Summary
Nos proporcionan información útil para los cirujanos que están aprendiendo el proceso de implantación de electrodos de registro crónicas neuronales. Las técnicas para sistemas de electrodos tanto penetrantes y la superficie se describen en un modelo animal roedor.
Abstract
El éxito de largo plazo registros electrofisiológicos frecuencia depende de la calidad de la cirugía de implantación. Aquí le ofrecemos información útil para los cirujanos que están aprendiendo el proceso de implantación de sistemas de electrodos. Se demuestra el procedimiento de implantación de ambos un penetrante y un electrodo de superficie. El proceso quirúrgico se describe de principio a fin, incluyendo descripciones detalladas de cada paso durante todo el procedimiento. También hay que señalar que esta guía de vídeo está enfocada hacia los procedimientos llevados a cabo en modelos de roedores y otros modelos de animales pequeños. Las modificaciones de los procedimientos descritos son factibles para otros modelos animales.
Protocol
1. Procedimientos previos a los implantes (común)
- Afeitarse la parte superior de la cabeza del animal de entre los ojos para así detrás de las orejas. Use un cortaúñas eléctricos barbero para afeitar la cabeza. Frote la cabeza por primera vez con alcohol isopropílico, y luego betadine (repetir 3 veces). Aplicar lubricante ocular.
- Montar el animal en los bares del oído estereotáxicas. Dirija la punta de la barra fija del oído estereotáxica a la derecha en el conducto auditivo de la oreja derecha del animal moviendo los lados de la cabeza contra el canal. El cuidado extremo se debe tomar para asegurar que cada punta de la oreja-bar está bien colocado en el conducto auditivo. A continuación, pulse la barra de aflojar la oreja izquierda en el conducto auditivo y aplicar una ligera presión hacia el interior. Agarre el hocico del animal y mueva hacia atrás y con firmeza hacia atrás. Si el animal está montado correctamente la cabeza se sentirá rígidamente montado.
2. Pre-implantación Cirugía (común)
- Con un par de tijeras finas, cortar dos circ medioles de la hacia fuera la línea media, la eliminación parcial del cuero cabelludo
- Raspe y eliminar el tejido conectivo periostio que se adhiere al hueso. Raspando con un borde romo como el lomo de una hoja de bisturí o la punta de un hisopo de algodón estéril minimizar el sangrado debido a los capilares será aplastado en lugar de cortar sin problemas. A controlar el sangrado del hueso con cera ósea o una plancha de cauterización.
- Desinfectar y limpiar la superficie del hueso utilizando peróxido de hidrógeno. Seque el hueso para que las suturas craneales más claramente visible. El bregma y lambda puntos deben tenerse en cuenta y se utiliza para nivelar la cabeza. La ubicación de craneotomía y el implante de electrodo debe medirse con respecto a Bregma y pueden ser temporalmente marcado con un lápiz o mediante la perforación superficial en la superficie. La ubicación craneotomía dependerá de los objetivos de la experimentación del estudio (es decir, del motor, los experimentos sensoriales) 1.
- Taladre orificios para tornillos en el hueso y colocar el suelo y estabilizar stripulaciones. Siempre use acero inoxidable o de tornillos de titanio. Joyero pequeño tornillos (por ejemplo # 2-56, o 00-80 #) con que muchos hilos por pulgada como sea posible es deseable.
3. Procedimientos de electrodos del implante de silicona
- Perforar la craneotomía tras el implante de tornillos. Haga cuatro marcas superficiales piloto de las esquinas de la craneotomía. Utilizando marcas piloto como una guía taladrar el perímetro de la craneotomía. Retire la masa del centro del hueso que no fue perforado con un par de pinzas robustas. El borde de la craneotomía abierta puede ser necesario limpiar con más perforaciones. Piezas delgadas de hueso puede ser cortada con un par de microrongeurs. Planee su cirugía con cuidado para evitar los grandes vasos sanguíneos, tales como el seno sagital, que pueden aparecer dentro de 0,5 mm de la sutura línea media longitudinal 1. La punción del seno sagital puede causar sangrado abundante. Duramadre expuesta debe mantenerse hidratado con aCSF o solución salina.
- Para perforar la duramadretendrá que forma un pequeño gancho con una aguja hipodérmica estéril de calibre pequeño (por ejemplo, <calibre 28). Tomar el bisel de la aguja y presione contra una superficie plana firme (tal como la parte plana de un bisturí) inclinando ligeramente para formar una curva de 90 grados en el punto. Utilizar el gancho para coger la superficie de la duramadre, y levante hacia arriba desde la superficie del cerebro. La duración se puede cortar con tijeras micro o puede desgarrarse con los movimientos laterales del gancho de la duramadre. Tenga cuidado para evitar los vasos sanguíneos en la superficie del cerebro cuando se utiliza el gancho duramadre. Usted debe notar CSF escapen cuando se reseca y dura una diferencia en el color de la superficie de la duramadre.
- Cuidado de instalar el cable de tierra del electrodo de silicio alrededor de la base del tornillo de tierra, y el tacto en su sitio con cemento dental. Los electrodos de silicio se debe colocar con cuidado para que los conductores de los cables electrodos se arqueaba sobre la craneotomía.
- Los implantes se colocan mediante un motor lineal del actuador placed en un aparato estereotáxico. Para fijar el electrodo a la inserción del dispositivo, polietileno glicol (PEG) se calienta con un soldador y se aplicó a la inserción del vástago y el electrodo de registro.
- Con el electrodo asegurado, de forma manual bajar la punta del electrodo a la ubicación deseada estereotáxica en la superficie del cerebro.
- Mediante la interfaz de software para el actuador lineal, mover el electrodo en la profundidad deseada dentro del tejido cerebral.
- Fijar el electrodo de registro en el cerebro uniendo PEG de un tornillo adyacente al cable de electrodos. Ahora puede retirar el electrodo del dispositivo de inserción mediante la adición de solución salina para disolver el PEG unido. Levante el dispositivo de inserción fuera de la craneotomía y repita para cada electrodo.
- Cubra la craneotomía expuesto con Gelfoam empapado de solución salina. Un polímero de silicona se utiliza entonces para cubrir el cable de electrodos y protegerlo de la acrílico dental. Coloque el conector en la finalubicación, a continuación, aplicar acrílico dental para hacer un casquete robusto.
4. MicroECoG Procedimientos de electrodos del implante
- La implantación del electrodo microECoG implicará una craneotomía un poco más grande. Para un dispositivo de 5 x 5 mm, un 6 x 6 mm craneotomía debe ser hecha. Antes de perforar la craneotomía, curable por UV acrílico dental se aplica a la periferia del sitio craneotomía mientras que todavía está seco y no en peligro de tocar la duramadre o PIA.
- Un taladro quirúrgico estéril se utiliza con una rebaba # 107 para perforar la superficie del hueso en la forma general de la craneotomía. Cuanto más pequeño # 106 rebaba puede entonces ser utilizada para taladrar el resto del hueso hacia abajo a una capa fina transparente. Rongeurs entonces será capaz de levantar el trozo restante de los huesos. El microECoG se puede implantar por vía epidural o subdurales. Una vez más, mantener la duramadre bien hidratado con LCR artificial o solución salina.
- Con el fin de implantar el microECoG, colocar un brazo estereotáxica en la OPEcráneo n, y asegurar el electrodo al brazo con cinta estéril. El electrodo de ahora se puede bajar hacia abajo en la craneotomía. Asegúrese de que los sitios de los electrodos estén hacia abajo y se toma contacto con la duramadre o superficie pial. Si se mantiene húmeda, el electrodo debe deslizarse sobre el tejido y se quedará en su lugar.
- El cable de tierra está conectado al tornillo de tierra por envolver alrededor de al menos tres veces sobre sí misma y bajo. El tornillo de tierra puede ser cualquier tornillo que ha entrado en contacto con la duramadre. El alambre de referencia también puede ser atado al tornillo de referencia de la misma manera.
- Pequeñas piezas de Gelfoam empapado salina debe ser colocado alrededor del electrodo donde hay duramadre o PIA expuesta. Una pequeña cantidad de solución salina Gelfoam empapado también debe cubrir la parte superior del electrodo de película delgada. Curable UV acrílico dental puede aplicarse a la parte superior de la Gelfoam y se puede utilizar para crear una tapa del cabezal estable. El acrílico es aplicada directamente a la delgada película de cable Covering hasta que el conector se alcanza. Tenga cuidado de no cubrir más allá de la parte inferior de la tapa del conector.
- Por otra parte, la implantación de la microECoG en 4.3 puede ser seguida inmediatamente por la implantación de una matriz de microelectrodos de silicio (pasos 3,2-3,6) a través de pequeños agujeros que se fabrican en el sustrato microECoG. Esto permite el registro simultáneo de las dos unidades individuales a distintas profundidades, junto con grabaciones de alta resolución de campo de la superficie del cerebro circundante.
5. La recuperación postoperatoria
- Después de que el cemento ha endurecido completamente, suturar la piel con fuerza alrededor de la cabeza la tapa y sacar el animal del marco estereotáxico.
- Aplique polvo antiséptico o ungüento antibiótico copiosamente alrededor de la herida. Si hay algún sangrado de los oídos, y colocar un poco de antibiótico en el canal auditivo.
- Mantener al animal caliente como los barbitúricos evitar que el animal mantiene su calor corporal. Casa each crónicamente implantados animal en una jaula aparte. Por lo general tarda de cuatro a siete días para que el animal pueda recuperarse completamente de la cirugía.
6. Los resultados representativos
Un electrodo con éxito la cirugía de implantes de silicona se han registrando los sitios con impedancias que miden entre 500kOhm-2MOhm, y de película delgada electrodos entre 10kOhm-50Kohm (a 1 kHz). La señal neuronal se puede comprobar inmediatamente después de la cirugía también. Debería ser capaz de ver los picos en los electrodos implantados y ver oscilaciones lentas de onda en el electrodo de película delgada superficie (Figura 1).
Figura 1. Los resultados representativos de la actividad de unidad y las oscilaciones ECOG. A) Ancho de banda de datos de 6 canales simultáneamente grabadas de un electrodo implantado crónica de silicio en el neocórtex. Tenga en cuenta que los picos de frecuencia puede verse a través de los sitios de grabación. b) EOscilaciones CoG de 6 canales de un 16-canal de película delgada matriz de electrodos uECoG en la superficie del cerebro. La media de las 16 señales fueron retirados de cada línea (promedio de referencia común), y 500 Hz, filtro digital de paso bajo se aplica.
Discussion
Hay un interés creciente en el uso de interfaces multicanal intracortical y la superficie de grabación para la investigación de la función cerebral 2, proporcionando microestimulación 3, o señales de control para sistemas de neuroprosthetic 4,5. Los métodos descritos en este video se muestra cómo implantar sistemas de electrodos penetrantes crónicas y la superficie. Mientras que otros sistemas de silicio crónicas de electrodos existen 6, nos hemos centrado en la implantación de electrodos planos desarrollados por NeuroNexus Tecnologías de 7,8. Las técnicas para la implantación de otros sistemas de electrodos puede variar considerablemente.
De los pasos quirúrgicos descritos, el montaje del animal en las barras del oído estereotáxicas puede ser la más difícil y el paso más importante para determinar la precisión de la colocación de los electrodos implantados. El cuidado extremo se debe tomar, por lo tanto, suponer que cada punta de la oreja-bar está bien colocado en el conducto auditivo. Después de Assurana vez que la punta de la oreja-bar se encuentra en el conducto auditivo de la oreja derecha del animal, liberar el cuello del animal con la mano derecha, mientras que el dedo pulgar izquierdo y el dedo índice continuará apoyando la cabeza y aplicar la presión de la cabeza contra la punta de la oreja-bar. Con la mano derecha, presione la barra suelta la oreja izquierda en el conducto auditivo y aplicar una ligera presión hacia el interior. Mueva el lado izquierdo de la cabeza del animal hacia abajo y hacia adelante y alrededor de todo hasta que pueda sentir la oreja izquierda-barra de deslizamiento punta en el conducto auditivo. Con la mano derecha, seguir aplicando la presión en la barra de la oreja izquierda. Suelte la cabeza del animal y, con la mano izquierda ahora libre, apriete el tornillo de la barra de la oreja izquierda.
Disclosures
DRK es uno de los dueños de las Tecnologías de NeuroNexus.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por el Centro de Tecnología de Comunicación Neural (CNCT), un Centro de Recursos P41 financiado por el Instituto Nacional de Bioingeniería e Imágenes Biomédicas (NIBIB, P41 EB002030) y apoyado por los Institutos Nacionales de Salud (NIH). Los autores desean agradecer a Río Vetter de las Tecnologías de NeuroNexus para el desarrollo de técnicas quirúrgicas, y Paras Patel, de la Universidad de Michigan para la elaboración de la lista de los equipos utilizados durante las cirugías.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bone Screw - #2-56 x 3/16, phillips pan head, 18-8 S/S | BoltDepot | 7650 | |
| Bone Screw - #2-56 x 1/8, phillips pan head, 18-8 S/S | BoltDepot | 9617 | |
| Large Oxygen Tank - Size K | Cryogenic Gases | OXKME | |
| Small Oxygen Tank - Size E | Cryogenic Gases | OXYE-AL | |
| Vannas-Tubingen Spring Scissors - 2.5mm Blade, Angled | Fine Science Tools | 15002-08 | |
| Dumont #5 Forceps, Teflon | Fine Science Tools | 11626-11 | |
| Dumont #5 Forceps, Dumostar | Fine Science Tools | 11295-10 | |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Adson Forceps | Fine Science Tools | 11006-12 | |
| Friendman-Pearson Ronqeur, Curved | Fine Science Tools | 16221-14 | |
| Iris Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | |
| Vannas-Tubingen Spring Scissors - 5mm Blade, Straight | Fine Science Tools | 15003-08 | |
| Scalpel Handle | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Plastic Sterilization Box | Fine Science Tools | 20810-02 | |
| Stainless Steel Ruler | Fine Science Tools | 30086-15 | |
| Probe & Spatula - Straight 14cm | Fine Science Tools | 10090-13 | |
| Hemostat Straight | Fine Science Tools | 13002-10 | |
| Hemostat Curved | Fine Science Tools | 13003-10 | |
| Micro Drill Stainless Steel Burrs - 0.7mm | Fine Science Tools | 19008-07 | 10/Pack |
| Micro Drill Stainless Steel Burrs - 0.5mm | Fine Science Tools | 19007-05 | 10/Pack |
| Self-Tapping Bone Screws - 1.17mm (diam) - 4.7mm (length) | Fine Science Tools | 19010-00 | 100/Pack |
| Artificial Tears | Fisher Scientific | NC9860842 | Each |
| Betadine | Fisher Scientific | 19-066452 | Bottle |
| F-AIR Carbon Filters | Fisher Scientific | NC9112250 | Canister |
| Applicator Cotton Tipped, Non Sterile | Materiel Services | 1104 | 10Pack/Case |
| Gauze 2" x 2" | Materiel Services | 1630 | 25Pack/Case |
| Needle tip, 23 GA x 1" | Materiel Services | 39412 | Sold by Case |
| Needle tip, 27 GA x 1.25" | Materiel Services | 25251 | |
| Needle tip, 30 GA x 0.5" | Materiel Services | 22023 | 10Box/Case |
| Ointment, Triple Antibiotic 0.6g | Materiel Services | 2528 | |
| Pouch, Self Seal Sterilization Pouches, 3.5" x 8" | Materiel Services | 1023 | 10Box/Case |
| Ringers Solution 1000ml | Materiel Services | 5263 | 12Bag/Case |
| Scalpel Blade disposable sterile #15 | Materiel Services | 1975 | 3Box/Case |
| Suture, Nylon w/P-3 Needle, 5-0, 18in. | Materiel Services | 4618 | 12/Box |
| Underpad, Disposable 23" x 36" | Materiel Services | 2545 | 15Pack/Case |
| Lubricant, Jelly Surgical Sterile | Materiel Services | 2538 | 12Box/Case |
| Absorbable Foam Gel 2cmx6cmx7mm | Materiel Services | 3107 | |
| Six Piece Set-Screw Screwdriver Set | National Jewelers Supplies | ETSCR98001 | |
| Kwik Sil Adhesive | World Precision Instruments, Inc. | KWIK-SIL | |
| Kwik Sil Tubes | World Precision Instruments, Inc. | 600009 | |
| Chronic silicon electrodes 16 to 64 sites | NeuroNexus Technologies | Varies on Probe Design | |
| Chronic thin film surface electrodes (micr–CoG) 16 to 32 sites | NeuroNexus Technologies | Varies on Probe Design |
References
- Paxinos, G. A. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Sixth Edition, Academic Press. (2007).
- Fujisawa, S. A. Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex. Nat. Neurosci. 11 (7), 823-833 (2008).
- Merrill, D. B. Electrical stimulation of excitable tissue: design of efficacious and safe protocols. J. Neurosci. Methods. 141, 171-171 (2005).
- Gage, G. J. Naive coadaptive cortical control. J. Neural Eng. 2, 52-52 (2005).
- Marzullo, T. L. Development of Closed-Loop Neural Interface Technology in a Rat Model: Combining Motor Cortex Operant Conditioning With Visual Cortex Microstimulation. IEEE Trans. Neur. Sys. and Rehab. Eng. 18 (2), 117-126 (2010).
- Maynard, E. N. The Utah intracortical electrode array: a recording structure for potential brain-computer interfaces. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 102, 228-239 (1997).
- Kipke, D. V. Silicon-substrate intracortical microelectrode arrays for long-term recording of neuronal spike activity in cerebral cortex. IEEE Trans. Neural Syst. Rehab. Eng. 11 (2), 151-155 (2003).
- Vetter, R. W. Chronic neural recording using silicon-substrate microelectrode arrays implanted in cerebral cortex. IEEE Trans. Biomed. Eng. 51 (6), 896-904 (2004).
