Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Neuroscience

Storskalig inspelning av nervceller av lös Silicon sönder i Agera Gnagare

doi: 10.3791/3568 Published: March 4, 2012

Summary

Vi beskriver metoder för storskalig registrering av flera enskilda enheter och lokala fältet potential i uppträda gnagare med kisel sonder. Drive tillverkning, sond anknytning till enheten och sonden implantationsprocesser illustreras i tillräckliga uppgifter för enkel replikering.

Abstract

En stor utmaning inom neurovetenskap kopplar beteende till kollektiv verksamhet av neurala församlingar. Förståelse för input-output relationer nervceller och kretsar kräver metoder med den rumsliga selektivitet och temporal upplösning lämplig för mekaniska analys av neurala ensembler i beter djuret, dvs registrering av representativt stora urval av isolerade enstaka nervceller. Ensemble övervakning av neuronal aktivitet har kommit anmärkningsvärt under det senaste decenniet i både små och stora brained djur, inklusive människor 1-11. Flera plats inspelning med kisel-baserade enheter är särskilt effektiva på grund av deras skalbarhet, liten volym och geometriska utformning.

Här beskriver vi metoder för att registrera flera enskilda nervceller och lokala fältet potential i bete gnagare, med hjälp av kommersiellt tillgängliga mikro-maskinbearbetade kisel sönder med skräddarsydda tillbehör komponenter. Det finns två grundläggande alternativ feller gränssnitt kisel sönder för att förförstärkare: kretskort och flexibla kablar. Probe leveransföretag ( http://www.neuronexustech.com/ , http://www.sbmicrosystems.com/ , http://www.acreo.se/ ) ger oftast bindning tjänsten och leverera sonder bundna till kretskort eller flexibla kablar. Här beskriver vi implantation av en 4-skaft, 32-site sond fäst till en flexibel kabel polyimid, och monterad på en rörlig mikrodrivanordning. Varje steg av sonden utarbetas, är Microdrive konstruktion och operation illustreras så att slutanvändaren lätt kan reproducera processen.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Byggandet av Microdrive

Alla enheter är gjorda av samma grundläggande element: en rörlig del, som uppbär elektroden och en fast del, som är förankrad vid skallen. En idealisk Microdrive möjliggör mjuk men tillräckligt länge förflyttning av elektroden i flera små steg, är robust nog för att förhindra oavsiktlig förflyttning av elektroden, lätt att manipulera av försöksledaren och utan att störa djurets beteende, liten storlek och låg vikt. Som ett resultat av dessa konkurrerande krav, olika enheter passar olika tillämpningar.

Endast 4 delar behövs för att bygga vår grundläggande enhet: en mässing platt huvud skruv, en matchande mutter, en plast bro framställd av en enda rad stift och två anpassade skurna plattor mässing.

  1. Bryt en 3-stifts bit från huvudet
  2. Dra försiktigt ut i mitten stiftet.
  3. Förstora hålet som borras genom den med en borrkrona storlek # 55.
  4. Skär en eLäs med 00-90 kranen.
  5. Klipp två bitar ur mässingsplåt.
  6. Fil kanter av plattorna med en Dremmel.
  7. Borra ett hål i mitten av båda delarna med hjälp av en borr storlek # 65.
  8. Montera driv bitar så att mässingsplåtarna vidrör stiften. För att åstadkomma detta sätt i mässing skruven genom, efter varandra, den mässingsplatta, det gängade stift hål, det andra mässingsplatta, och muttern. Dra åt skruven försiktigt så att enheten blir stabil.
  9. Löd stiftet slutar till mässingsplåtarna.
  10. Fil den utskjutande änden av skruven.
  11. Lod muttern till skruven. Var noga med att inte löda muttern till mässing plattan.
  12. Testa rörelse enheten: Vrid skruven medurs för att höja plasten bron.

2. Förbereda kisel proben

Innan du fäster sonden till enheten, lägga till extra isolering för att bindningen område sonden för att förhindra Cerebrospinal vätska (CSF) eller fukt från att producera kortslutning:

  1. Väga och blanda Sylgard Elastomer komponenterna i ett förhållande 10:1.
  2. Med hjälp av en vässad bomull applikator, tillämpa Sylgard i den övre änden av sonden.
  3. Låta det torka i en ugn som förvärmts vid 60 ° C under 2 timmar.

För att säkerställa att inspelningen platserna saknar eventuellt skräp, de sondspetsama behöver rengöras:

  1. Förbered en 4% utspädning av Contrad tvättmedel.
  2. Låta sonden ligga i blöt i detergent vid 63 ° C under minst 2 timmar.
  3. Skölj detergenten bort genom doppning av sonden upprepade gånger i destillerat vatten.

Innan du fäster sonden till enheten bör impedansen hos varje inspelning plats kontrolleras:

  1. Doppa sonden i 0,9% koksaltlösning, och anslut den till en impedans-mätare. Om alltför många inspelningar webbplatser har fel impedans, upprepar du steg 2,4-2,6 eller överväga att använda en annan sond.Här använder vi en impedans Conditioning Module från Frederick Haer, Co (FHC), kombinerat med en hemmagjord kanalväljare. Alternativt kan en niPOD genom NeuroNexus, Inc. eller NanoZ genom Neuralynx, Inc. övervakning av impedansen hos alla sond kanaler samtidigt.

3. Fästa sonden till Microdrive

  1. Användning av ett rakblad, skära flera spår i bryggan för att skapa en robust yta.
  2. Appose sonden till bron av enheten. Detta förfarande görs bäst under ett operationsmikroskop, genom att hålla enheten med en klämma och justering sonden med en mikromanipulator så att skaften är helt parallellt med drivskruven. Detta säkerställer att under utveckling, sonden skaften flytta in hjärnvävnaden utan "skära" genom den. Det exakta djupet av sondspetsarna relativt basen av enheten bör bestämmas i detta skede, med hänsyn till djupet av målstrukturen från ytan av denskalle.
  3. Sonden fixeras sedan till bryggan med grip cement.
  4. Valfritt: för visualisering sonden spår i hjärnan, kan Dil lösning (1-2% utspädd i etanol) appliceras till baksidan av sonden i detta skede.

4. Förbereda skallen

Före kirurgi, är referenskammarinsatsema och jordelektroderna och de delar av den på-huvudet Faradays bur framställdes:

  1. Skär två 2 "-långa bitar av koppartråd och lodet en ände av varje isolerad koppartråd i ca 1 mm.
  2. Med hjälp av en nål, skrapa huvudet av en 00-90, 1/8 "skruv av rostfritt stål och löd en bit koppartråd till det. Lödning sådana rostfria jordskruv-elektroder kräver en lämplig flöde (t.ex. N-3 alla ändamål Flödet från La-Co) och höga lödningstemperaturen spets. undvika noga alla lod från att strömma in i spåret på skruven. Detta kommer att användas som jordelektroden. Upprepa med en annan skruv och koppartråd för att förberedareferenselektroden.
  3. Klipp trapeziodal bitar från koppar mesh. Dessa bitar kommer att monteras för att skydda huvudsteg.

Kirurgiska instrument och beredning är samma som användes i många små djur operationer. Hela operationen görs under djupt isoflurananestesi, med hjälp av aseptiska förhållanden, enligt NIH godkända riktlinjer. Observera att (mock) operation visas i den här videon är för demonstration syfte. För lämpliga synlighet och filmning ändamål, flera förberedande steg, kirurgiska försiktighetsåtgärder och postoperativa rutiner visas inte / synliga eller diskuteras.

Före operation bör alla komponenter och leveranser steriliseras, efter lämpliga förfaranden (se Riktlinjer för överlevnad Rodent kirurgi, http://oacu.od.nih.gov/ARAC/surguide.pdf~~HEAD=NNS). Under operation, är ett sterilt område på skallen framställdes och isolerades genom sterila dukar. Vid slutet operationen, är ett bredspektrumantibiotika enpplied lokalt och en långverkande smärtstillande ges intramuskulärt (t.ex. buprenorfin, [Buprenex] 0,05 mg / kg). Dessutom, (t.ex. ibuprofen) smärtstillande medel ges i dricksvattnet vid ca 60 mg/kg/24 timmar för 5 dagar. För att få rätt kirurgiska och anestesi förfaranden, kontakta lämpliga källor 12.

  1. Installera djuret i stereotaxisk apparat, raka och rengör hårbotten 13.
  2. Skära in i huden längs mittlinjen och tryck undan hårbotten. Ta bort periostet, rengör och torka skallen.
  3. Mät plats och avståndet mellan bregma och lambda, och bestämma x-och y-koordinater av sonden implantationsstället därför med hjälp av en stereotaktisk atlas 14. Markera platsen genom att skrapa ett kors på skallen med en skalpell.
  4. Borra skallen med ett runt lite huvud borr (storlek ¼) och kör skruvar stöd (rostfritt stål, 000-120, 1/16 ") halvvägs in i benet, på olika benplattor på toppen ennd på sidan av skallen. Skruvarna kommer att ge ankare för att säkert binda huvudbonaden till skallen.
  5. Borra hål ovanför lillhjärnan och sätt i marken och referenselektroder beredda i steg 4,2. För inspelning lokala fältpotentialer (LFP), är valet av referens platsen kritisk. Denna sida har valts eftersom cerebellär LFP är den minsta av alla kortikala regioner och artefakter muskel är minimal på denna mittlinjen plats.
  6. Tillämpas dentin aktivator (Metabond kit) med användning av en liten borste över hela ytan av skallen. Skölj med 0,9% saltlösning.
  7. Applicera dentalcement (Metabond set, följ tillverkarens anvisningar för blandning) på skallen, försiktigt täcker ankare skruvar och jord och elektroder referens, men lämnar sonden implantationsstället klar.
  8. Fäst de fyra flikarna kopparnät (framställd i steg 4,3) till skallen. För detta, cement den smala basen av varje av dem till den främre, vänster, höger och bakre sidorna av skallen. The koppar ska aldrig vara i direkt kontakt med benet men alltid åtskilda av ett lager cement.

5. Förbereda hjärnans yta

  1. Användning av en runt huvud borrskär, borra runt platsen för implantatet i flera steg, medan ofta bevattning av benet med saltlösning.
  2. Ta försiktigt bort benet fliken och spola hjärnan ytan.
  3. För införing av ett multipel-skaft sond, är en stor remsa av dura avlägsnas. Två verktyg behövs för att ta bort dura: en skalpell och en krok framställd av en insekt nål (alternativt en standard volfram mikroelektrod). Böj nålspetsen genom att trycka mot en hård yta (t.ex. glas objektglas), och bifoga det till ett handtag (här, en bit trä Q-tip, alternativt en microdissecting nål).
  4. Lyft dura med kroken, och skär den med en skalpell. Särskild försiktighet vidtas för att undvika skador på pia, fartyg och yta neocortex. Små blödningar kan lösasav saltlösning bevattning. Om större blödning inträffar eller neocortex äventyras på något sätt, bör man överväga att avsluta operationen och förbereda ett annat djur.

6. Implantation sonden

Vid detta stadium är det densiteten och orienteringen av kortikala ytfartyg noggrant. Stereotaktiska koordinater bör justeras, eftersom sonden måste penetrera hjärnan i ett område fritt från större fartyg.

För implantering, kan drivmonteringen hållas med en fästklämma fäst vid stereotaktisk hållaren. Oavbruten synlighet hjärnans yta och tips av sonden är kritiska för en framgångsrik penetration.

  1. Långsamt sänka sonden ned till ungefär 1 mm ovanför det avsedda målet, medan konstant spolning av kraniotomi med saltlösning. För neokortikal inspelning, är sondspetsarna sänks in i cortex approximativt 0,5 mm och lyfts tillbaka nära ytan. Försegla kraniotomi genom att applicera en varm smält blandning av vax och paraffinolja genom en nål (10-20g av vax i 10 ml paraffinolja, värmdes vid 65 ° C). Före applicering, kyla blandningen till 30 ° C och testa tätheten. Det bör vara tillräckligt mjukt för att möjliggöra enkel sond rörelse). För att underlätta fullständig täckning, kan blandningen smältas in situ genom framställningar till det härdade vaxet med spetsen på en mikro-cauterizer.
  2. Fäst botten av enheten till skallen med handtag cement, var noga med att lämna muttern fritt att vända. Det är av yttersta vikt att undvika varje oavsiktlig "bula" av enheten i detta skede, på annat sätt sonden kommer att skada cortex. Efter att enheten är fastsatt på skallen, bör jämn rörelse av sonden verifieras.
  3. Cementera kopplingsdelen av sonden till skallen.

7. Bygga på huvudet Faradays bur

  1. Dra upp och montera flikarna kopparnät i ett skyddande cylinder runt sonden och drive. Cylindern fungerar också som en elektrisk sköld mot omgivningsbuller och långsamma artefakter våg som produceras av de laddade whiskers i beter djuret.
  2. Justera höjden cylindern genom att skära bort överskottsmaterial så kopparnät är i nivå med den övre delen av sonden kontaktdonet.
  3. Lod trådarna från referens-och skruvar malda till de lämpliga stift på kontaktdonet. Även löda angränsande kopparnät flikar tillsammans för att säkerställa deras elektriska kontinuitet och löda jordledningen till koppar nätet.
  4. Applicera ett skikt av greppet cement på kopparnät för att förstärka den och för att förhindra varje direkt kontakt mellan metall och djurets hud. Valfritt applicera ett skikt av epoxiharts för att ytterligare förstärka huvudbonader.
  5. Testa rörelse drivskruven.
  6. Täcka den övre delen av huvudbonaden med en bit skuren från en gummihandske.

8. Inspelning i den fritt rörliga djur

  1. Efter lämpåt postoperativ vård, anslut djuret till inspelningen systemet med en hög impedans huvudsteg och ett lätt, ultraflexibla multi-strängen kabel. Balansera vikten av huvudbonaden.
  2. Testa inspelningskvalitet varje dag i homecage. Positionen för inspelning områden bedöms av både mönster enhet bränning och formen på det lokala fältet potential. Sänk sonden successivt genom att vrida skruven genom små steg (typiskt 1/8 till 1/4 varv per dag, dvs 35-70 mikrometer) tills målstrukturen uppnås.

9. Representativa resultat

Elektrofysiologiska signaler (lokal fältpotential och enhet aktivitet) varierar beroende på det inspelade struktur och nuvarande beteende hos djuret. Figur 1 visar exempel på 32-kanals CA1 hippocampus inspelningar medan råttan undersöker ett öppet fält. Notera framstående 8 Hz (theta band) svängning det lokala fältet potential under prospektering med stöderimposed tillsatta på flera skaft och platser (exempel på spikar indikeras av pilspetsar). För att analysera neuronal enhet aktivitet, spikes detekteras och sorteras i enskilda enheter med hjälp av klusteranalys av deras vågformer 15-16.

Figur 1
Figur 1. CA1 Hippocampala inspelningar i beter råtta med en 4 skaft x 8 platser kisel sond. Inspelningar är wideband och samplad vid 20 000 Hz, vilket gör det möjligt att studera både lokala fältpotential svängningar (t.ex. "theta" band 8 Hz rytm) och neuronal spiking aktivitet.

Tabell 1
Tabell 1. Alternativ till reagens och utrustning som används.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Denna film visar implantation förfarandet för kisel prober för kroniska stora inspelningar i beter råtta. Kritiska åtgärder för att säkerställa kvalitet på inspelningar av nervaktivitet uppstå genom bräcklighet både biologiska (hjärnvävnad) och tekniska (kisel sond) material. Särskild försiktighet bör iakttas vid hantering sonden att undvika kontakt skaft med någon på distans "hård" yta (till exempel skulle skaften gå sönder om man försökte att implantera dem i hjärnan utan att ta bort dura). På liknande sätt skulle skada på hjärnvävnad (vid utarbetandet av hjärnans yta för implantering, eller från att stöta in i sonden eller enheten när den är implanterad) resultera i skada cellerna och äventyrar inspelning av enheten aktivitet. Dessutom bör den elektriska vägen för jordning kontrolleras, som alla kretsen avbrott mellan cerebrospinalvätskan, marken skruven, koppartråd, koppar flikarna mesh och marken stiftet på Connector, skulle resultera i en stor rörelse artefakter och / eller ledningen brus (50 Hz eller 60 Hz). Om Faradays bur inte är tillräckligt hög, kan den utskjutande mikro-enhet fungerar som en antenn. Antennen effekten kan förhindras genom att jorda enheten också (lod annat koppartråd mellan frekvensomriktaren och koppar-mesh). Hänvisningen signalvägen ska på motsvarande sätt kontrolleras.

Vi illustrerade implantation av en enda kisel sond, men flera platser inspelningar med flera sonder och enheter lätt kan åstadkommas efter lite övning. Dessutom använder vi liknande men mindre enheter för att implantera silikon sonder i musen hjärnan. De kommersiellt tillgängliga kisel sonder och probe-flex kabel-kontakt komponenter, tillsammans med små flerkanaliga förförstärkare har drastiskt förenklat förberedelserna jämfört med tidigare tekniker. Idag är det lika enkelt att spela in från 64 till 128 platser samtidigt i ett beter gnagare från 2 platser medtrådelektroder bara ett decennium sedan.

Kisel sond tekniken är stadd i snabb utveckling och utbredd användning 17. Förförstärkare kan integreras med sönder 18, och mindre headstages, multiplexorer eller telemetriska system håller på att tillverkas kommersiellt driva gränserna för fysiologiska inspelningar till ytterligare gränser.

Nya teoretiska och experimentella studier med kisel sonder tyder 17,19 att med rätt raffinerade storskaliga inspelning metoder, i kombination med nya matematiska insikter och studier modellering, kommer man att kunna spela in från en representativt stor del eller kanske alla neuron från hjärnan volymen övervakas av en multipel skaft kisel sond (tusentals celler i ~ 1 m 3, 5-17). Med tanke på Correlational karaktären av dessa mätningar förblir orsakssamband mellan neuronal aktivitet mönster oundvikligen tvetydig. En grundlig förståelse avHur samordnad ensemble verksamheten framgår sina neuronala komponenter kräver minst två ytterligare steg. Den första är att identifiera de multipla neuronala celltyper, vilka var och en unikt sätt bidrar till montering beteende - bokstavligen som medlemmar av en orkester. Den andra, och kompletterande steg är en principiell manipulation av tillsatta aktiviteten av identifierade celler eller grupper cell på ett sätt som ingenjörer förhöra elektroniska kretsar 20. De nyligen utvecklade molekylära optogenetic verktyg kan användas för att manipulera specifika cellpopulationer genom lokal ljus stimulering 20-22. En effektiv kombination storskaliga inspelningar och optiska metoder med silikon sonder 23 ger möjlighet för både identifiera och selektivt köra specifika cellpopulationer därför gör det möjligt att ta itu med de kausala sambanden i hjärnan nätverk.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Inga intressekonflikter deklareras.

Acknowledgments

Marie Curie Outgoing Fellowship (EU: s FP/2007-2013 bidragsavtalen # 221834 och 254.780), JD McDonnell Foundation, NSF Grant SBE 0.542.013, National Institutes of Health Grant NS034994, National Institute of Mental Health Grant MH5467 och Howard Hughes Medical Institute (Janelia Farm Research Campus bidrag).

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Silicon probe Buzsaki32, 4 shanks x 8 sites. Packaging: flexible polyamide cable Material NeuroNexus Technologies Probe: buzsaki32 Packaging: HC32 Recording probe
Round Brass Screw, 00-90 x 1/2 Round Brass Screws Material JIMorris R0090B500 Drive part
Brass Hex Nut, 00-90 Material JIMorris N0090B Drive part
Brass C260 Strip, ASTM-B36 Thickness: 0.025", Length: 12", Width: 1/2" Material Small Parts, Inc. B000FMYU72 Drive part
Connector Header, pitch 2mm, male, single row, straigt, 36 positions Material Digi-Key 2163S-36-ND Drive part
2-part Sylgard silicon Elastomer Material World Precision Instruments, Inc. SYLG184 To extra-insulate the probe
Decon Contrad 70 Liquid Detergent Reagent Fisher Scientific 04-355 Decon Laboratories No.:1002 To clean the recording sites
Impedance Conditioning Module Equipment FHC, Inc. 55-70-0 Impedance meter
niPOD - 32 channels Equipment NeuroNexus Technologies niPOD -32 Impedance meter
Grip Cement Industrial Grade Material Caulk Dentsply 675571 (powder) 675572 (solvent) Grip cement
1,1’-dioctadecyl-3,3,3’,3’-tetramethylindocarbocyanine perchlorate (’DiI’; DiIC18(3)) Reagent Invitrogen D282 To stain the probe track in the brain
Stainless Steel Machine Screw, Binding Head, Slotted Drive, #00-90, 1/8" Material Small Parts, Inc. MX-0090-02B Ground and reference screws
Magnet wire, 20G, nylon-polyurethane coating, MW80 Material Small Parts, Inc. B000IJYRP2 Ground and reference wire
Stainless Steel Machine Screw, Binding Head Slotted Drive, #000-120, 1/16" Material Small Parts, Inc. MX-000120-01B Anchor screws
N-3 All purpose Flux Liquid Reagent La-Co (Markal) 23512 Allows to solder stainless-steel
MicroGrid Precision Expanded Copper Material Dexmet 3 CU6-050 FA Copper mesh for on-head Faraday cage
C&B-METABOND Quick! Cement System - Dentin Activator Material Parkell S380
C&B-METABOND Quick! Cement System - Dental cement Material Parkell S380
Sharp point tungsten needle and holder Tool Roboz Surgical Instruments Co. RS-6064 and RS-6061 To make the hook to lift the dura
Carbide Bur HP 1/4 Tool Henry Schein 9990013
Paraffin (Granules) Material Fisher Scientific P31-500
Mineral Oil, Light (NF/FCC) Material Fisher Scientific O121-1
GC ELECTRONICS 10-114 2-Part Epoxy Adhesive Material Newark Inc 00Z416
Type 1 LITZ 21 AWG 40/36 Red Single Polyurethane-Nylon (MW80-C) TO 0.041"+/-0.002" OD Material New England Biolabs N28-36E-400-2 To make the cable between the headstage and the amplifier
32-channel Very Large Scale Integration headstage, 20x gain Equipment Plexon HST/32V-G20 Headstage

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Buzsáki, G. High-frequency network oscillation in the hippocampus. Science. 256, 1025-1027 (1992).
  2. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261, 1055-1058 (1993).
  3. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).
  4. Buzsáki, G. Visualizing Large-Scale Patterns of Activity in the Brain: Optical and Electrical Signals. Society for Neuroscience. Washington, DC. (2004).
  5. Nicolelis, M. A. L. Methods for Neural Ensemble Recordings. 2nd edition, CRC Press. Boca Raton, FL. (2008).
  6. Hatsopoulos, N. G., Donoghue, J. P. The science of neural interface systems. Annu. Rev. Neurosci. 32, 249-266 (2009).
  7. Battaglia, F. P. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. J. Neurosci. Methods. 178, 291-300 (2009).
  8. Kloosterman, F., Davidson, T. J. Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication. J. Vis. Exp. 26, e1094-e1094 (2009).
  9. Nguyen, D. P., Layton, S. P. Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly. J. Vis. Exp. (26), e1098-e1098 (2009).
  10. Haiss, F., Butovas, S., Schwarz, C. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. J. Neurosci. Methods. 187, 67-72 (2010).
  11. Cerf, M. On-line, voluntary control of human temporal lobe neurons. Nature. 467, 1104-1108 (2010).
  12. Kohn, D. F. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. American College of Laboratory Animal Medicine. series, (1997).
  13. Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat. J. Vis. Exp. (56), e3282-e3282 (2011).
  14. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain. Stereotaxic Coordinates. Elsevier Academic. Amsterdam. (1982).
  15. Harris, K. D. Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements. J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).
  16. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsáki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a Free Software Suite for Neurophysiological Data Processing and Visualization. J. Neurosci. Methods. 155, 207-216 (2006).
  17. Kipke, D. R. Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities. J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).
  18. Csicsvari, J. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).
  19. Sodagar, A. M., Wise, K. D., Najafi, K. A fully integrated mixed-signal neural processor for implantable multichannel cortical recording. IEEE Trans. Biomed. Eng. 54, 1075-1088 (2007).
  20. O'Connor, D. H., Huber, D., Svoboda, K. Reverse engineering the mouse brain. Nature. 461, 923-929 (2009).
  21. Boyden, E. S. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat. Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).
  22. Zhang, F. Circuit-breakers: optical technologies for probing neural signals and systems. Nat. Rev. Neurosci. 8, 577-581 (2007).
  23. Royer, S. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. Eur. J. Neurosci. 31, 2279-2291 (2010).
Storskalig inspelning av nervceller av lös Silicon sönder i Agera Gnagare
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Vandecasteele, M., M., S., Royer, S., Belluscio, M., Berényi, A., Diba, K., Fujisawa, S., Grosmark, A., Mao, D., Mizuseki, K., Patel, J., Stark, E., Sullivan, D., Watson, B., Buzsáki, G. Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents. J. Vis. Exp. (61), e3568, doi:10.3791/3568 (2012).More

Vandecasteele, M., M., S., Royer, S., Belluscio, M., Berényi, A., Diba, K., Fujisawa, S., Grosmark, A., Mao, D., Mizuseki, K., Patel, J., Stark, E., Sullivan, D., Watson, B., Buzsáki, G. Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents. J. Vis. Exp. (61), e3568, doi:10.3791/3568 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter