Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Bioengineering

Optische Frequency Domain Imaging van doi: 10.3791/3855 Published: January 22, 2013

Summary

Een methode om de afbeelding

Abstract

Longkanker is de belangrijkste oorzaak van kanker-gerelateerde sterfgevallen 1. Plaveiselcel en kleincellige kankers zich typisch in samenwerking met de geleidende luchtwegen, terwijl adenocarcinomen zijn doorgaans in perifere locatie. Longtumor detectie vroeg in het ziekteproces kan het moeilijk zijn te wijten aan een aantal beperkingen: radiologische resolutie, bronchoscopische beperkingen bij de evaluatie van weefsel ten grondslag liggen aan de luchtwegen slijmvlies en het identificeren van de vroege pathologische veranderingen, en kleine steekproefgrootte en / of onvolledige bemonstering in de histologie biopten. Hoge resolutie beeldvormende technieken, zoals optische frequentie domein beeldvorming (OFDI), bieden niet-destructieve, groot gebied 3-dimensionale uitzicht op weefsel microstructuur tot een diepte naderen 2 mm in real-time (figuur 1) 2-6. OFDI is gebruikt in een verscheidenheid aan toepassingen, inclusief evaluatie van coronaire atherosclerose 6,7 en slokdarmkanker intestinale metaplasie en dysplasie

Bronchoscopische LGO / OFDI is aangetoond als een veilige in vivo imaging tool voor het evalueren van de pulmonale luchtwegen 11-23 (Animatie). Oktober is beoordeeld in de longen luchtwegen 16,23 en parenchym 17,22 van diermodellen en in vivo menselijke luchtwegen 14,15. Oktober beeldvorming van de normale luchtweg heeft aangetoond visualisatie van de luchtwegen gelaagdheid en alveolaire bijlagen, en de evaluatie van dysplastische laesies is nuttig gebleken in het onderscheiden van soorten van dysplasie in de bronchiale mucosa 11,12,20,21. OFDI beeldvorming van bronchiale mucosa is aangetoond in een kort segment bronchiale (0,8 cm) 18. Daarnaast heeft volumetrische OFDI verspreid over meerdere luchtwegen generaties in varkens en de menselijke pulmonaire luchtwegen in vivo beschreven 19. Endobronchiale OCT / OFDI wordt typisch uitgevoerd met dunne, flexibele katheters, die compatibel zijn met standaard bronchoscopic toegangspoorten. Daarnaast hebben LGO en OFDI naald gebaseerde probes recent ontwikkeld, die kunnen worden gebruikt om beelden gebieden van de long boven de luchtwegwand of pleurale oppervlak 17.

Terwijl OCT / OFDI is gebruikt en aangetoond haalbaar in vivo imaging pulmonale geen studies met precies afgestemd een-op-een OFDI: histologie uitgevoerd. Daarom moeten specifieke imaging criteria voor verschillende pathologieën pulmonale nog worden ontwikkeld. Histopathologische tegenhangers in vivo verkregen uit biopsie slechts kleine fragmenten die moeilijk te correleren met grote OFDI datasets. Bovendien, ze niet de uitgebreide histologie voor een registratie met een groot volume OFDI. Daardoor kunnen specifieke beeldkenmerken van pulmonaire pathologie niet worden ontwikkeld in de in vivo setting. Elkaar afgestemd, een-op-een OFDI en histologie correlatie essentieel nauwkeurig te evalueren functies te zien in OFDI tegen histologie als gouden standaard worden bepaald, zodat specifieke beeldinterpretatie criteria voor pulmonale neoplasmata en andere pulmonale aandoeningen. Zodra specifieke imaging criteria ontwikkeld en gevalideerd ex vivo met matchende een-op-een histologie kunnen de criteria vervolgens worden toegepast op in vivo imaging studies. Hier presenteren we een methode voor nauwkeurige, een op een correlatie tussen een hoge resolutie optische beeldvorming en histologie in ex vivo longresectie exemplaren. Gedurende dit manuscript, beschrijven we de technieken die worden gebruikt om OFDI beelden af ​​te stemmen op histologie. Deze methode is niet specifiek voor OFDI en kan worden gebruikt voor histologie geregistreerde beelden te verkrijgen voor optische beeldvormingstechniek. We voerden luchtwegen gecentreerd OFDI met een gespecialiseerde custom built bronchoscopische 2,4 French (0,8 mm diameter) katheter. Weefselmonsters werden gemerkt met weefsel kleurstof zichtbaar in zowel OFDI en histologie. Zorgvuldige oriëntatie procedures werden gebruikt om precies correleren imaGing en histologische sampling locaties. De technieken die in dit manuscript werden gebruikt om de eerste demonstratie van volumetrische OFDI voeren nauwkeurige correlatie weefsel gebaseerde diagnose gaan pulmonale pathologie 24. Deze eenvoudige en effectieve techniek kan worden uitgebreid tot andere weefseltypen nauwkeurige beeldvorming aan histologie correlatie nodig om fijne beeldkenmerken van normale en zieke weefsels te bepalen.

Protocol

1. Imaging System

De technische details van OFDI zijn eerder 4 tot 6 beschreven. Omtrek OFDI werd uitgevoerd bij beeldvorming snelheden tussen 25 en 100 frames per seconde en tussen 512 en 2.048 axiale diepte profielen per ronde dwarsdoorsnede beeld. Aangepaste 2,4 Fr (0,8 mm diameter) schroefvormige aftasting katheters die in deze studie werden ontworpen om door de toegangspoort van standaard bronchoscopen. De catheters bestond uit een binnenste kern van het optische licht op de bronchiale wand en een eenmalige buitenmantel richten. Het katheterlichaam bleef staan ​​gedurende imaging terwijl de binnenkern werd geroteerd met een snelheid tussen 25 en 100 Hz en vertaald in een pullback snelheid tussen 1,25 en 5 mm / sec. De axiale resolutie van het systeem was 6 mm in weefsel en een beeld-gaande diepte van 7,3 mm 4-6. Katheter gebaseerde OFDI uitgevoerd in deze studie te repliceren in vivo bronchoscopische OFDI (Figuur 1). Dit kan echter protocol ook worden toegepast op beeldvorming met een bench-top optisch systeem (figuur 3 en 4).

2. Imaging System Set-up

  1. Schakel afbeeldingssysteem
  2. Instellen en opnemen imaging parameters (toerental, pullback snelheid, beeldacquisitie tarief, enz.). Voor het OFDI afbeeldingsstelsel die in deze studie werden beelden verkregen bij 10-50 fps.
  3. Bevestig de katheter in een roterende kruising en pullback apparaat.
  4. Spin katheter en controleer beeldkwaliteit. Stel het systeem uitlijning en offset als dat nodig is.

3. Weefselbereiding

  1. Plaats een tafelblad wegwerp absorberende pad op de werkbank en stel longen monster op pad.
  2. Als beeldvorming een chirurgische ex vivo monster van een patiënt, moet u de afdeling pathologie te raadplegen om ervoor te zorgen dat alle resectie marges (bronchiale, vasculaire, en parenchymale marges) zijn beoordeeld, gedocumenteerd en / of verwijderd door een pathoLogist.
  3. Identificeer de bronchiale luchtwegen invoeren van het resectiepreparaat bij de navel. Verwijder alle zichtbare slijm in de luchtwegen met behulp van een injectiespuit droeg. Indien nodig kunt u een langere segment van kunststof slang aan de spuit gebaard zuigkracht dieper in de luchtwegen.
  4. Palperen het buitenoppervlak van het monster van de laesie van interesse.
  5. Met behulp van een fijne metalen sonde, behoedzaam navigeren door de bronchiale boom tot in de buurt van de laesie van belang.
  6. Open de luchtweg langs de sonde tot aan de laesie in de buurt is zichtbaar of voelbaar onder de luchtwegen slijmvlies.
  7. Verwijder zorgvuldig alle bloed of slijm uit de luchtwegen slijmvlies bovenop de laesie met een wattenstaafje.
  8. Plaats de OFDI katheter boven de luchtweg mucosa en het verkrijgen van een beeld te bevestigen dat de laesie wordt de luchtweg mucosa onderliggende en een hoogwaardige beelden gebied van interesse voor histologie correlatie.

4. Tissue Markering

    <li> Selecteer het gebied van belang in de luchtwegen op basis van eerdere bevindingen bij beeldvorming in stap 3.8.
  1. Kies twee punten op het weefsel langs de gewenste lijn van imaging. Punten kunnen evenwijdig aan de lengterichting (figuur 2) of perifere (figuur 3) aspect van de luchtwegen, afhankelijk van de gewenste resultaten bedoeld. Space dots niet meer dan 1,5 cm uit elkaar zodat het gedeelte van weefsel kan passen in een blok histologie verwerkt. Indien een weefsel lengte van> 1,5 cm vereist is, dan gesplitst in meerdere weefsel lengte 1,5 cm lang geïnkt gebieden van belang om meerdere afgestemd imaging maken: histologie paren.
  2. Dompel een fijne getipt geopend naald (dat wil zeggen 25 gauge 7/8 "lang) in het weefsel markering kleurstof (Driehoek Biomedische Wetenschappen, Durham, NC).
  3. Veeg overtollige inkt van de buitenkant van de naald met gaas, waardoor weefsel merkinkt alleen binnen de naald boring.
  4. Prik het weefsel loodrecht op de luchtwegen slijmvlies aan degekozen punt langs de lijn van beeldvorming.
  5. Herhaal stap 3,3 tot 3,5 voor het tweede punt op de luchtwegen mucosa.
  6. Als de inkt loopt over het mucosale oppervlak uit de buurt van de prikplaats, gebruik dan een katoenen getipt applicator voorzichtig verwijderen van de overtollige inkt.
  7. Verwijderen slijm of bloed op het oppervlak van de luchtweg mucosa met een katoenen tip applicator, indien aanwezig.
  8. Als de inktpunten in omtreksrichting geplaatst binnen een luchtweg, is het nuttig pen openen beide zijden van de luchtweg aan het weefsel plat in het beeldveld (figuur 3a).

5. Imaging Tissue

  1. Plaats de OFDI katheter over elke inkt merk en imago om ervoor te zorgen de merken zijn zichtbaar op OFDI. Marks moeten als centraal storingen in de weefselstructuur met overliggende sterk verstrooiende deeltjes en onderliggende snelle signaalverzwakking, dat overeenkomt met de inkt deeltjes in de prikplaats (figuur 3b figuur 4a Figuur 4g
  2. Als u inkt merk (en) zijn niet zichtbaar op OFDI, herhaalt u de stappen 4,3 tot 4,7 voor de niet-zichtbare sporen. Als de inkt vlekken zichtbaar zijn met OFDI, gaat u verder met stap 5.3.
  3. Plaats de katheter parallel aan de twee inkt merktekens op de luchtwegen mucosale oppervlak zodat de catheter optiek het weefsel liggen over dan de eerste inkt markering (figuur 2b). Het verankeren van het proximale einde van de katheter met een lichtgewicht object en vastzetten het distale einde kan verminderen bewegingsartefacten.
  4. Ga verder met het verzamelen van een OFDI pullback.
  5. Bekijk de OFDI pullback beelden om ervoor te zorgen zowel inkt markeringen zichtbaar zijn in de beeldvorming en om te controleren op bewegingsartefacten (Figuur 3 en Figuur 4). Als de merktekens niet zichtbaar zijn, herhaalt u stappen 5.1 5,4.

6. Inzameling en verwerking van weefsel

  1. Plaats een groene inktstippenteller (Driehoek Biomedische Wetenschappen, Durham, NC) op de luchtwegen mucosale weefsel te oriënteren het begin van de imaging-scan, 0,3 cm uit de buurt van eE Ink merk die voor het eerst verscheen in de beeldvorming pullback (figuur 2c).
  2. Verwijder weefsel omvat de twee zwarte inkt merken en groene inkt merk. Trim weefsel om te passen in een standaard histologie verwerking cassette. Als uitsnijden van vers weefsel moeilijk dan het weefsel voorafgaand worden bevestigd aan het weefsel verwijderd voor histologie.
  3. Plaats weefsel in een cassette en histologie verwerking fix in 10% formaline gedurende tenminste 48 uur.
  4. Proces weefsel in een weefsel-processor, die beschikbaar zijn via elke histologie afdeling.
  5. Embed paraffine weefsel zodat de snijvlakken zullen evenwijdig aan de twee zwarte inkt markeringen op de luchtwegen oppervlak.
  6. Gebruik een tissue microtoom aan de paraffineblok geconfronteerd totdat hetzij een inkt merk zichtbaar is of het gehele weefsel sectie zichtbaar is, wat het eerst komt.
  7. Zodra beide zwarte inkt markeringen zichtbaar, snij een 5 urn dikke gedeelte en monteren op een glasplaatje.
  8. Ga door te snijden en monteren 5 micrometer dikke secties elk50 pm tot de zwarte inkt merken zijn niet meer zichtbaar of het weefsel eindigt, wat het eerst komt.
  9. Volg standaard hematoxyline en eosine (H & E) kleuring protocollen om vlekken en dekglaasje dia's.

7. Image Processing

Als beelden werden verkregen met een benchtop scanner of andere scantechniek waarbij zowel inkt altijd zichtbaar was in een dwarsdoorsnede beeld en het beeld kan direct worden gecorreleerd met overeenkomstige histologie. Wanneer het met datasets werden verworven met een spiraalvormig scansysteem katheter, zullen de beelden moeten opnieuw worden geïnterpoleerd, zodat een enkele 2D-beeld zowel inkt markeringen voor correlatie met histologie doorsnijdt. Dit kan worden bereikt met behulp ImageJ of beeldverwerking software. In sommige gevallen kan de inkt niet goed zichtbaar waarbij aangrenzende delen / slides worden onderzocht.

Representative Results

De zwarte inkt markeringen moet tussen 1 - 1.5 cm elkaar om beeldvorming gebied van belang geven. De groene inkt merk moet worden aan het begin van het beeldvormende scan, voordat de eerste zwarte inkt markering te oriënteren het model (Figuur 2 en figuur 3a). Tissue inkt merken moet zichtbaar zowel OFDI beeldvorming en histologie (figuur 3 en 4). In normale varkens (figuur 3) en menselijke luchtwegen (Figuur 4), luchtweg typisch lagen zichtbaar. Het epitheel (E) zichtbaar is als een dunne, matig signaal dichte homogene laag aan de luminale aspect van de luchtweg. De lamina propria bestaat uit georganiseerde signaal aan intense signaal slechte weefsel, overeenkomend met verschillende onderdelen van de lamina propria (LP) zoals signaal intense bindweefsels waaronder elastine en collageen (EL) en slechte signaal speeksel-type klierweefsel (G ). Er zijn af en toe zichtbaar signaal slecht kanalen (D) het doorkruisen van de respiratory epitheel te verbinden met de bronchiale lumen. Gladde spieren verschijnt als discontinue, afgewisseld gladde spieren bundels en is dus niet herkenbaar OFDI. De H & E en trichrome vlekken kunnen luchtweg lagen worden gevisualiseerd (figuur 3c, 3d, 3f, 3g, 4b, 4c, 4e en 4f), waar op trichroom de oppervlakkige dichte elastische en collagene weefsels zich diep blauw en de onderliggende gladde spier vlekken rode (SM). Kraakbeen ringen (C) verschijnen als signaal arme sikkel-vormige structuren met goed gedefinieerde grenzen, die overlappen in de varkens luchtwegen en elkaar niet overlappen in de menselijke luchtwegen. De perichondrium rond de kraakbeenringen weergegeven als een dunne laag signaal intense weefsel omvat de ontvangst slecht kraakbeenringen. In de perifere menselijke luchtwegen (Figuur 4g en 4h), alveolaire uitrustingen (A) zichtbaar zo dun, intense signaal rooster-achtige alveolaire wanden signaal void alveolaire ruimten. Vasculaire ruimten binnen de lamina propria zijn visible als signaal nietig lineaire of cirkelvormige structuren met een lichte onderliggende schaduw artefact (pijlen).

Figuur 1
Figuur 1. OFDI van varkens luchtwegen. In vivo beelden verkregen uit een varkens luchtwegen onder mechanische ventilatie. (A) ODFI dwarsdoorsnede van proximale luchtwegen. (B) OFDI dwarsdoorsnede van het distale luchtwegen. (C) ODFI langsdoorsnede van proximale luchtwegen, hogere vergroting beeld van panel e in het rood gemarkeerd gebied. (D) OFDI langsdoorsnede van de distale luchtwegen, hogere vergroting beeld van panel e in het groen gemarkeerd gebied. (E) ODFI langsdoorsnede van luchtwegen van proximaal naar distaal (links naar rechts). Catheter diameter is 0,8 mm en maatstreepjes vertegenwoordigen stappen van 0,5 mm. Hoewel verschillende lagen van de luchtwegen en alveolaire wand bijlagen worden onderscheiden in de beelden OFDI is moeilijk nauwkeurig interpreteren anatomische correlate van de OFDI signalen zonder direct geregistreerd histologie. e: epitheel, lp: lamina propria, sm: submucosa, c: kraakbeen, een: alveolaire bijlagen.

Figuur 2
Figuur 2. Weefsel markeerinrichting van varkens luchtwegen. (A) geopend luchtweg met twee zwarte inkt vlekken op het luminale oppervlak geplaatst parallel aan de longitudinale aspect van de luchtweg, 1,5 cm. (B) OFDI katheter geplaatst over twee zwarte inkt markeert om zowel merken in de OFDI pullback. (C) Airway extra groene inkt markering te oriënteren het begin van de imaging scan op het monster.

Figuur 3
Figuur 3. OFDI en histologie van varkens luchtweg tonen nauwkeurig corverband met weefsel markeerinrichting. (a) geopend luchtweg met twee zwarte inkt vlekken op het luminale oppervlak geplaatst parallel aan de omtrek aspect van de luchtweg. Kunnen worden gebruikt voor het verder openen van de luchtweg (pijlen). (B) OFDI van varkens luchtweg met zowel inkt markeert zichtbaar (asterisks) met (c) precies gecorreleerd histologie gekleurd met H & E (asterisken: zwarte inkt markeert zichtbaar ademhalingsepitheel) en (d) gecorreleerde trichrome kleuring. Scale bar: 2 mm. (E) Hogere vergroting Gezien OFDI beeld met (f) gevonden histologie gekleurd met H & E en (g) gecorreleerde trichrome kleuring. E: respiratoire epitheel, EL: dichte collageen en elastische weefsels, SM: gladde spieren, C: kraakbeen ringen (histologisch artefact heeft geresulteerd in kunstmatige scheiding van het kraakbeen ringen), G: speekselklier weefsel, D: speeksel kanaal invoeren van epitheel. Scale bar: 250 pm. Klik hier om een grotere afbeelding te bekijken .

Figuur 4
Figuur 4. OFDI en histologie van menselijke luchtwegen tonen nauwkeurige correlatie met behulp van weefsel markering. (A) OFDI van menselijke proximale luchtweg met zowel inkt markeert zichtbaar (sterretjes). (B) Juist gecorreleerd histologie gekleurd met H & E met zwarte inkt markeert zichtbaar ademhalingsepitheel (sterretjes) en (c) kleuring gecorreleerde trichrome. Scale bar: 2 mm. (D) Hogere vergroting Gezien OFDI beeld en (e) gevonden histologie gekleurd met H & E en (f) trichrome. Scale bar: 250 pm. E: respiratoire epitheel, LP: lamina propria, G: speekselklier weefsel, C: kraakbeen ringen, PC: perichondrium. In de menselijke luchtwegen, typisch lagen zichtbaar. In het losse bindweefsel, zijn er afgewisseld bundels van rode vlekken gladde spier (SM, panelen c en f), Die geen deel van een eindloze band en zijn dus niet zichtbaar als een onderscheiden laag in OFDI. (G) OFDI menselijke distale luchtwegen en (h) nauwkeurig gecorreleerd H & E histologie met zwarte inkt markeringen zichtbaar ademhalingsepitheel (sterretjes). Scale bar: 2 mm. Alveolaire bijlagen (A) zijn zichtbaar als signaal intense rooster-achtige alveolaire wanden met signaal lege alveolaire ruimten. Vasculaire ruimtes in de lamina propria ook zichtbaar signaal leegte structuren met onderliggende mild shadowing (pijlen).

Discussion

Beoordeling van de vroege longtumoren kan zeer uitdagend zijn door gebrek aan symptomen en het onvermogen om vroege neoplastische veranderingen te visualiseren radiologisch of bronchoscopically. OFDI biedt buurt van histologische resolutie, groot gebied 3-dimensionale uitzicht op weefsel microstructuur in real time 2-6. Endobronchiale OFDI is aangetoond in patiënten als veilig techniek die kan worden gebruikt om hoge-resolutie volumetrische datasets verkrijgen over lange segmenten luchtwegen in de longen luchtwegen 11-13 (Animation). Echter slechts kleine biopsieën verkregen histopathologische tegenhangers in de in vivo omgeving, die niet voldoende correlaties met OFDI voorzien in de ontwikkeling van beeldvormende criteria voor pulmonaire pathologie. Om nauwkeurig te kunnen beoordelen OFDI functies te zien in pulmonale beeldvorming, is het essentieel om exact op elkaar afgestemd beeld te krijgen van de histologie correlaties. We een eenvoudige en doeltreffende methode voor nauwkeurige, een tot one correlatie tussen OFDI en histologie toegepast luchtwegen beeldvorming van ex vivo pulmonale resectie specimens, die voor bijna elke ex vivo weefseltype. Zodra imaging criteria vastgesteld ex vivo met matchende een-op-een histologie kunnen deze criteria vervolgens worden toegepast op in vivo imaging.

Het weefsel kleurstof gebruikt om de beeldvorming van belang zijnde markeren duidelijk zichtbaar in zowel OFDI en histologie. Door eenvoudige technieken te oriënteren weefsel kan inkt markeringen worden gelezen zowel beeldvorming en histologie om een ​​tot een vergelijking van OFDI kenmerken en histologische bevindingen met identificeerbare imaging eigenschappen van het weefsel pathologie bepalen. De techniek is goedkoop en praktisch, waardoor het nuttig in vele optische beeldvorming.

In de in vivo setting, kunnen methoden zoals laser markering worden gebruikt voor weefsel oriëntatie 25. Echter, thij geringe omvang van de bronchiale biopsie nog een beperkende factor in het gebruik in vivo studies specifieke imaging criteria voor pulmonaire pathologie. Hoewel ex vivo studies als voldoende alternatief voor in vivo beeldvorming, zijn er enkele beperkingen. Ex vivo long specimens worden opgeblazen en die vaak chirurgisch geïnduceerde atelectase, die het uiterlijk van normale celstructuren verandert. Opblazen chirurgisch weggesneden longweefsel met weefsel-markering voor histologie correlatie is technisch uitdagend als de meeste chirurgische long exemplaren worden ontvangen na pathologie vriescoupe evaluatie komen waarbij de pleura oppervlak wordt verstoord, interfereren met het monster inflatie. Niet-pathologische atelectase geen artefact gezien in de in vivo setting, waardoor deze beperking niet relevant voor in vivo imaging pulmonale. Daarnaast kan geen bloed in vaten in ex vivo specimens bemoeilijken distinguish vasculaire structuren van andere signaal leegte structuren. In de in vivo setting, zou de toevoeging van Doppler OCT / OFDI 26-28 structurele OCT / OFDI helpen bij de identificatie van schepen.

Bewegingsartefacten kan worden gezien in vivo wanneer ze niet aanwezig ex vivo. Dit zou eventueel kunnen problematisch zijn in standaard oktober systemen met trage overname tarieven. Echter, de snelle frame rates van OFDI systemen zijn op dit moment> 200 fps 29-31. Aldus wordt niet verwacht dat bewegingsartefacten een significant probleem. Vorige in vivo LGO en OFDI imaging studies hebben aangetoond goed te kunnen visualiseren van fijne imaging functies 14,15,18,19.

In deze studie hebben we aangetoond volumetrische OFDI met nauwkeurige correlatie met weefsel-gebaseerde diagnostiek voor het evalueren van pulmonale pathologie. De beschreven procedure moet precies afgestemd histologie aan gebruik als goud Standard voor de OFDI beeldinterpretatie.

Zodra specifieke imaging criteria voor pulmonale pathologie zijn ontwikkeld en gevalideerd ex vivo met matchende een-op-een histologie kunnen de criteria dan toegepast op alle volgende in vivo imaging studies met het gebruik van een bronchiale biopsie als gouden standaard beoordeling van de imaging functies te zien. Deze techniek wordt gepresenteerd als een verzoek om pulmonale resectie specimens, maar kan worden toegepast op vrijwel elk weefseltype de precieze imaging aan histologie correlatie nodig om fijne beeldkenmerken van normale en pathologische weefsels te bepalen.

Disclosures

Productie en gratis toegang tot dit artikel wordt gesponsord door NinePoint Medical Inc

Acknowledgments

De auteurs willen graag aan de heer Sven Holder en de heer Stephen Conley bedanken voor hun onschatbare hulp in deze studie. Dit werk werd deels gefinancierd door het National Institute of Heath [Grant aantal R00CA134920] en de American Lung Association [Grant aantal RG-194681-N]. NinePoint Medical Inc sponsorde de publicatie kosten verbonden aan dit manuscript.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tissue marking dye Triangle Biomedical TMD-BK, TMD-G

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Jemal, A., et al. Cancer statistics. CA Cancer J. Clin. 57, 43-66 (2007).
  2. Fujimoto, J. G., et al. Optical biopsy and imaging using optical coherence tomography. Nat. Med. 1, 970-972 (1995).
  3. Tearney, G. J., et al. In vivo endoscopic optical biopsy with optical coherence tomography. Science. 276, 2037-2039 (1997).
  4. Yun, S., Tearney, G., de Boer, J., Iftimia, N., Bouma, B. High-speed optical frequency-domain imaging. Opt. Express. 11, 2953-2963 (2003).
  5. Yun, S., Tearney, G., de Boer, J., Bouma, B. Removing the depth-degeneracy in optical frequency domain imaging with frequency shifting. Opt. Express. 12, 4822-4828 (2004).
  6. Yun, S. H., et al. Comprehensive volumetric optical microscopy in vivo. Nat. Med. 12, 1429-1433 (2006).
  7. Tearney, G. J., et al. Three-dimensional coronary artery microscopy by intracoronary optical frequency domain imaging. JACC Cardiovasc. Imaging. 1, 752-7561 (2008).
  8. Suter, M. J., et al. Image-guided biopsy in the esophagus through comprehensive optical frequency domain imaging and laser marking: a study in living swine. Gastrointest. Endosc. 71, 346-353 (2010).
  9. Suter, M. J., et al. Comprehensive microscopy of the esophagus in human patients with optical frequency domain imaging. Gastrointest. Endosc. 68, 745-753 (2008).
  10. Desjardins, A. E., et al. Angle-resolved optical coherence tomography with sequential angular selectivity for speckle reduction. Optics express. 15, 6200-6209 (2007).
  11. Lam, S., et al. In vivo optical coherence tomography imaging of preinvasive bronchial lesions. Clin. Cancer Res. 14, 2006-2011 (2008).
  12. Michel, R. G., Kinasewitz, G. T., Fung, K. M., Keddissi, J. I. Optical coherence tomography as an adjunct to flexible bronchoscopy in the diagnosis of lung cancer: a pilot study. Chest. 138, 984-988 (2010).
  13. Williamson, J. P., et al. Using optical coherence tomography to improve diagnostic and therapeutic bronchoscopy. Chest. 136, 272-276 (2009).
  14. Coxson, H. O., Lam, S. Quantitative assessment of the airway wall using computed tomography and optical coherence tomography. Proc. Am. Thorac. Soc. 6, 439-443 (2009).
  15. Coxson, H. O., et al. Airway wall thickness assessed using computed tomography and optical coherence tomography. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 177, 1201-1206 (2008).
  16. Hanna, N., et al. Two-dimensional and 3-dimensional optical coherence tomographic imaging of the airway, lung, and pleura. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 129, 615-622 (2005).
  17. Quirk, B. C., et al. In situ imaging of lung alveoli with an optical coherence tomography needle probe. J. Biomed. Opt. 16, 036009 (2011).
  18. Su, J., et al. Real-time swept source optical coherence tomography imaging of the human airway using a microelectromechanical system endoscope and digital signal processor. J. Biomed. Opt. 13, 030506 (2008).
  19. Suter, M. J., et al. Real-time Comprehensive Microscopy Of The Pulmonary Airways: A Pilot Clinical Study. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 181, A5159 (2010).
  20. Tsuboi, M., et al. Optical coherence tomography in the diagnosis of bronchial lesions. Lung Cancer. 49, 387-394 (2005).
  21. Whiteman, S. C., et al. Optical coherence tomography: real-time imaging of bronchial airways microstructure and detection of inflammatory/neoplastic morphologic changes. Clin. Cancer Res. 12, 813-818 (2006).
  22. Xie, T., et al. In vivo three-dimensional imaging of normal tissue and tumors in the rabbit pleural cavity using endoscopic swept source optical coherence tomography with thoracoscopic guidance. J. Biomed. Opt. 14, 064045 (2009).
  23. Yang, Y., et al. Use of optical coherence tomography in delineating airways microstructure: comparison of OCT images to histopathological sections. Phys. Med. Biol. 49, 1247-1255 (2004).
  24. Hariri, L. P., et al. Volumetric optical frequency domain imaging of pulmonary pathology with precise correlation to histopathology. CHEST. In Press (2012).
  25. Suter, M. J., et al. Image-guided biopsy in the esophagus through comprehensive optical frequency domain imaging and laser marking: a study in living swine. Gastrointestinal endoscopy. 71, 346-353 (2010).
  26. Chen, Z., et al. Noninvasive imaging of in vivo blood flow velocity using optical Doppler tomography. Optics letters. 22, 1119-1121 (1997).
  27. Osiac, E., Saftoiu, A., Gheonea, D. I., Mandrila, I., Angelescu, R. Optical coherence tomography and Doppler optical coherence tomography in the gastrointestinal tract. World journal of gastroenterology : WJG. 17, 15-20 (2011).
  28. Yang, V. X., et al. Endoscopic Doppler optical coherence tomography in the human GI tract: initial experience. Gastrointestinal endoscopy. 61, 879-890 (2005).
  29. Braaf, B., et al. Phase-stabilized optical frequency domain imaging at 1-microm for the measurement of blood flow in the human choroid. Opt. Express. 19, 20886-20903 (2011).
  30. Oh, W. Y., Vakoc, B. J., Shishkov, M., Tearney, G. J., Bouma, B. E. 400 kHz repetition rate wavelength-swept laser and application to high-speed optical frequency domain imaging. Opt. Lett. 35, 2919-2921 (2010).
  31. Gora, M., et al. Ultra high-speed swept source OCT imaging of the anterior segment of human eye at 200 kHz with adjustable imaging range. Opt. Express. 17, 14880-14894 (2009).
Optische Frequency Domain Imaging van<em&gt; Ex vivo</em&gt; Pulmonale Resectie Specimens: Het verkrijgen van een op een afbeelding om histopathologie Correlatie
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hariri, L. P., Applegate, M. B., Mino-Kenudson, M., Mark, E. J., Bouma, B. E., Tearney, G. J., Suter, M. J. Optical Frequency Domain Imaging of Ex vivo Pulmonary Resection Specimens: Obtaining One to One Image to Histopathology Correlation. J. Vis. Exp. (71), e3855, doi:10.3791/3855 (2013).More

Hariri, L. P., Applegate, M. B., Mino-Kenudson, M., Mark, E. J., Bouma, B. E., Tearney, G. J., Suter, M. J. Optical Frequency Domain Imaging of Ex vivo Pulmonary Resection Specimens: Obtaining One to One Image to Histopathology Correlation. J. Vis. Exp. (71), e3855, doi:10.3791/3855 (2013).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter