Summary
Vi beskriver metoder for storskala opptak av flere enkle enheter og lokale feltet potensial i å opptre gnagere med silisium sonder. Drive fabrikasjon, sonde tilknytning til stasjonen og probe implantasjon prosesser er illustrert i tilstrekkelige detaljer for enkel replikering.
Abstract
En hovedutfordring i nevrovitenskap er knytte atferd til den kollektive aktiviteten nevrale forsamlinger. Forståelse av input-output relasjoner av nerveceller og kretser krever metoder med den romlige selektivitet og tidsmessig oppløsning hensiktsmessig for mekanistisk analyse av nevrale ensembler i oppfører dyret, dvs. opptak av representativ store prøver av isolerte single nerveceller. Ensemble overvåking av neuronal aktivitet har kommet bemerkelsesverdig i det siste tiåret i både små og store-brained dyr, inkludert mennesker 1-11. Flere stedet opptak med silisium-baserte enheter er spesielt effektive på grunn av sin skalerbarhet, lite volum og geometriske design.
Her beskriver vi metoder for registrering flere single nevroner og lokale feltet potensial i å oppføre seg gnagere, bruke kommersielt tilgjengelige mikro-maskinerte silisium prober med skreddersydde individuelle behov. Det finnes to grunnleggende alternativer feller grensesnitt silisium sonder til preamplifiers: trykte kretskort og fleksible kabler. Probe forsyne bedrifter ( http://www.neuronexustech.com/ , http://www.sbmicrosystems.com/ ; http://www.acreo.se/ ) gir vanligvis den bonding service og levere prober bundet til kretskort eller fleksible kabler. Her beskriver vi implantasjon av en 4-shank, 32-site probe koblet til fleksibel polyimid kabel, og montert på en bevegelig Microdrive. Hvert trinn av sonden forberedelse, er Microdrive konstruksjon og operasjon illustrert slik at sluttbruker kan lett gjenskape prosessen.
Protocol
1. Byggingen av Microdrive
Alle stasjoner er laget av de samme grunnleggende elementer: en bevegelig del, som bærer elektroden og en fast del, som er forankret til skallen. En ideell Microdrive lar glatt, men lenge nok reise av elektroden i flere små skritt, er solid nok til å hindre utilsiktet bevegelse av elektroden, lett å manipulere av eksperimentator uten å forstyrre dyrets oppførsel, liten i størrelse og lett i vekt. Som et resultat av disse konkurrerende krav, ulike stasjoner suite forskjellige applikasjoner.
Kun fire deler for å bygge vårt grunnleggende stasjon: ett messing flat hode skrue, en matchende nøtt, en plast bro utarbeidet fra en enkelt rad pin header og to custom-cut messingskilt.
- Bryt en 3-pin stykke fra topp
- Trekk forsiktig ut midten pin.
- Forstørre hullet ved boring gjennom den med en bitstørrelsen # 55.
- Skjær en thlese ved hjelp av 00-90 springen.
- Klipp to stykker ut av messing plate.
- Fil kantene på platene med en Dremmel.
- Bor et hull i midten av begge delene med en bitstørrelsen # 65.
- Monter stasjonen bitene slik at de messingplatene er rørende pinnene. For å oppnå dette, setter messing skruen gjennom, suksessivt, messing plate, gjengetappen header hull, den andre messingplate, og mutteren. Stram skruen forsiktig, slik at forsamlingen blir stabil.
- Loddetinn pin endene til messingplatene.
- Fil den utstikkende enden av skruen.
- Loddetinn mutteren på skruen. Vær forsiktig så du ikke å lodde mutteren til messing plate.
- Test bevegelse av stasjonen: skru skruen med klokken for å heve plast broen.
2. Klargjøring av silisium sonden
Før feste sonden til stasjonen, legge ekstra isolasjon på bonding område av sonden for å hindre cerebrospinal væske (CSF) eller fuktighet fra å produsere kortslutning:
- Vei og blande Sylgard Elastomer komponentene i en 10:1-forhold.
- Ved hjelp av en skjerpet bomull applikator, bruke Sylgard til toppen enden av sonden.
- La det tørke i en ovn forvarmet ved 60 ° C i 2 timer.
For å sikre at opptaket nettstedene er blottet for enhver rusk, de probespisser må rengjøres:
- Forbered en 4% fortynning av Contrad vaskemiddel.
- La sonden suge i vaskemiddel ved 63 ° C i minst 2 timer.
- Skyll vaskemiddel av ved å dyppe sonden gjentatte ganger i destillert vann.
Før feste sonden til stasjonen, bør impedans på hver innspilling område sjekkes:
- Dypp sonden i 0,9% saltvann, og koble den til en impedans-meter. Hvis for mange opptak nettsteder har feil impedans, gjenta trinn 2.4-2.6 eller vurdere å bruke en annen sonde.Her bruker vi en impedans Conditioning Module fra Frederick Haer, Co (FHC), kombinert med en hjemmelaget kanalvelger. Alternativt kan en niPOD ved NeuroNexus, Inc. eller NanoZ av Neuralynx, Inc. overvåking av impedans av alle probe kanaler samtidig.
3. Påføring av sonde til Microdrive
- Ved hjelp av et barberblad, kuttet flere spor inn i broen for å skape en robust overflate.
- Appose sonden til broen på stasjonen. Denne prosedyren gjøres best under en drifts mikroskop, ved å holde stasjonen med en klemme og justere sonden ved en micromanipulator slik at Shanks er helt parallelt med stasjonen skruen. Dette sikrer at under utvikling, sonden Shanks flytter inn i hjernevevet uten "cutting" gjennom den. Den nøyaktige dybden på probespisser forhold til bunnen av stasjonen bør bestemmes på dette stadiet, tar hensyn til dybden av målet struktur fra overflaten avskallen.
- Sonden blir så festet til brua med grep sement.
- Valgfritt: for å visualisere sonden spor i hjernen, kan Dii løsning (1-2% fortynnet i etanol) brukes til baksiden av sonden på dette stadiet.
4. Forbereder skallen
Før kirurgi, referanse-og jordelektroder, og deler av on-head Faraday bur utarbeidet:
- Skjær to 2 "lange biter av kobbertråd og loddetinn ene enden av hver isolert kobbertråd for ca 1 mm.
- Ved hjelp av en nål, skrape hodet på en 00-90, 1/8 "rustfritt stål skrue og loddetinn en bit av kobbertråd til det. Lodding slike rustfrie jordingsskruen-elektroder krever en passende flux (f.eks, N-3 Alle formål flux fra La-Co) og høye Lödspets temperaturer. forsiktig forhindre loddetinn fra strømme inn i sporet på skruen. Dette vil bli brukt som jordelektroden. Gjenta med en skrue og kobbertråd for å forberedereferansen elektroden.
- Skjær trapeziodal stykker fra kobber mesh. Disse brikkene vil bli montert for å beskytte headstage.
Kirurgiske instrumenter og forberedelse er de samme som brukes i mange små dyr surgeries. Hele operasjonen er gjort under dyp isofluran bedøvelse, bruker aseptiske forhold, ifølge NIH vedtatte retningslinjer. Vær oppmerksom på at (mock) kirurgi vist i denne videoen er bare ment for demonstrasjonsformål. For aktuelle sikt og filming formål, flere forberedende skritt, kirurgiske forholdsregler og postoperative prosedyrer er ikke vist / synlig eller diskutert.
Før kirurgi, bør alle komponenter og forsyninger skal steriliseres etter egnede prosedyrer (se Retningslinjer for Survival Gnagere kirurgi; http://oacu.od.nih.gov/ARAC/surguide.pdf~~HEAD=NNS). Under operasjonen blir et sterilt felt på skallen forberedt og isolert av sterile forheng. På slutten av operasjonen, er et bredt spekter antibiotika enpplied lokalt og en langtidsvirkende smertestillende er gitt intramuskulært (f.eks buprenorfin, [Buprenex] 0,05 mg / kg). I tillegg smertestillende (for eksempel Ibuprofen) er gitt i drikkevannet på ca 60 mg/kg/24 timer for 5 dager. For skikkelige kirurgiske og anestesi prosedyrer, se aktuelle kilder 12.
- Installer dyret i stereotaxic apparat, barbere og rengjør hodebunnen 13.
- Skjær skinnet langs midtlinjen og skyve til side hodebunnen. Fjern periosteum, rens og tørk skallen.
- Mål beliggenhet og avstand mellom bregma og lambda, og bestemme x og y koordinater sonden implantasjonsstedet derfor bruke en stereotaxic atlas 14. Marker området ved å skrape et kors på skallen med en skalpell.
- Bor skallen med en runde hode bor (størrelse ¼) og disker skruer (rustfritt stål, 000-120, 1/16 ") halvveis inn i beinet, på forskjellige bein plater på toppen ennd på siden av skallen. Skruene vil gi ankere å sikkert bindingen hodeplagg til skallen.
- Bor hull over lillehjernen og sett bakken og referanseelektroder tilberedt i trinn 4.2. For opptak lokale feltet potensialer (LFP), er valget av referansen nettstedet kritisk. Dette nettstedet er valgt fordi lillehjernen LFP er den minste av alle kortikale regioner og muskel gjenstander er minimale på dette midtlinjen sted.
- Påfør dentin aktivator (Metabond kit) med en liten pensel over hele overflaten av skallen. Skyll den med 0,9% saltvann.
- Påfør dental sement (Metabond kit; følg produsentens anvisninger for blanding) på skallen, nøye dekker anker skruer og bakken og referanse elektroder, men etterlot sonden implantasjonsstedet klar.
- Fest de fire kobber mesh flaps (utarbeidet i trinn 4.3) til skallen. For dette sementere den smale bunnen av hver av dem til fremre, venstre, høyre, og bakre sider av skallen. The kobber bør aldri være i direkte kontakt med beinet, men alltid atskilt med et lag av sement.
5. Klargjøring av hjernen overflaten
- Bruk en rund hode borer rundt implantasjonsstedet i flere stadier, mens hyppig vanning beinet med saltvann.
- Fjern forsiktig ben klaff og vanne hjernen overflaten.
- For å sette inn en multippel-shank sonde, er en stor stripe av dura fjernet. To verktøy for å fjerne dura: en skalpell og en krok laget av et insekt nål (alternativt en standard tungsten microelectrode). Bøy nålespissen ved å skyve mot et hardt underlag (f.eks glass objektglass), og koble den til et håndtak (her, et stykke tre Q-tip, alternativt en microdissecting nål holder).
- Løft dura med krok, og skjær den med en skalpell. Spesiell forsiktighet er tatt for å unngå skade på Pia, fartøy og overflaten av neocortex. Liten blødning kan løsesav saltvann vanning. Hvis større blødninger oppstår eller neocortex er kompromittert på noen måte, bør man vurdere å avslutte operasjonen og forbereder et annet dyr.
6. Implantering av sonden
På dette stadiet, er tettheten og orientering av kortikale overflatefartøyer vurderes nøye. Stereotaxic koordinater bør justeres, fordi sonden har til å trenge inn i hjernen i et område uten større fartøy.
For implantering, kan drivaggregatet holdes med en alligator klipp knyttet til stereotaxic holderen. Uavbrutt synlighet av hjernen overflaten og tips av sonden er kritiske for vellykket penetrasjon.
- Sakte senke sonden ned til ca 1 mm over den tiltenkte målet, mens stadig vanning av kraniotomi med saltvann. For neokortikale opptak, blir probespisser senket ned i hjernebarken ca 0,5 mm og løftet tilbake nær overflaten. Tett kraniotomi ved å bruke en varm smeltet blanding av voks og parafin olje gjennom en nål (10-20g av voks i 10 ml parafinolje, varmet opp ved 65 ° C). Før søknad, kjøle blandingen til 30 ° C og teste tetthet. Det bør være myk nok til å gi enkel probe bevegelse). For å lette full dekning, kan blandingen være smeltet in situ ved nærmer herdet voks med tuppen av en mikro-cauterizer.
- Fest bunnen av stasjonen til skallen med grep sement, er forsiktig med å forlate nøtter å snu. Det er av største betydning for å unngå uhell "bump" av stasjonen på dette stadiet, ellers sonden vil skade cortex. Etter at harddisken er festet til skallen, bør jevn bevegelse av proben verifiseres.
- Sementere kontakten delen av sonden til skallen.
7. Bygge på hodet Faraday bur
- Trekk opp og montere kobber mesh klaffene i en beskyttende sylinder rundt sonden og drive. Sylinderen fungerer også som en elektrisk skjold mot støy og de langsomme bølge gjenstander produsert av de ladde kinnskjegg i oppfører dyret.
- Juster sylinder høyden ved å kutte vekk overflødig materiale slik at kobber mesh er på nivå med toppen av sonden kontakten.
- Lodd ledningene fra referanse og bakken skruer til de aktuelle pinnene på kontakten. Også loddetinn tilstøtende kobber mesh klaffer sammen for å sikre deres elektriske kontinuitet, og loddetinn bakken ledningen til kobber mesh.
- Påfør et lag med grep sement på kobber mesh for å forsterke det og for å forhindre direkte kontakt mellom metall og dyrets hud. Alternativt, legg på et lag med epoxy å ytterligere forsterke hodeplagg.
- Test bevegelse av stasjonen skruen.
- Dekk toppen av hodeplagg med et stykke kutt fra en gummihanske.
8. Opptak i fritt bevegelige dyr
- Etter hensiktsmessigspiste postoperativ omsorg, kobler dyret til opptaket systemet med en høy impedans headstage og en lett, ultraflexible multi-strand kabel. Motvekt vekten av hodeplagg.
- Test kvaliteten på opptaket hver dag i homecage. Plasseringen av opptaket nettstedene er dømt av begge enhet skyte mønstre og formen av de lokale feltet potensialene. Senk proben gradvis ved å dreie skruen ved små trinn (vanligvis 1/8 til 1/4 omdreining per dag, dvs. 35-70 mikrometer) helt til målet strukturen er nådd.
9. Representative Resultater
Elektrofysiologiske signaler (lokale feltet potensial og enhet aktivitet) varierer avhengig av registrert struktur og den nåværende oppførsel av dyret. Figur 1 viser eksempler på 32-kanals CA1 hippocampus opptakene mens rotta er å utforske et åpent jorde. Legg merke til fremtredende 8 Hz (theta band) svinging av det lokale feltet potensial ved leting med superimposed skyter på flere Shanks og steder (eksempler på toppene indikert av pilspisser). For å analysere neuronal enhet aktivitet, blir pigger oppdaget og sortert i enkle enheter som bruker klynge analyse av deres bølgeformer 15-16.
Figur 1. CA1 hippocampus opptak i å oppføre rotte med en 4 Shanks x 8 sider silisium probe. Opptak er wideband og samplet på 20 000 Hz, noe som gjør det mulig å studere både lokale feltet potensielle svingninger (f.eks "theta" band 8 Hz rytme) og nevronal spiking aktivitet.
Tabell 1. Alternativer til reagenser og utstyr som brukes.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne filmen illustrerer implantasjonsprosedyren av silisium prober for kroniske storskala opptak i oppføre rotte. Kritiske skritt for å sikre kvalitet opptak av neuronal aktivitet oppstår fra skjørheten i både biologisk (hjernevev) og tekniske (silisium probe) materialer. Spesiell forsiktighet bør utvises ved håndtering av sonden for å unngå enhver kontakt med skankene med noen eksternt "hard" overflate (for eksempel, ville Shanks brekke om man prøvde å implantere dem i hjernen uten å fjerne dura). Tilsvarende vil eventuelle skader på hjernevevet (mens han forberedte hjernen overflaten for implantering, eller fra bumping i sonden eller stasjonen når den er implantert) resultere i skade cellene og risikere innspillingen av enheten aktivitet. I tillegg bør det elektriske bane grunnstøtingen kontrolleres, som enhver krets avbrudd mellom cerebrospinalvæsken, jordingsskruen, kobbertråd, kobber mesh klaffene og bakken pin på connector, ville resultere i et stort bevegelse gjenstander og / eller linje støy (50 Hz eller 60 Hz). Hvis Faraday bur er ikke høy nok, kan utstikkende mikro-stasjonen fungere som en antenne. Antennen effekten kan forebygges ved å jorde stasjonen også (loddetinn annen kobbertråd mellom stasjonen og den kobber-mesh). Referansen signalvei bør tilsvarende kontrolleres.
Vi illustrerte implantasjon av en enkelt silisium sonde, men flere reaksjoner på opptak med flere prober og stasjoner kan lett skje etter litt øvelse. I tillegg er vi med lignende, men mindre stasjoner for å implantere silisium sonder i musen hjernen. De kommersielt tilgjengelige silisium prober og probe-flex kabel-kontakt komponenter, sammen med den lille størrelsen på flerkanals forforsterker har drastisk forenklet utarbeidelse prosessen i forhold til tidligere teknikker. I dag er det like enkelt å ta opp fra 64 til 128 sider samtidig i en oppfører gnager som fra 2 områder medwire elektroder bare et tiår siden.
Silicon probe-teknologi er i rask utvikling og utstrakt bruk 17. Preamplifiers kan integreres med sonder 18, og mindre headstages og multipleksere eller telemetrisk systemer blir produsert kommersielt, presser grensene for fysiologiske opptak til videre grenser.
Nyere teoretiske og eksperimentelle studier med silisium sonder 17,19 tyder på at med riktig raffinerte store innspilling metoder, kombinert med nye matematiske innsikt og modellering studier, vil en kunne ta opp fra en representativ stor brøk eller kanskje hver nervecelle fra hjernen volum kartlagt med et multiplum shank silisium probe (tusenvis av celler i ~ 1 mikrometer 3; 5-17). Men gitt den Correlational naturen av disse målingene, forblir årsak-virkning forhold mellom nevrale aktivitetsmønstre uunngåelig tvetydig. En grundig forståelse avhvordan samordnet ensemble aktivitet kommer fra dens nevrale komponentene krever minst ytterligere to trinn. Den første er identifikasjon av de mange nevrale celletyper, som hver unikt bidrar til montering oppførsel - bokstavelig talt som medlemmer av et orkester. Den andre, og utfyller trinn, er en prinsipiell manipulering av spiking aktiviteten identifiserte celler eller cellegrupper, på en måte ingeniører avhøre elektroniske kretser 20. Den nylig utviklede molekylære optogenetic verktøy kan brukes til å manipulere bestemt celle populasjoner av lokale lys stimulering 20-22. Den effektive kombinasjonen store innspillinger og optiske metoder med silisium sonder 23 som sørger for både å identifisere og selektivt kjøring bestemt celle populasjoner, derfor tillater å ta årsakssammenhengene i hjernen nettverk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen interessekonflikter erklært.
Acknowledgments
Marie Curie International Outgoing Fellowship (EUs FP/2007-2013 tilskuddsavtalene # 221834 og 254780), JD McDonnell Foundation, NSF Grant 0542013 SBE, National Institutes of Health Grant NS034994, National Institute of Mental Health Grant MH5467 og Howard Hughes Medical Institute (Janelia Farm Forskning Campus stipend).
Materials
| Name | Type | Company | Catalog Number | Comments |
| Silicon probe Buzsaki32, 4 shanks x 8 sites. Packaging: flexible polyamide cable | Material | NeuroNexus Technologies | Probe: buzsaki32 Packaging: HC32 | Recording probe |
| Round Brass Screw, 00-90 x 1/2 Round Brass Screws | Material | JIMorris | R0090B500 | Drive part |
| Brass Hex Nut, 00-90 | Material | JIMorris | N0090B | Drive part |
| Brass C260 Strip, ASTM-B36 Thickness: 0.025", Length: 12", Width: 1/2" | Material | Small Parts, Inc. | B000FMYU72 | Drive part |
| Connector Header, pitch 2mm, male, single row, straigt, 36 positions | Material | Digi-Key | 2163S-36-ND | Drive part |
| 2-part Sylgard silicon Elastomer | Material | World Precision Instruments, Inc. | SYLG184 | To extra-insulate the probe |
| Decon Contrad 70 Liquid Detergent | Reagent | Fisher Scientific | 04-355 Decon Laboratories No.:1002 | To clean the recording sites |
| Impedance Conditioning Module | Equipment | FHC, Inc. | 55-70-0 | Impedance meter |
| niPOD - 32 channels | Equipment | NeuroNexus Technologies | niPOD -32 | Impedance meter |
| Grip Cement Industrial Grade | Material | Caulk Dentsply | 675571 (powder) 675572 (solvent) | Grip cement |
| 1,1’-dioctadecyl-3,3,3’,3’-tetramethylindocarbocyanine perchlorate (’DiI’; DiIC18(3)) | Reagent | Invitrogen | D282 | To stain the probe track in the brain |
| Stainless Steel Machine Screw, Binding Head, Slotted Drive, #00-90, 1/8" | Material | Small Parts, Inc. | MX-0090-02B | Ground and reference screws |
| Magnet wire, 20G, nylon-polyurethane coating, MW80 | Material | Small Parts, Inc. | B000IJYRP2 | Ground and reference wire |
| Stainless Steel Machine Screw, Binding Head Slotted Drive, #000-120, 1/16" | Material | Small Parts, Inc. | MX-000120-01B | Anchor screws |
| N-3 All purpose Flux Liquid | Reagent | La-Co (Markal) | 23512 | Allows to solder stainless-steel |
| MicroGrid Precision Expanded Copper | Material | Dexmet | 3 CU6-050 FA | Copper mesh for on-head Faraday cage |
| C&B-METABOND Quick! Cement System - Dentin Activator | Material | Parkell | S380 | |
| C&B-METABOND Quick! Cement System - Dental cement | Material | Parkell | S380 | |
| Sharp point tungsten needle and holder | Tool | Roboz Surgical Instruments Co. | RS-6064 and RS-6061 | To make the hook to lift the dura |
| Carbide Bur HP 1/4 | Tool | Henry Schein | 9990013 | |
| Paraffin (Granules) | Material | Fisher Scientific | P31-500 | |
| Mineral Oil, Light (NF/FCC) | Material | Fisher Scientific | O121-1 | |
| GC ELECTRONICS 10-114 2-Part Epoxy Adhesive | Material | Newark Inc | 00Z416 | |
| Type 1 LITZ 21 AWG 40/36 Red Single Polyurethane-Nylon (MW80-C) TO 0.041"+/-0.002" OD | Material | New England Biolabs | N28-36E-400-2 | To make the cable between the headstage and the amplifier |
| 32-channel Very Large Scale Integration headstage, 20x gain | Equipment | Plexon | HST/32V-G20 | Headstage |
References
- Buzsáki, G.
- Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261, 1055-1058 (1993).
- Buzsáki, G.
- Buzsáki, G. Visualizing Large-Scale Patterns of Activity in the Brain: Optical and Electrical Signals. Society for Neuroscience. , Washington, DC. (2004).
- Nicolelis, M. A. L. Methods for Neural Ensemble Recordings. , 2nd edition, CRC Press. Boca Raton, FL. (2008).
- Hatsopoulos, N. G., Donoghue, J. P. The science of neural interface systems. Annu. Rev. Neurosci. 32, 249-266 (2009).
- Battaglia, F. P. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. J. Neurosci. Methods. 178, 291-300 (2009).
- Kloosterman, F., Davidson, T. J. Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication. J. Vis. Exp. 26, e1094-e1094 (2009).
- Nguyen, D. P., Layton, S. P. Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly. J. Vis. Exp. (26), e1098-e1098 (2009).
- Haiss, F., Butovas, S., Schwarz, C. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. J. Neurosci. Methods. 187, 67-72 (2010).
- Cerf, M. On-line, voluntary control of human temporal lobe neurons. Nature. 467, 1104-1108 (2010).
- Kohn, D. F. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. American College of Laboratory Animal Medicine. series, (1997).
- Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat. J. Vis. Exp. (56), e3282-e3282 (2011).
- Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain. Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Academic. Amsterdam. (1982).
- Harris, K. D. Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements. J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).
- Hazan, L., Zugaro, M., Buzsáki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a Free Software Suite for Neurophysiological Data Processing and Visualization. J. Neurosci. Methods. 155, 207-216 (2006).
- Kipke, D. R. Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities. J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).
- Csicsvari, J. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).
- Sodagar, A. M., Wise, K. D., Najafi, K. A fully integrated mixed-signal neural processor for implantable multichannel cortical recording. IEEE Trans. Biomed. Eng. 54, 1075-1088 (2007).
- O'Connor, D. H., Huber, D., Svoboda, K.
- Boyden, E. S. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat. Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).
- Zhang, F. Circuit-breakers: optical technologies for probing neural signals and systems. Nat. Rev. Neurosci. 8, 577-581 (2007).
- Royer, S. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. Eur. J. Neurosci. 31, 2279-2291 (2010).
