Summary
De nombreuses études utilisant des modèles de rats de dérivation gastrique ont été récemment menées pour découvrir les mécanismes physiologiques sous-jacents de Roux-en-Y des opérations de pontage gastrique. Cet article vise à démontrer et discuter des détails techniques et expérimentales de notre modèle de dérivation gastrique du rat publié à comprendre les avantages et les limites de cet outil expérimental.
Abstract
Actuellement, la thérapie la plus efficace pour le traitement de l'obésité morbide pour induire significative et maintenu une perte de poids avec un avantage de mortalité est de 1,2 éprouvée la chirurgie bariatrique. Par conséquent, il ya eu une augmentation régulière du nombre d'opérations bariatriques pratiquées dans le monde ces dernières années avec le Roux-en-Y bypass gastrique (by-pass gastrique) étant le plus souvent effectué l'opération 3. Dans ce contexte, il est important de comprendre les mécanismes physiologiques par lesquels le pontage gastrique induit et maintient la perte de poids corporel. Ces mécanismes sont pas encore entièrement compris, mais peut inclure réduire la faim et de satiété augmenté 4,5, augmentation des dépenses énergétiques 6,7, de préférence modifiées pour des aliments riches en graisses et en sucres 8,9, le sel et modifié traitement de l'eau du rein 10 comme ainsi que des modifications dans 11 microbiote intestinal. Ces changements observés après bypass gastrique peut au moins en partie provenir de la façon dontla chirurgie modifie le milieu hormonal, car le bypass gastrique augmente la libération post-prandiale du peptide-YY (PYY) et le glucagon-like-peptide-1 (GLP-1), les hormones qui sont libérées par l'intestin en présence de nutriments et qui réduisent les manger 12.
Au cours des deux dernières décennies de nombreuses études sur des rats ont été menées pour étudier plus avant les changements physiologiques après un pontage gastrique. Le modèle de pontage gastrique chez le rat s'est avérée être un outil précieux expérimentale au pas comme il suit de près le profil de temps et de l'ampleur de la perte de poids de l'homme, mais aussi permet aux chercheurs de contrôler et de manipuler des facteurs critiques anatomiques et physiologiques, y compris l'utilisation de contrôles appropriés. Par conséquent, il ya un large éventail de modèles de rats pontage gastrique disponibles dans la documentation examinée plus en détail ailleurs dans 13-15. La description de la technique chirurgicale exacte de ces modèles est très variable et diffère, par exemple en termes de taille de pochette, un membrelongueurs, et la préservation du nerf vagal. Si indiqué, les taux de mortalité semblent aller de 0 à 35% 15. En outre, la chirurgie a été effectuée presque exclusivement chez les rats mâles de souches et d'âges différents. Régimes pré-et post-opératoire variait aussi considérablement.
Variations techniques et expérimentales dans les modèles gastriques publiés rat de contournement compliquer la comparaison et l'identification des potentiels mécanismes physiologiques impliqués dans le bypass gastrique. Il n'ya pas de preuve claire que n'importe lequel de ces modèles est supérieur, mais il ya un besoin émergent pour la normalisation de la procédure pour obtenir des données cohérentes et comparables. Cet article vise donc à résumer et à discuter des détails techniques et expérimentales de notre modèle précédemment validé et publié le bypass gastrique chez le rat.
Protocol
1. Soins préopératoires
- Retirer les aliments du rat durant la nuit avant la chirurgie.
- Induire une anesthésie dans la chambre avec un débit isoflurane et O2 4-5% de 2 l / min.
- Rasage l'abdomen du sternum au bassin à l'aide de rasoir électrique.
- Placez rat anesthésié en décubitus dorsal sur un coussin chauffant isotherme.
- Appliquer une pommade ophtalmique (Vitagel) avant de placer le museau des rats dans les coiffe.
- Maintenir l'anesthésie avec la concentration d'isoflurane de 2-3% et le débit d'O2 de 2 l / min.
- Désinfectez la peau à la Bétadine-Solution.
- Confirmez profondeur de l'anesthésie avec une pincée pince entre les doigts de la patte arrière.
- Administrer 5,7 mg / kg par voie intrapéritonéale enrofloxacine que l'antibioprophylaxie péri-opératoire, et 1 mg / kg Flunixine pour l'analgésie.
2. Laparotomie médiane
- Effectuer une incision médiane en utilisant un scalpel à partir juste en dessous de processus xyphoïde (lame n ° 10).
- Mobiliser la peau de la circonférence underlying muscles abdominaux avec des ciseaux de Metzenbaum.
- Ouvrez la cavité abdominale.
- Installez écarteurs pour faciliter l'exposition optimale du champ opératoire.
3. Biliopancréatique et Limb Alimentary
- Identifier où le jéjunum proximal duodénum ou passe sous le côlon.
- Transect de l'intestin grêle d'environ 10 cm d'ici et d'aborally ligaturer les deux extrémités de l'intestin (PDS 5-0).
- Placez moignon proximal des deux extrémités dans le quadrant supérieur gauche de l'abdomen comme il sera plus tard utilisés pour former la branche biliopancréatique de Roux-en-Y reconstruction.
- Placez moignon distal des deux extrémités dans le quadrant supérieur droit de l'abdomen comme il sera plus tard utilisés pour former la branche alimentaire de Roux-en-Y reconstruction.
4. Jéjuno-jéjunostomie
- Identifier le caecum avec vanne ileocoecal et de l'iléon.
- Suivez l'iléon par voie orale pendant environ 25 cm. La jéjuno-Jéjunostomie sera placé ici comme point de départde la voie commune de Roux-en-Y reconstruction.
- Récupérer membre biliopancréatique de quadrant supérieur gauche de l'abdomen et le positionner à côté de canal commun où vous prévoyez d'effectuer jéjuno-jéjunostomie.
- Membre biliopancréatique sécurisé et le canal commun avec la rétention de point (PDS 6-0).
- Incisez les deux boucles plus d'environ 10 mm en utilisant des ciseaux micro.
- Créer jéjuno-jéjunostomie en effectuant un côté à l'anastomose en utilisant des sutures interrompues (PDS 6-0).
- D'abord côté complet dorsale, puis la face ventrale de l'anastomose.
5. Poche gastrique
- Identifier la jonction gastro-œsophagien.
- Mobiliser ce domaine en disséquant ligaments gastro-hépatiques et gastro-splénique l'aide de ciseaux de Metzenbaum.
- Déplacer à gauche artère gastrique et les fibres vagales de gauche par-oesophagien faisceau latéralement pour éviter saignements majeurs et des dommages du nerf vague lorsque la petite poche gastrique est créée.
- Exposer gastro-œsophagien junction en plaçant un coton-tige rétro-oesophageally.
- Coaguler petits vaisseaux de l'estomac frontal à l'aide de dispositif de cautérisation disponible dans le commerce - aussi pour éviter des saignements.
- Sectionner l'estomac d'environ 5 mm au-dessous de jonction gastro-oesophagienne créer poche gastrique d'une taille de pas plus de 2-3% de la taille d'origine en utilisant l'estomac délicats, des ciseaux courbes.
- Fermer gastrique reste (PDS 5-0).
6. Gastro-jéjunostomie
- Récupérer branche alimentaire du quadrant supérieur droit de l'abdomen et le positionner à côté de la poche gastrique.
- Créer gastro-Jéjunostomie en effectuant bout-à-côte anastomose (PDS 7-0).
- Première partie arrière complète, puis face avant de l'anastomose.
7. Fermeture abdominale
- Réduire l'anesthésie en réduisant la concentration d'isoflurane à 1,5%.
- Fermez la couche musculaire de la paroi abdominale en utilisant des sutures continues (PDS 4-0).
- Administrer 100 ul de 0,3 mg / mlsolution la buprénorphine sous-cutanée pour l'analgésie.
- Continuer à réduire la concentration d'isoflurane à 1%.
- Fermer la peau avec des sutures interrompues (Vicryl 4-0).
8. Soins post-opératoires
- Arrêtez l'isoflurane et de continuer avec O2.
- Administrer 5 ml de sérum physiologique chaud pour le remplacement du fluide dans les dépôts sous-cutanés trois.
- Position du rat sous une lumière rouge jusqu'à la guérison complète.
- Retour chez le rat en cage à la maison.
9. Les résultats représentatifs
Animaux et le logement
Des rats Wistar mâles (Harlan Laboratories Inc, Blackthorn, Royaume-Uni;. Elevage Janvier, Le Genest-Saint-Isle, France) pesant entre 350 et 500 g ont été logés individuellement en vertu d'un 12 h / 12 h cycle lumière-obscurité à une température ambiante de 21 ± 2 ° C. L'eau et le niveau chow étaient disponibles ad libitum, sauf indication contraire. Toutes les expériences ont été effectuées en vertu d'une licence délivrée par l'Offi AccueilCE, Royaume-Uni (PL70-6669) ou approuvé par l'Office vétérinaire du canton de Zurich, en Suisse. Tous les rats ont été donné une semaine d'acclimatation avant d'être randomisés pour le bypass gastrique ou fictive-opération. Après la chirurgie, les rats ont reçu diète liquide pendant 3 jours avant que l'accès à la normale chow a été réinstallé.
Le poids corporel
Les données de notre modèle de dérivation gastrique chez le rat sont conformes aux constatations précédentes que la chirurgie de pontage gastrique est efficace pour réduire le poids corporel et surtout à maintenir la perte de poids corporel (figure 2). Moyenne de poids corporel pré-opératoire des rats utilisés pour le pontage gastrique et simulacres des opérations a été similaire (simulacre: 433,4 ± 8,3 g vs pontage: 420,7 ± 8,4 g, p = 0,28). Cinq jours après la chirurgie opérés de manière fictive contrôles pesé significativement plus par rapport à des rats bypass gastrique (trompe-l'œil: 422,2 ± 8,3 g vs pontage: 374,7 ± 7,6 g, p <0,001). Le jour postopératoire 60, différence de poids corporel était de près de 170 g (simulacre: 533,2 ± 8,1 g vs pontage: 366,2 ± 10,8 g, p <0,001).
L'apport alimentaire
L'apport alimentaire suivi une évolution similaire que le poids du corps et a été réduite chez les rats bypass gastrique par rapport à des rats opérés de manière fictive nourris ad libitum. La figure 3 montre l'apport alimentaire quotidien moyen pour les deux groupes (jour postopératoire 1-60). La ration alimentaire quotidienne était toujours plus faible après un pontage gastrique (trompe-l'œil: 29,9 ± 0,2 g vs pontage: 25,7 ± 0,3 g, p <0,001).
Gut hormones
Le sang de tous les rats ont été recueillis le jour de 8,16 fin de l'étude. Les animaux ont accès ad libitum des aliments la veille et ont été décapités au début du cycle de la lumière au premier jour postopératoire 60. Du sang a été obtenu, immédiatement centrifugé à 3000 rpm pendant 10 minutes à 4 ° C, et stocké à -20 ° C jusqu'à ce que les échantillons ont été dosés en double exemplaire, en un seul passage. PYY immunoréactivité semblable était measured avec un dosage radio-immunologique spécifique et sensible, qui mesure, à la fois sur toute la longueur (PYY1-36) et le fragment (-PYY3 36). GLP-1 a été mesurée par établie dans les maisons radioimmunologiques 17,18. Les différences dans l'apport alimentaire peut s'expliquer en partie par une augmentation des concentrations plasmatiques postprandiales de peptide YY (PYY) et le glucagon-like peptide 1 (GLP-1) que les rats ont montré des niveaux bypass gastrique significativement plus élevés pour PYY (trompe-l'œil: 26 ± 2 pmol / L vs . de dérivation: 141 ± 14 pmol / L, p <0,001) et le GLP-1 (trompe-l'œil: 40 ± 5 pmol / L vs pontage: 215 ± 23 pmol / L, p <0,001; Figure 4).
Figure 1. L'anatomie bypass gastrique. Illustration schématique de l'anatomie de l'intestin grêle avant (A) et après (B) l'opération de dérivation gastrique. Les différentes nuances de rouge d'environ représentent des segments correspondants de l'intestin grêle avec le rouge moyen représentant l'intestin antérieur(Duodénum estomac oesophage, et le jéjunum proximal), la lumière rouge qui représente l'intestin moyen (jéjunum proximal et mi, l'iléon proximal) et le rouge foncé représentant le gros intestin (l'iléon, le caecum).
Figure 2. . Perte de poids corporel après un pontage gastrique chez le rat changement de poids corporel pour un groupe représentatif de rats après un pontage gastrique (-) (n = 52) et les rats opérés de manière fictive (-) (n = 52) à travers une période d'observation de la 60 jours. Les données ont été regroupées à partir de publications antérieures 6,8-10 et sont présentées comme des valeurs moyennes ± SEM (*** = p <0,001).
Figure 3. Ration alimentaire moyenne après la chirurgie de pontage gastrique chez le rat. La ration alimentaire moyenne d'un groupe représentatif de rats après un pontage gastrique (noir, n = 52) et les rats opérés de manière fictive (blanc, n = 52) à travers unpériode post-opératoire de 60 jours. Les données ont été regroupées à partir de publications antérieures 6,8-10 et sont présentées comme des valeurs moyennes ± SEM.
Figure 4. Postprandiale PYY et GLP-1 les taux sériques après une chirurgie de pontage gastrique chez le rat. Postprandiale PYY et le niveau du GLP-1 sérique chez les rats bypass gastrique (noir, n = 18) et les rats opérés de manière fictive (blanc, n = 22). Les données ont été regroupées à partir de publications antérieures 8,16 et sont présentées comme des valeurs moyennes ± SEM.
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Discussion
La procédure de Roux-en-Y bypass gastrique chez l'homme a d'abord été décrite par Mason en 1967 et modifié à sa forme actuelle par Torres en 1983 19. Actuellement, la procédure se compose d'une petite poche gastrique et la dérivation de l'intestin grêle proximal. Une représentation schématique de l'anatomie pré-et postopératoire est donnée à la figure 1.
Le bypass gastrique chez l'homme induit et maintient la perte de poids d'environ 15-30% 2. La majorité du poids du corps est perdue au cours des premiers mois après la chirurgie en partie due à un apport alimentaire réduit, les préférences alimentaires et la dépense énergétique altéré sans doute augmenté 4-6,8-10. De même pour ce qui a été observé chez l'homme, notre modèle de dérivation gastrique du rat induit une réduction significative de l'apport alimentaire et le poids corporel. En revanche, les modèles de pontage gastrique autres affichent un poids constant retrouver en parallèle le poids du corps de contrôles opérés de manière fictive, peu après gastriquecontourner avec aucune différence dans l'apport alimentaire entre dérivation opérés de manière fictive et gastriques exploité rats 20.
Variations postopératoires dans le cadre de poids corporel et la consommation alimentaire entre les modèles de rats publiés peuvent être en partie liée à des différences de tailles poche gastrique. Tailles grande poche ont été signalés à provoquer la perte de poids insuffisant ou la reprise de poids chez l'homme 21. La création d'une petite poche gastrique chez le rat est techniquement exigeant, mais réalisable et une variété de techniques différentes ont été décrites 15. La taille de sachet modèles dérivation gastrique dans la littérature rat varie de <5% à plus de 20% de la taille de l'estomac initiale de 15. Bien que nous utilisions des ciseaux courbes de microchirurgie, la majorité des auteurs transect l'estomac en utilisant des dispositifs agrafeuse de l'homme résultant dans une poche gastrique conservée d'au moins 20% du volume d'estomac d'origine 7,15,20,22-24. Ceci est en contraste à la façon dont la procédure de pontage gastrique est usually réalisée chez l'homme, où au moins 90% de l'estomac est court-circuité 25 et de nombreux chirurgiens signalent que seulement 1-2% de l'estomac est laissé contiguë à l'intestin grêle 26. Notre modèle de rat de by-pass gastrique donc imite de près la procédure chirurgicale utilisée chez l'homme par la création d'une poche gastrique très faible constitué de <5% du volume initial de 27 l'estomac. Ainsi, dans notre modèle de rat et chez des patients humains, la nourriture se déplace directement dans le jéjunum plutôt que d'être dilué dans la poche par d'autres aliments et liquides avant qu'il ne soit alors plus lentement transportés dans le jéjunum. Ainsi, si on les laisse trop grand, la poche gastrique peut conserver une certaine capacité de stockage, par conséquent, à un état physiologique différent par rapport à un pontage gastrique humaine. En conséquence, les rats dérivation gastrique avec une taille de poche de 20% ou plus de la taille de l'estomac d'origine a été démontré que conservent encore produit de contraste ingéré dans leur pochette de temps après l'ingestion a arrêté 7. Fait intéressant, differences dans la taille poche gastrique ont également été démontré qu'elle affecte la perte de poids chez l'homme 21. Par conséquent, les différences de tailles poche gastrique peut affecter le temps de transit des aliments dans l'intestin grêle, ce qui pourrait avoir un impact sur la consommation alimentaire et les préférences alimentaires, après le pontage gastrique.
Les perturbations des taux hormones de l'intestin après un pontage gastrique chez l'homme ont été constamment démontré 4,5,28, tandis que d'autres, mais pas tous les modèles de rats publiés de by-pass gastrique rapporté des altérations dans les niveaux d'hormones intestinales 15. Si une enquête, des niveaux élevés de PYY et GLP-1 ont été trouvés dans le jeûne et à la fois chez les rats nourris après bypass gastrique 15 qui est en accord avec les conclusions de notre modèle de pontage gastrique 8,16,27. Des niveaux élevés de PYY et GLP-1 ont déjà été démontrée pour augmenter la satiété et réduire la faim dans le cadre médiée par des actions sur le noyau arqué de l'hypothalamus et le noyau paraventriculaire, respectivement 29 </ Sup>, mais aussi en partie grâce à afférences vagales 30. Cependant, il reste difficile de savoir si en contournant le duodénum activité hormonale et le jéjunum proximal ou si l'augmentation de la prestation de la bile non dilué et aliments non digérés à l'intestin grêle distal, ou les deux, de stimuler l'entéroendocrine L-cellules à sécréter des hormones intestinales plus comme PYY et GLP -1 après pontage gastrique 31,32. L'effet de la chirurgie de pontage gastrique sur les niveaux d'hormones intestinales a été systématiquement examinés ailleurs 33.
L'impact des différentes longueurs des membres intestinales en termes de perte de poids corporel chez l'homme est encore controversée débattu 34-36, et il ya aussi des différences considérables dans les longueurs des membres à travers les modèles disponibles gastriques chez le rat de contournement d'une longueur variant entre membres alimentaire 10 cm et 50 cm, la longueur du membre biliopancréatique comprise entre 10 cm et 40 cm et un canal commun entre 18 cm et 34 cm 15. Un c relativement courteCOMMUNE canal de 25-30 cm caractérise notre modèle de pontage gastrique qui peut suggérer que la perte de poids observée corps peut être en partie le résultat de la malabsorption calorique, mais nous croyons que la malabsorption calorique n'est pas un mécanisme majeur de perte de poids dans notre modèle de rat parce bombe calorimétrique n'a démontré aucune différence dans la masse fécale fraîche et la teneur en calories entre le bypass gastrique et les rats témoins opérés de manière fictive lorsqu'il est nourri normale faible en gras chow 6. Toutefois, d'autres ont rapporté un faible degré de malabsorption des graisses dans les modèles de dérivation gastrique avec un canal plus commune (~ 50 cm) lorsque les rats ont été soumis à un régime riche en graisses 7. Ainsi, la malabsorption calorique peut être davantage liée à la teneur en matières grasses alimentaires que de la longueur du membre.
À ce jour, la pertinence du nerf vagal pour la perte de poids après bypass gastrique est incomplètement compris. Nous avons donc séparer sélectivement et ligaturer les vaisseaux gastriques gauches dans notre modèle de pontage gastrique, pour deux raisons: premièrement,pour empêcher saignements majeurs et d'autre part, pour préserver les fibres vagales dans le tronc vagal dorsal. Nous avons pu démontrer que cette technique sélective conduit à la perte de poids corporel plus grande et plus soutenue chez les rats bypass gastrique suggérant que la préservation de fibres vagales du tronc vagal dorsal pendant les opérations de pontage gastrique peut être important 27. Cette observation est cohérente avec les rapports précédents montrant que l'ablation de la voie vagale-tronc cérébral-hypothalamique atténue les effets inhibiteurs de PYY et GLP-1, le 30 ingestion de nourriture et que spécifique déafférentation vagale abolit l'effet inhibiteur de manger injecté par voie intrapéritonéale GLP-1 37 . Cependant, alors que moins d'interférences avec l'estomac serait sans doute causer moins de dommages au nerf vague, dans la mesure où afférences vagales sont endommagés par des modèles avec une poche gastrique supérieure que notre modèle reste à être explicitement testé 27.
Le gastrique dérivation liée mortalité de notre modèle est d'environ 15% 27. Les taux de mortalité après les opérations de pontage gastrique chez le rat sont rarement indiqué par les auteurs, mais semblent varier de 0 à 35% 15. Dans nos mains de mortalité était principalement due à une fuite ou une sténose de l'anastomose gastro-jéjunale, des saignements après une section de l'estomac, les complications des plaies, des incidents d'anesthésie et persistante perte de poids excessive menant au bien-être animal fragilisé 15.
Nous sommes conscients du fait que notre modèle de pontage gastrique porte diverses limitations. Tout d'abord, même si nous insistons fortement sur la formation d'un petite poche gastrique, aucune preuve formelle que le sachet contient encore la muqueuse gastrique n'a encore été prise. En outre, l'impact réel de la taille poche gastrique comme une variable unique n'a pas été analysé. Deuxièmement, la forte demande technique de la technique petite poche dans notre modèle par rapport à la technique de l'agrafeuse utilisée par d'autres peut limiter sa disponibilitécapacité de groupes de recherche qui ont un opérateur convenablement formés et qualifiés à leur disponibilité. Troisièmement, les groupes de recherche se concentrent sur les changements dans l'homéostasie du glucose après un pontage gastrique. Toutefois, jusqu'à présent, nous n'avons pas utilisé notre modèle pour étudier le glucose post-opératoire ou les profils lipidiques, d'où la pertinence de notre modèle pour répondre à ces questions reste inconnue. Enfin, la plupart de nos expériences ont été réalisées chez les animaux nourris avec un faible niveau Fat Chow alimentation.
En conclusion, il ya une grande variété de modèles de rats gastriques de contournement. Plusieurs composantes agissant de concert conduire à des changements physiologiques observées après pontage gastrique, mais la contribution relative de ces composantes et leur interaction reste inconnu. La variété des modèles de rats publiés bypass gastrique complique l'identification de certains mécanismes physiologiques impliqués dans la perte de poids après un pontage gastrique. Ainsi, il ya un besoin émergent pour la normalisation de la procédure à unChieve données cohérentes et comparables. Jusqu'à présent il n'y a aucune preuve que des modèles est supérieure.
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Disclosures
Pas de conflits d'intérêt déclarés.
Acknowledgments
Marco Bueter et Florian Seyfried ont été pris en charge par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG). Thomas Lutz A a été soutenue par le Fonds national suisse de recherche scientifique (FNS). Marco Bueter et Thomas A. Lutz en outre bénéficier d'un financement de l'Institut national de la santé (NIH) et du Centre de Zurich pour la physiologie humaine intégrative (ZIHP) Carel W le Roux a été soutenu par un ministère de la bourse de scientifique clinicien de la santé. Imperial College de Londres reçoit le soutien du régime INDH recherche biomédicale financement du Centre.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Enrofloxacin | Baytril 2.5% | Provet AG | 1036 |
| Flunixin | Finadyne | Graeub | 908040 |
| Buprenorphin | Temgesic | Reckitt Benckiser | 138976 |
| Isoflurane | IsoFlo | Graeub | 902035 |
| Vitamin A | Vitagel | Bausch & Lomb | 690 |
| Iodine solution | Betadine Puredue Pharma | Mundipharma | 111141 |
| NaCl 0.9% | NaCl 0.9% | B. Braun | 534534 |
| Table 1. Drugs. | |||
| PDS II | 4-0 | Ethicon | Z924H |
| PDS II | 5-0 | Ethicon | Z925H |
| PDS II | 6-0 | Ethicon | PUU2971E |
| PDS II | 7-0 | Ethicon | Z1370E |
| Vicryl | 4-0 | Ethicon | V451H |
| Table 2. Sutures. | |||
| Scalpel handle No. 3 | Aesculap | BB073R | |
| Scalpel blades No. 10 | Swann-Morton | 0301 | |
| Needle holder | Aesculap | BM124R | |
| Tissue forceps | Aesculap | BD555R | |
| Metzenbaum scissors, straight | Aesculap | BC022R | |
| Metzenbaum scissors, curved | Aesculap | BC023R | |
| Delicate scissors, curved | Aesculap | BC061R | |
| Artery forceps, curved | Aesculap | BH109R | |
| Artery forceps, curved, 1x2 teeth | Aesculap | BH121R | |
| Probe, double-ended | Aesculap | BN113R | |
| Micro needle holder | Aesculap | FM 541R | |
| Micro forceps | Aesculap | FM571R | |
| Micro scissors | Aesculap | FM470R | |
| Disposable eye cautery | John Weiss International | 0111122 | |
| Cotton buds | Hartmann AG | 9679369 | |
| Table 3. Surgical equipment. | |||
References
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