representativa resultat

En representant blodtryck åtgärd tagits från ett medvetet fritt rörliga djur och visas i Figur 4. Fenylefrin (3 ug / kg, iv), en alfa-1 adrenerga receptoragonist, gavs ut i lårbenshals ven linje för att öka blodtrycket och samtidigt mäta blodtrycket från femorala arteriella linjen. Phentolamine (4 mg / kg, iv),en icke-selektiva alfa-adrenerg antagonist, har sedan ges för att sänka blodtrycket.

Figur 1
Figur 1. Dissektion av vävnad. Med den råtta på ryggen, har du gjort ungefär en ½ tum (12 mm) snitt på vinkeln på bakbenet och använda trubbig sax eller peanger du kommer trubbigt dissekera bindväv att exponera femoral artär och ven.

Figur 2
Figur 2. Separering av femoral artär och ven från bindväv.

Figur 3
Figur 3. Kateter placering. Använda Vanna mikro-dissekera sax placera ett litet snitt ca ¼ av vägen genom fartyget i 45 graders vinkel (överst) och placera spetsig pincett i the snitt och använda en annan pincett mata kateter i kärlet (mitten). Slutligen, efter avslutad placering av katetern sutur katetern på plats (botten).

Figur 4
Figur 4. Representant blodtryck åtgärd från ett medvetet fritt rörliga djur.

Discussion

Arteriella och ven kateter har historiskt använts för att både akut och kroniskt kontrollera blodtryck, prov blod och leverera ämnen i den experimentella råtta djurmodell 1-4. En stor fördel med dessa kirurgiska besättningar är att det tillåter övervakas, inklusive, blodprovstagning, administrering och monitorering av blodtryck, som skall genomföras med minimala störningar och / eller stress för djuret 1. Många utredare har skrivit protokoll och har specifika metoder enligt vilka deras laboratorium utför kirurgiska ingrepp 5-8. Den video och illustrationer visar vad vårt laboratorium har visat sig vara framgångsrik när det gäller den femorala arteriell och venös kateter förfarande.

Råttor används ofta i laboratoriet för en mängd vetenskapliga studier på grund av deras ringa storlek och bekvämlighet vid hanteringen. Det finns flera platser där en kroniskkateter kan placeras inom ett djur, inklusive halsvenen, bukaorta, halspulsådern och lårbensartären, för att nämna några. Råttan femorala plats för kronisk kateterisering resulterar i ökad längd kateter öppetståendet och hade den snabbaste återhämtningen av pre-kirurgisk djurens vikt jämfört med andra kateter platser 9.

Många utredare har använt kvarliggande katetrar för både akut och kronisk blodprovstagning 1-5,11-13. I många studier flera blod drar krävs av ett djur och externa kanylering / kateter är en metod som är fördelaktigt på grund av sin icke-traumatisk natur, dessutom kan göras medan djuret är vid medvetande, så är inte begränsad av effekterna av anestetika och även djuret kan fritt röra 1,10. Den bästa metoden för att få blodprov och mäta stresshormoner hos gnagare har varit lång debatterats 6,13. När det gäller farmakokinetiska Studies tillåter kateterisering av forskningen djuret upprepad blodprovstagning med minimal återhållsamhet när du använder en kroniskt implanterade kateter system. Dessutom har studier visat minskad basala koncentrationer av adrenalin, noradrenalin och dopamin i plasma för fritt rörliga råttor (jugulär kateter) jämfört med djur som har hanterats (30 sekunder) och eller återhållsamma (5 minuter) 14. En ytterligare metod för att urskilja ökar i stress genom att mäta plasma kortikosteron nivåer. Tidigare föreslogs att även följande tre till fyra dagar av kirurgisk återhämtning gånger att plasma kortikosteron nivåerna förhöjda i kroniska kanylerade råtta 15. Emellertid har nya förbättringar i metodik fastställt att det inte finns några skillnader i baseline plasma kortikosteron nivåer i halsvenen kanylerade råttor jämfört med uncannulated råttor 16. Dessutom avslöjade HPLC-metodik för kortikosteron analys också att corticosterett förhöjt av återhållsamhet stressen, men stabil efter jugular kateterisering 16.

En ytterligare användning av kronisk kateterisering är mätning av blodtryck och hjärtfrekvens hos gnagare. Det finns flera metoder som används för att mäta blodtryck och hjärtfrekvens hos råtta, dessa inkluderar icke-invasiva metoder svans manschetten, förfaranden radiotelemetry och direkt kvarliggande katetrar. Varje metod har sina fördelar och nackdelar, vilka beskrivs i detalj i andra publikationer. Kvarliggande vätskefyllda katetrar kan inplanteras i flera artärer i råtta. Den femoralisartären men en artär som kan användas för denna åtgärd. För blodtryck / puls åtgärder, är den distala änden av katetern kopplas till en kalibrerad tryckomvandlare. Katetern kan vara inrymt i en skyddande fjäder som är kopplad till en vridbar att tillåta fri rörlighet för djuret, eller fäst till en knapp surgitiskt implanteras för djuret. Kvarliggande katetrar har fördelen att minimera långvarig stress på djuret 17,18. Dessutom material är billiga, är kalibrering enkelt för tryck åtgärder och kontinuerliga långsiktiga åtgärder kan erhållas under förhållanden med relativt låg stress för många veckor 19. Vi skulle vara försumlig om vi inte nämna att det finns nackdelar med denna teknik, bland annat, det är ett kirurgiskt invasiva teknik, underhåll av katetern krävs för att upprätthålla patency, skador på artären på grund av implantation av katetern och potential för infektion för att nämna några.

För kronisk åtgärder som har direkta blodtrycket inspelningar från kroniskt-implanterade arteriella katetrar är mer tekniskt utmanande men är mer exakt och kan ske kontinuerligt utan att störa djuren. Tail-manschetten mätningar är mindre noggranna, men att de inte kräver operation och kan även upprepaed. Tail-manschetten metoder kräver hantering liksom uppvärmning av djuret för att vidga svansen fartyg att underlätta upptäckt av pulsen 20. Hantering och den extra värme stress kan påverka blodtrycksmätningar, vilket inte ger helt korrekta åtgärder. Dessutom tillåter den icke-direkt tail-manschetten metoden inte lätt samtidigt blodprov eller Drug Administration.

En ytterligare metod som direkt mått kan uppnås använder telemetriska metodik. Telemetri ger högkvalitativa inspelningar av blodtrycket (och andra åtgärder) kontinuerligt under långa perioder i medveten fritt flytta djur utan tvång eller bedövningsmedel 18. Men telemetri enheter medan ideal är mycket kostsamt. Vid jämförelse med telemetri, kateterisering fördelar inkluderar: minskade "setup" och driftskostnader, förmågan att snabbt administrera läkemedel och enkelt ta blodprov i medveten fritt rörliga djur. Den administrativa samarbejon av narkotika och ämnen, och få blodprover från forskningen djuret kan göras medan minimalt störande djuret, vilket minimerar stressen för djuret och ge utrymme för ett mer rättvisande mått.

Disclosures

Produktion och fri tillgång till denna video-artikeln är sponsrad av ADInstruments.

Acknowledgments

Författarna vill tacka Dr Andrew King, PhD och Katrina kung för bidraget från illustrationerna. NIH bidrag: R00HL087927.

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Arterial Catheter Consumable SAI Infusion RFA-01
Venous Catheter Consumable Scientific Commodities Inc. BB518-20 & BB31785-V/2
27g 1/2" Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991113
23g 1/2" Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991109
PowerLab/8SP Equipment ADInstruments ML765
Quad Bridge Equipment ADInstruments ML118
LabChart 7.2 Software ADInstruments
BP Transducer with stopcock & Cable Equipment ADInstruments MLT844
Single Channel Swivel Equipment Instech Laboratories, Inc 375/22PS
Single Axis-Counter Balance Swivel Mount Equipment Instech Laboratories, Inc CM375BP
Covance Infusion Harness Equipment Instech Laboratories, Inc CIH105
Table Top Isoflurane Anesthesia Unit Equipment Protech International, Inc. 61020
Rodent Anesthesia Mask Equipment Protech International, Inc. RAM-02
Rodent Induction Chamber Equipment Protech International, Inc. RIC-01
Anesthesia Gas Filter Canister Equipment Protech International, Inc. 80120
Tabletop Laminar Flow Hood Equipment Sentry Air Systems, Inc. SS-200-WSL
Oster Golden A5 Equipment Oster Professional Products 78005-140
Fiber Optic Light with Dual Gooseneck Guide Equipment LW Scientific, Inc. ILL-1502-DGG1
Deltaphase Isothermal Pad Equipment Braintree Scientific, Inc. 39DP
Cotton-Tipped Applicators Consumable Solon Manufacturing Company 36200
Gauze Sponges 2"x2" Consumable Kendall 2146
5-0 Nylon Suture Consumable Ethicon Inc. 661G
4-0 Silk Suture Consumable Deknatel 8-S, 136075-0208
Tissue Adhesive Consumable 3M 1469SB
Splinter & Fixation Forceps Equipment George Tiemann & Co. 160-55
Student Tissue Forceps Equipment Fine Science Tools 91121-12
Micro Forceps/Bracken Forceps Equipment George Tiemann & Co. 10-1942
Extra Fine Graefe Forceps Equipment Fine Science Tools 11152-10
Olsen-Hegar Needle Holder Equipment Fine Science Tools 12002-12
Student Halsted-Mosquito Hemostat Equipment Fine Science Tools 91308-12
Rochester Pean Forcep Equipment Biomedical Research Instruments 31-1640
Student Surgical Scissors Equipment Fine Science Tools 91402-12
Dumont Forceps Equipment Fine Science Tools 11251-35
Micro Dissecting Scissors Equipment George Tiemann & Co. 160-210
Strabismus Scissors Equipment Fine Science Tools 14075-11
Hartman Hemostat Equipment Fine Science Tools 13003-10
Tissue Scissors Equipment George Tiemann & Co. 160-150
Retractor Equipment Custom Made

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tabata, Y., Chang, T. M. Intermittent vascular access for extracorporeal circulation in conscious rats: a new technique. Artif. Organs. 6, 213-215 (1982).
  2. Chester, J. F., Weitzman, S. A., Malt, R. A. Implantable device for drug delivery and blood sampling in the rat. J. Appl. Physiol. 59, 1665-1666 (1985).
  3. Koeslag, D., Humphreys, A. S., Russell, J. C. A technique for long-term venous cannulation in rats. J. Appl. Physiol. 57, 1594-1596 (1984).
  4. Hall, R. I., Ross, L. H., Bozovic, M., Grant, J. P. A simple method of obtaining repeated venous blood samples from the conscious rat. J. Surg. Res. 36, 92-95 (1984).
  5. Burt, M. E., Arbeit, J., Brennan, M. F. Chronic arterial and venous access in the unrestrained rat. Am. J. Physiol. 238, H599-H603 (1980).
  6. Cocchetto, D. M., Bjornsson, T. D. Methods for vascular access and collection of body fluids from the laboratory rat. J. Pharm. Sci. 72, 465-492 (1983).
  7. Rigalli, A., E, D. L. V. Experimental surgical models in the laboratory rat. CRC Press. New York. (2009).
  8. Waynforth, H. B. F.P.A. Experimental and surgical tehcnique in the rat. Elsevier Academic Press. Burlington. (2007).
  9. Yoburn, B. C., Morales, R., Inturrisi, C. E. Chronic vascular catheterization in the rat: comparison of three techniques. Physiol. Behav. 33, 89-94 (1984).
  10. Staub, J. F., Coutris, G. A technique for multiple, high-rate blood samplings via an external cannula in rats. J. Appl. Physiol. 46, 197-199 (1979).
  11. Steffens, A. B. A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal. Physiol. Behav. 4, 833-836 (1969).
  12. Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat. Brain. Res. Brain. Res. Protoc. 10, 84-94 (2002).
  13. Vahl, T. P. Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 289, E823-E828 (2005).
  14. Buhler, H. U., da Prada, M., Haefely, W., Picotti, G. B. Plasma adrenaline, noradrenaline and dopamine in man and different animal species. J. Physiol. 276, 311-320 (1978).
  15. Fagin, K. D., Shinsako, J., Dallman, M. F. Effects of housing and chronic cannulation on plasma ACTH and corticosterone in the rat. Am. J. Physiol. 245, E515-E520 (1983).
  16. Ling, S., Jamali, F. Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay. J. Pharm. Pharm. Sci. 6, 246-251 (2003).
  17. Fink, G. D., Bryan, W. J., Mann, M., Osborn, J., Werber, A. Continuous blood pressure measurement in rats with aortic baroreceptor deafferentation. Am. J. Physiol. 241, H268-H272 (1981).
  18. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J. Pharmacol. Toxicol Methods. 44, 361-373 (2000).
  19. Wang, J., Tempini, A., Schnyder, B., Montani, J. P. Regulation of blood pressure during long-term ouabain infusion in Long-Evans rats. Am. J. Hypertens. 12, 423-426 (1999).
  20. Bunag, R. D. Facts and fallacies about measuring blood pressure in rats. Clin. Exp. Hypertens. A. 5, 1659-1681 (1983).
Femoral arteriell och venös Kateterisering för Blodprovstagning, Drug Administration och medvetna Blodtryck och hjärta Mått Rate
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496, doi:10.3791/3496 (2012).More

Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496, doi:10.3791/3496 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter