Summary

Probenvorbereitung von<em> Mycobacterium tuberculosis</em> Extrakte für Nuclear Magnetic Resonance Metabolomic Studies

Published: September 03, 2012
doi:

Summary

Die metabolomische Profil<em> Mycobacterium tuberculosis</em> Wird nach Wachstum in Bouillon-Kulturen bestimmt. Bedingungen können variiert werden, um die Wirkungen von Nahrungsergänzungsmitteln, Oxidantien und Anti-Tuberkulose-Mittel auf das metabolische Profil von diesem Mikroorganismus getestet werden. Verfahren für Extraktzubereitung gilt sowohl für 1D<sup> 1</sup> H und 2D<sup> 1</sup> H-<sup> 13</sup> C-NMR-Analysen.

Abstract

Mycobacterium tuberculosis ist eine der Hauptursachen der Sterblichkeit des Menschen auf einer globalen Skala. Die Entstehung der beiden Multi-(MDR) und extensiv-(XDR) resistente Stämme droht aktuellen Seuchenbekämpfung Bemühungen entgleisen. So gibt es ein dringender Bedarf an Medikamenten und Impfstoffen, die wirksamer als die gegenwärtig verfügbar sind zu entwickeln. Das Genom von M. Tuberkulose ist seit mehr als 10 Jahren bekannt, doch gibt es erhebliche Lücken in unserem Wissen von Genfunktionen und Wesentlichkeit. Viele Studien haben seit Genexpressionsanalyse an beiden transkriptomischen und Proteomik-Ebenen verwendet werden, um die Auswirkungen von Medikamenten, Oxidantien und Wachstumsbedingungen in globalen Muster der Genexpression zu bestimmen. Letztlich wird die endgültige Antwort dieser Veränderungen in der Zusammensetzung des metabolischen Bakterium einschließlich einiger tausend kleinem Molekulargewicht Chemikalien reflektiert. Vergleicht man die metabolische Profile von Wildtyp-und mutierten Stämmen, entweder unbehandelt oder treated mit einem bestimmten Wirkstoff, kann effektiv ermöglichen Zielidentifikation und kann zur Entwicklung von neuartigen Inhibitoren mit Anti-Tuberkulose-Aktivität führen. Ebenso können die Wirkungen von zwei oder mehreren Bedingungen auf der Metabolom ebenfalls bewertet werden. Kernspinresonanz (NMR) ist eine leistungsstarke Technologie, die zur Identifizierung und Quantifizierung von Stoffwechsel-Zwischenprodukte wird. Bei diesem Protokoll, Verfahren zur Herstellung von M. Tuberkulose Zellextrakten für NMR metabolomische Analyse beschrieben. Zellkulturen werden unter geeigneten Bedingungen und erforderlichen Biosicherheitsstufe 3 Containment, 1 geerntet gewachsen, und mechanischen Lyse unter Beibehaltung Kälte zur Konservierung von Metaboliten zu maximieren. Zelllysaten gewonnen werden, gefiltert sterilisiert, und bei extrem niedrigen Temperaturen. Aliquots von diesen Zellextrakte auf Middlebrook 7H9 Agar für koloniebildenden Einheiten der Abwesenheit von lebensfähigen Zellen zu überprüfen ausplattiert. Nach zwei Monaten Inkubation bei 37 ° C, wenn kein viLage Kolonien beobachtet werden, werden Proben aus dem Containment Anlage zur Weiterverarbeitung entfernt. Extrakte werden lyophilisiert, erneut in deuteriertem Puffer und injiziert in der NMR-Gerät, Erfassen spektroskopischer Daten, die anschließend einer statistischen Analyse unterzogen wird. Die beschriebenen Verfahren können sowohl für eindimensionale (1D) 1 H-NMR-und zweidimensionaler (2D) 1 H-13 C-NMR-Analysen angewandt werden. Diese Methode liefert zuverlässigere geringem Molekulargewicht Identifizierung von Metaboliten und mehr zuverlässige und empfindliche quantitative Analysen der Zellextrakt metabolische Zusammensetzungen als chromatographischen Methoden. Variationen der beschriebenen Verfahren nach der Zelllyse Schritt kann auch für parallele Proteomanalyse angepasst werden.

Protocol

Ein. Protokoll Text Dieses Protokoll zeigt die Anpassung der NMR-Methodik auf M. Tuberkulose (Klasse III-Agent). Daher müssen Biosafety Level 3 (BSL3) Praktiken zu beachten bei der Durchführung von M. Tuberkulose-Forschung in einem jährlich zertifizierten Labor. Exposition gegenüber Labor erzeugten Aerosole ist die wichtigste Gefahren durch Personal, das mit diesen Mikroorganismen auftreten. Die folgenden Verfahren werden an unserem Institut durchgeführt und Variationen …

Discussion

Eine beträchtliche Anzahl von Studien haben die Transkriptom-und Proteom-Profile von M. analysiert Tuberkulose unter einer Vielzahl von in vitro und in vivo-Bedingungen. 11-16 Letztlich Veränderungen in der Genexpression und Enzymaktivität von Variationen in den Konzentrationen der niedermolekulare Moleküle führen. Die vollständige Beschreibung dieser Verbindungen bildet den Metabolom. So können die Auswirkungen von Drogen und unterschiedlichen Wachstumsbedingungen a…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren möchten sich bei allen Mitgliedern des Labors von Dr. Barletta und Dr. Powers für hilfreiche Kommentare bei der Entwicklung des Protokolls. Wir danken Wendy Austin für hilfreiche Diskussionen und Korrekturlesen des Manuskripts. Die Arbeit in diesem Manuskript beschrieben wurde durch Samen Pilotbeihilfen jeder Ermittler oben von der University of Nebraska-Lincoln Redox Biology Center (parent Grant # NCRR 2P20RR 017675, D. Becker, PI) aufgeführt finanziert. Darüber hinaus danken wir Dr. Ofelia Chacon für die Bereitstellung von Mitteln aus ihrem R21 Zuschuss (1R21AI087561-01A1) für Forschung Lieferungen und Mr. Halouska partielle Gehalts Unterstützung NMR-Techniken in dieser Veröffentlichung enthaltenen standardisieren.

Materials

Name of the Reagent/Equipment Company Catalogue Number Comments
ADC Enrichment BD BBL Middlebrook 212352  
BACS-120 Sample Changer Bruker    
Bruker Avance NMR Bruker   500 MHz
Bovine Serum Albumin Fisher Scientific BP1600-100 Fraction V
Centrifuge Beckman Coulter Allegra X-15R Benchtop
Centrifuge Tubes Corning 430291 50 ml sterile polypropylene
Cryogenic Vials Corning 430488 2.0 ml sterile polypropylene
Cycloheximide A.G. Scientific C-1189 Toxic
D(+) – Glucose ACROS 41095-0010  
Deuterium Oxide Sigma Aldrich 617385  
Erlenmeyer Flask VWR 89095-266 Sterile, flat base, polycarbonate, 0.22 μm PTFE membrane vented cap
Flash Freeze Flask VWR 82018-226 750 ml
Freeze Dryer VWR 82019-038 4.5 L Benchtop
Glycerol GibcoBRL 15514-029  
Incubator New Brunswick Innova 40 Benchtop shaker
Lysing Matrix B MP Biomedicals 6911-100  
Lysis Machine MP Biomedicals FastPrep-24  
Microcentrifuge Eppendorf 5415D Benchtop
Microcentrifuge Beckman Coulter Microfuge 22R Benchtop
Middlebrook 7H9 Broth Difco 271310  
NMR tubes Norell ST500-7 5mM
OADC Enrichment BD BBL Middlebrook 212351  
Oleic Acid Sigma O1008  
Potassium Phosphate Dibasic VWR BDH0266  
Potassium Phosphate Monobasic VWR BDH0268  
Rotor – Microfuge 22R Beckman Coulter F241.5P Sealed and polypropylene
Rotor – Allegra X-15R Beckman Coulter SX4750 With bio-certified covers
Sodium Chloride Fisher Scientific S271-3  
Sodium-3-trimethylsilylpropionate-2,2,3,3-D4 Cambridge Isotope DLM-48  
Spectrophotometer Beckman Coulter DU-530  
Spectrophotometer Cuvettes LifeLINE LS-2410 1.5 ml polystyrene, 2 clear sides
Syringe Becton Dickinson 309585 Sterile, 3 ml Luer-Lok
Syringe Filter Nalgene 190-2520 0.2 μm sterile cellulose acetate
Tween 80 Fisher Scientific BP338-500  

References

  1. Larsen, M. H., Biermann, K., Tandberg, S., Hsu, T., Jacobs, W. R. Genetic Manipulation of Mycobacterium tuberculosis. Curr. Protoc. Microbiol. Chapter 10, 2 (2007).
  2. Larsen, M. H., Biermann, K., Jacobs, W. R. Laboratory Maintenance of Mycobacterium tuberculosis. Curr. Protoc. Microbiol. Chapter 10, 1 (2007).
  3. Clarridge, J. E., Shawar, R. M., Shinnick, T. M., Plikaytis, B. B. Large-scale use of polymerase chain reaction for detection of Mycobacterium tuberculosis in a routine mycobacteriology laboratory. J. Clin. Microbiol. 31, 2049-2056 (1993).
  4. Nguyen, B. D., Meng, X., Donovan, K. J., Shaka, A. J. SOGGY: solvent-optimized double gradient spectroscopy for water suppression. A comparison with some existing techniques. J. Magn. Reson. 184, 263-274 (2007).
  5. Cui, Q. Metabolite identification via the Madison Metabolomics Consortium Database. Nat. Biotechnol. 26, 162-164 (2008).
  6. Ulrich, E. L. BioMagResBank. Nucleic Acids Res. 36, 402-408 (2008).
  7. Wishart, D. S. HMDB: the Human Metabolome Database. Nucleic Acids Res. 35, 521-526 (2007).
  8. Kanehisa, M. KEGG for linking genomes to life and the environment. Nucleic Acids Res. 36, 480-484 (2008).
  9. Karp, P. D. Expansion of the BioCyc collection of pathway/genome databases to 160 genomes. Nucleic Acids Res. 33, 6083-6089 (2005).
  10. Halouska, S. Use of NMR metabolomics to analyze the targets of D-cycloserine in mycobacteria: role of D-alanine racemase. J. Proteome. Res. 6, 4608-4614 (2007).
  11. Boshoff, H. I. The transcriptional responses of Mycobacterium tuberculosis to inhibitors of metabolism: novel insights into drug mechanisms of action. J. Biol. Chem. 279, 40174-40184 (2004).
  12. Mehaffy, C. Descriptive proteomic analysis shows protein variability between closely related clinical isolates of Mycobacterium tuberculosis. Proteomics. 10, 1966-1984 (2010).
  13. Schnappinger, D. Transcriptional Adaptation of Mycobacterium tuberculosis within Macrophages: Insights into the Phagosomal Environment. J. Exp. Med. 198, 693-704 (2003).
  14. Schnappinger, D., Schoolnik, G. K., Ehrt, S. Expression profiling of host pathogen interactions: how Mycobacterium tuberculosis and the macrophage adapt to one another. Microbes. Infect. 8, 1132-1140 (2006).
  15. Shui, W. Quantitative proteomic profiling of host-pathogen interactions: the macrophage response to Mycobacterium tuberculosis lipids. J. Proteome. Res. 8, 282-289 (2009).
  16. Talaat, A. M., Lyons, R., Howard, S. T., Johnston, S. A. The temporal expression profile of Mycobacterium tuberculosis infection in mice. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 4602-4607 (2004).
  17. Forgue, P. NMR metabolic profiling of Aspergillus nidulans to monitor drug and protein activity. J. Proteome Res. 5, 1916-1923 (2006).
  18. Goodacre, R., Vaidyanathan, S., Dunn, W. B., Harrigan, G. G., Kell, D. B. Metabolomics by numbers: acquiring and understanding global metabolite data. Trends Biotechnol. 22, 245-252 (2004).
  19. Shin, J. H. NMR-based Metabolomic Profiling in Mice Infected with Mycobacterium tuberculosis. J. Proteome Res. 10, 2238-2247 (2011).
  20. Jaki, B. U., Franzblau, S. G., Cho, S. H., Pauli, G. F. Development of an extraction method for mycobacterial metabolome analysis. J. Pharm. Biomed. Anal. 41, 196-200 (2006).
  21. de Carvalho, L. P. Metabolomics of Mycobacterium tuberculosis reveals compartmentalized co-catabolism of carbon substrates. Chem. Biol. 17, 1122-1131 (2010).
  22. de Carvalho, L. P. Activity-based metabolomic profiling of enzymatic function: identification of Rv1248c as a mycobacterial 2-hydroxy-3-oxoadipate synthase. Chem. Biol. 17, 323-332 (2010).
  23. Marrero, J., Rhee, K. Y., Schnappinger, D., Pethe, K., Ehrt, S. Gluconeogenic carbon flow of tricarboxylic acid cycle intermediates is critical for Mycobacterium tuberculosis to establish and maintain infection. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 9819-9824 (2010).
  24. Tang, Y. J. Central metabolism in Mycobacterium smegmatis during the transition from O2-rich to O2-poor conditions as studied by isotopomer-assisted metabolite analysis. Biotechnol. Lett. 31, 1233-1240 (2009).
  25. Kweon, O. A polyomic approach to elucidate the fluoranthene-degradative pathway in Mycobacterium vanbaalenii PYR-1. J. Bacteriol. 189, 4635-4647 (2007).
  26. Hasan, M. R., Rahman, M., Jaques, S., Purwantini, E., Daniels, L. Glucose 6-phosphate accumulation in mycobacteria: implications for a novel F420-dependent anti-oxidant defense system. J. Biol. Chem. 285, 19135-19144 (2010).
  27. Soga, T. Quantitative metabolome analysis using capillary electrophoresis mass spectrometry. J. Proteome Res. 2, 488-494 (2003).
  28. Metz, T. O. The future of liquid chromatography-mass spectrometry (LC-MS) in metabolic profiling and metabolomic studies for biomarker discovery. Biomark Med. 1, 159-185 (2007).
  29. Ludwig, C., Viant, M. R. Two-dimensional J-resolved NMR spectroscopy: review of a key methodology in the metabolomics toolbox. Phytochem. Anal. 21, 22-32 (2010).
  30. Simpson, R. J., Inglis, J. . Proteins and Proteomics: A Laboratory Manual. , 425-595 (2003).
  31. Beste, D. J., McFadden, J. System-level strategies for studying the metabolism of Mycobacterium tuberculosis. Mol. Biosyst. 6, 2363-2372 (2010).
  32. Rhee, K. Y. Central carbon metabolism in Mycobacterium tuberculosis: an unexpected frontier. Trends Microbiol. , (2011).
  33. Who. Health Organization. Anti-tuberculosis Drug Resistance in the World: Report No. 4. , (2008).
  34. Jassal, M., Bishai, W. R. Extensively drug-resistant tuberculosis. Lancet Infect Dis. 9, 19-30 (2009).

Play Video

Cite This Article
Zinniel, D. K., Fenton, R. J., Halouska, S., Powers, R., Barletta, R. G. Sample Preparation of Mycobacterium tuberculosis Extracts for Nuclear Magnetic Resonance Metabolomic Studies. J. Vis. Exp. (67), e3673, doi:10.3791/3673 (2012).

View Video