Summary
Dünndarmtransplantation hat sich zu einem anerkannten Behandlungsoption für Patienten mit irreversiblen intestinalen Versagen. Unsere experimentellen Modell der orthotopen Dünndarm Transplantation in Ratten dient als zuverlässiges Werkzeug, um zugrunde liegenden immunologischen und entzündlichen Prozessen, die Darmtransplantatempfängern erschweren anzugehen.
Abstract
Dünndarmtransplantation hat sich zu einem anerkannten klinischen Option für Patienten mit Kurzdarmsyndrom und Misserfolg der parenteralen Ernährung (irreversible intestinalen Versagen). In spezialisierten Zentren verbesserten operativen und Management-Strategien haben hervorragende kurz-und mittelfristig Patient und Transplantat-Überlebens geführt, während eine hohe Lebensqualität 1,3. Anders als in den häufigeren Transplantation anderer solider Organe (dh Herz, Leber) viele zugrunde liegenden Mechanismen der Graft-Funktion und immunologischen Veränderungen durch Darmtransplantatempfängern induziert werden nicht vollständig bekannt 6,7. Folgen der akuten Abstoßung, Sepsis und chronischen Graft Scheitern sind die Haupthindernisse noch einen Beitrag zu weniger günstigen Langzeitergebnisse und behindern eine weitere Verbreitung der Beschäftigung des Verfahrens trotz einer wachsenden Zahl von Patienten nach Hause parenterale Ernährung, die potenziell von einer solchen Transplantation profitieren würden. Der Dünndarm enthälteine große Anzahl von Passagieren Leukozyten gemeinhin als Teil des darmassoziierten Lymphsystem (GALT) diese als Teil der Grund für die hohe Immunogenität des intestinalen Transplantats. Das Vorhandensein und die Nähe vieler Kommensalen und Krankheitserreger im Darm erklärt die Schwere der Sepsis Folgen einmal Pfropf mukosalen Integrität beeinträchtigt wird (zum Beispiel durch Abstoßung). Um das Feld der Darm-und Multiorganversagen Transplantation mehr Daten aus zuverlässigen und machbar Tiermodelle generiert voranzutreiben benötigt wird. Das Modell hier bereitgestellten vereint die Zuverlässigkeit und Machbarkeit einmal in einer standardisierten Art und Weise aufgebaut und können wertvolle Einblicke in die zugrunde liegenden komplexen molekularen, zellulären und funktionellen Mechanismen, die durch Darmtransplantatempfängern ausgelöst werden liefern. Wir haben erfolgreich eingesetzt und verfeinert die beschriebene Vorgehensweise über mehr als 5 Jahre in unserem Labor 8-11. Die JoVE video-basiertes Format ist besonders nützlich, um die komplexe Verfah demonstrierenDure und vermeiden anfängliche Stolpersteine für Gruppen planen, eine orthotopen Tiermodell untersucht Darmtransplantatempfängern etablieren.
Protocol
Ein. Donor Betrieb
- Der Spender Ratte sollte gehalten Fasten für 24 Stunden (freier Zugang zu Wasser / Glucose-Lösung) werden.
- Um Isofluran Inhalationsnarkose zu induzieren, mit 2% auf Standard-Zerstäuber beginnen und dann zu reduzieren, um 1% nach Durchführung Laparotomie. Führen Sie einen Zeh Prise zu Sedierung zu überprüfen.
- Shave den Bauch und reinigen mit der Haut prep 3 mal (Kodan). Führen Sie anschließend einen Medianschnitt nach subkutaner Verabreichung des Schmerzmittels.
- Nachdem das Transplantat in Kochsalzlösung getränkter Gaze gehüllt wird, trennen die physiologische Adhäsionen zwischen der Bauchspeicheldrüse und des Colon ascendens vorsichtig mit einem Q-Tip (unter dem Operationsmikroskop mit 6-fache Vergrößerung).
- Ligieren und teilen die ileocecal & Recht & colica Schiffe mit 7-0 Seide. Nach dem Colon ascendens wird auf der rechten Seite der V. mesenterica superior (SMV) zu verbreiten, können die ileocecal, rechts und colica Schiffe für die Ligation und Division mit 7-0 Verbindungen identifiziert werden.
- Einfahren des Magens aufwärts, so dass die gesamte SMV durchgeführt wird und begradigt ausgesetzt. Verwenden Sie eine Mücke Klemme für den Rückzug. Die Klammer wird durch Knete Masse in Form ausgebildet, wie nötig gehalten.
- Ligieren und teilen die pankreatiko-Zwölffingerdarm-Adern aus der SMV. Alle kleinen pankreatiko-Zwölffingerdarm-Adern, die aus der SMV sorgfältig ermittelt werden, ligiert mit 7-0 Seide und geteilt, bevor das Pankreasgewebe aus dem Transplantat entfernt werden kann.
- Ligieren und teilen die verlieren Bindegewebe einschließlich aller Lymphgefäße zwischen der SMV und der Bauchaorta. Mit dem Transplantat noch auf der rechten Seite des Bauches, verlieren das Bindegewebe einschließlich aller Lymphgefäße zwischen der SMV und der Bauchaorta zugänglich ist. Dieses Bindegewebe muss ligiert mit 7-0 Seide und geteilt, um postoperative lymphorrhea aus dem Darm Transplantat zu vermeiden.
- Ligieren und teilen die rechte Nierenarterie. Nachdem das Bindegewebe wird geteilt, wird die rechte Nierenarterie accessible und ligiert und durchtrennt mit 7-0 Seide.
- Systemisch heparinise die Ratte mit 200 Einheiten Heparin iv über den Penis Vene.
- Ligieren der marginalen Arterien, und teilen den Dünndarm an der duodeno-jejunal Kreuzung und am terminalen Ileum.
- Die Aorta wird proximal zum Ursprung des SMA ligiert. Die Pfortader liegt am Zusammenfluss mit dem Milzvene durchtrennt. Dann wird das Transplantat mit seinen Gefäßstiel bestehend aus den SMA mit einem Aortasegment geerntet.
2. Backtable Procedure
- Perfundieren das Transplantat mit 3 ml der University of Wisconsin-Lösung (UW) bei 4 ° C über die Aorten-Leitung und bewässern das Darmlumen aus dem Jejunum Ende mit 30 ml Uro-Nebacetin N-Lösung bei 4 ° C (Lumen Bewässerung ist obligatorisch) .
Unmittelbar nach Gewinnung des Transplantats ist die Aorta Leitung für Perfusion mit 3 ml gekühltem UW-Lösung verwendet. Dazu wird eine 20 G iv Katheter aufeine 10 ml Spritze verwendet. Das Perfusat beobachtet werden, um frei abfließen aus dem geteilten Pfortader werden. Für die Darmspülgerät mit Nebacetin wird eine 50 ml Spritze verwendet.
- Bewahren Sie das Transplantat in UW-Lösung bei 4 ° C während der Vorbereitung des Empfängers.
3. Empfänger Betrieb
- Der Empfänger Ratte sollte gehalten Fasten für 24 Stunden (freier Zugang zu Wasser / Glucose-Lösung) werden.
- Um Isofluran Inhalationsnarkose zu induzieren, mit 2% auf Standard-Zerstäuber beginnen und dann zu reduzieren, um 1% nach Durchführung Laparotomie. Führen Sie einen Zeh Prise zu Sedierung zu überprüfen.
- Shave den Bauch und reinigen mit der Haut prep 3 mal (Kodan). Führen Sie anschließend einen Medianschnitt nach subkutaner Verabreichung von Carprofen 5 mg / kg sc zur intraoperativen Analgesie.
- Wickeln Sie den Empfänger Darm in normaler Kochsalzlösung getränkten Gaze und legen Sie es auf der Empfängerseite Brust.
- Öffnen Sie die Retroperitoneum unverblümt mit Q-Tips, und setzen die abdominal Aorta und Vena cava inferior knapp unterhalb der renalen Gefäße bis auf die Ebene der lliakalgefäße gegebenenfalls auch Mikroschere. Ligieren die kleinen Lenden-und Wirbelsäulen-tribuaries aus der Aorta und Vena cava mit 7-0 Seide Blutverlust zu vermeiden. (Um dies zu tun, ändern das Operationsmikroskop zoom zu 16x).
- Kreuzklemme die Aorta und die IVC unterhalb der linken Nierengefäße proximal und oberhalb der Bifurkation iliaca distal mit Mikrogefäßzellen Clips. Nur eine Klemme proximal als auch gebrauchte distal beide Schiffe gleichzeitig zu spannen. Einschneiden beide Schiffe nach vorn mit einem microknife und auswaschen restlichen Blut.
- Erstellen einer Ende-zu-Seite-Anastomose zwischen dem Transplantat Aortasegment und die des Empfängers infrarenalen Aorta unter Verwendung einer kontinuierlichen Naht Prolene 10-0 .. Zunächst wird das Transplantat auf der rechten Seite des Bauches (der Kopf der Ratte bei 12 Uhr positioniert), um die Rückwand Maschen der arteriellen Anastomose und binden der unteren Haltefaden durchführen platziert. Then, wird das Transplantat auf die linke Seite des Bauches (der Kopf der Ratte bei 9 Uhr positioniert) zu entlarven und zu vernähen die Vorderwand der Anastomose eingeschaltet.
- Eine Ende-zu-Seite-Anastomose zwischen dem Transplantat Pfortader und des Empfängers IVC wird ebenfalls durch laufende Fäden mit 10-0 Prolene durchgeführt. Mit der Ratte noch Seitenlage (Kopf in 9-Uhr-Position), wird das Transplantat auf der linken Seite des Bauches positioniert und eine untere Haltefaden platziert ist. Die Anastomose mit der Rückwand von der Innenseite des Behälters begonnen. Nachdem der untere Haltefaden gebunden ist, können die Vorderwand Maschen von außen durchgeführt werden.
- Entfernen Sie die distale Klemmen ersten, durch die oberen Klammern gefolgt. Jede Anastomosen Blutung durch direkten Druck mit Q-Tips gesteuert. Das Transplantat sollte für gleiche und schnelle Reperfusion überprüft werden.
- Resezieren des gesamten Empfängers Dünndarm nach Ligation der Mesenterialgefäße. Empfänger unterziehen Wert Enterektomie, Erhaltung 2-3 cm proximal Jejunum und 1 cm des distalen Ileum.
- Wiederherstellen enterischen Kontinuität durch proximale (Jejuno-Jejunostomie) und distalen (Ileo-Ileostomie) Ende-zu intestinalen Anastomosen mit einem Ein-Schicht unterbrochen Nahtmaterial mit 6-0 Monocryl enden. Etwa 16 Nähte erforderlich sind, um die Anastomosen abzuschließen.
- Spülen Sie die Bauchhöhle mit physiologischer Kochsalzlösung, bis sie sauber. Verabreichen 2 ml physiologischer Kochsalzlösung intraperitoneal für Fluid Ersatz. Dann schließen Sie den Bauch mit einer fortlaufenden Naht mit 3-0 Vicryl für die Muskel-Schicht plus einer kontinuierlichen Hautnaht.
- In der postoperativen Phase die Ratten sollten aufbewahrt Fasten (mit Zugang zu Wasser und Glucose-Lösung) für weitere 24 Stunden neu gestartet auf Standard-Rattenfutter und Wasser ad libitum. Analgesie mit Carprofen sollte für 3 Tage (siehe Dosierung unten) verabreicht werden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Normale postoperative Verlauf
Die transplantierten Tiere sollten schnell wieder aus dem Verfahren unter einer Wärmelampe für ca. 1 Stunde. Unterkühlung ist eine der Hauptursachen für postoperative Mortalität und sollte sorgfältig vermieden intra-und postoperativ. Intraoperative Flüssigkeitsverluste müssen durch sc Injektion von 2,5 ml Kochsalzlösung plus 2,5 ml Glucose 5% pro 8 Stunden für die ersten 24 Stunden ersetzt werden. Die Ratten sollten auch freien Zugang zu Glucose-Lösung (oder Gel Ernährung) und Wasser po für die ersten 24 Stunden postoperativ. Nach Ablauf dieser Frist sollten sie wieder normale Fressverhalten mit freiem Zugang zu Standard-Rattenfutter und Wasser ad libitum. Schmerz wird durch Verabreichung von Carprofen 5 mg / kg sc täglich für drei Tage kontrolliert, mit der ersten Aufnahme auf Narkoseeinleitung verabreicht werden. Perioperative Antibiotikaprophylaxe wird nur in der allogenen Einstellung benötigt wird, und kann über 5-7 Tage (Ampicillin 15 mg / kg sc, q. 12 hr) verabreicht werden. GeneralErscheinungsbild, Fell Zustand sowie Schleimhaut-Auftritt soll normal sein. Nach POD 1 die Aktivität sollte präoperativen Status zurückzukehren, schlägt apathisch oder abnormes Verhalten frühe chirurgische Komplikationen. Nach anfänglichen Verlust von bis zu 20% des Körpergewichts die Ratten beginnen, wieder an Gewicht gewinnen, um postoperativen Tag 6-8 und erreicht rund 90% ihrer präoperativen Gewicht normalerweise um postoperativen Tag 14 haben (in der isogenen Einstellung ohne Ablehnung).
Postoperative Komplikationen
Wie oben ausgeführt, eine aufgeblähten Bauch, apathische Verhalten, Absetzen der Fütterung und Änderungen der allgemeinen Erscheinungsbild (gekräuselten Pelz, Sekret aus den Augen) sollte als Symptome mögliche Komplikationen angesehen werden. Die Tiere sollten von den Chirurgen und einen Tierarzt gesehen werden. Bedingungen wie Dehydratation, entzündlichen Zustand durch Peritonitis, Ileus durch Stenose des Darms Anastomose muss ausreichend Schmerzmittel und andere Regel seind aus und behandelt werden. Wenn das Tier nicht trotz Behandlung zu erholen, muss das Absetzen des Experiments auf einer von Fall zu Fall werden nach dem Auftragen Tierexperiment Vorschriften ausgewertet.
Abbildung 1a. Instruments.
Ein. Mikroskop (Leica)
2. Narkosegerät (Eickemeyer)
Abbildung 1b. Instruments.
3. Rasierapparat
4. Elektronische Skalpell (GEIGER)
5. Chirurgische Zangen
6. DeBakey Zange gebogen
7. Gebogene Pinzette kleine
8. Micro Pinzette gebogen
9. Micro Pinzette gerade 1
10. Micro Pinzette gerade 2
11. Micro Nadelhalter
12. Nadelhalter
13. Mosquito Klemme
14. Schere 1
15. Scissors 2
16. Mikroschere
17. Micro Scalpel
Abbildung 1c. Instruments.
18. Microclamps
19. Kanülen-und Q-Spitzen (nicht dargestellt)
20. Spritzen (50 ml, 10 ml, 2,5 ml, 1 ml)
Abbildung 1c. Instruments.
21. UW Lösung für Graft Speicher
22. Antibiotika (Uro-Nebacetin N) für graft Lumen Bewässerung
23. UW für graft Perfusion
24. Physiologischer Kochsalzlösung
25. Dish mit physiologischer Kochsalzlösung (für backtable)
Abbildung 2. Durchschnittliche postoperative Gewicht (kumulierte Daten). Abbildung 2 zeigt die durchschnittliche postoperative Gewicht nach orthotopen Dünndarm Transplantation. Nach anfänglichen Verlust von bis zu 20% des Körpergewichts die Ratten beginnen, wieder an Gewicht gewinnen, um postoperativen Tag 6-8 und erreicht 90% ihrer preop habenrativen Gewicht normalerweise um postoperativen Tag 14 (in der isogenen Einstellung ohne Ablehnung / Immunsuppression). Abbildung 2 stellt Gewichtsverlust Daten, nicht das Überleben, die abnehmende Zahl der verfügbaren Tieren zu messen Gewichtsverlust ist hauptsächlich auf sacrifing von Versuchstieren.
Abbildung 3. Die Pankreasgewebe (Pfeil) aufweist, um aus dem Darm entfernt werden.
Abbildung 4. Nach Ligation und Dividieren verlieren sich Bindegewebes einschließlich aller Lymphgefäße zwischen SMV und der abdominalen Aorta, die rechte Nierenarterie (Pfeil) zwischen Seide Ligaturen wird geteilt.
Abbildung 5. Perfusion des Transplantats mit UW-Lösung über die Leitung Aorten.
Abbildung 6. Nach der Vorbereitung des Empfängers Hohlvene und der Aorta die Schiffe ausgesetzt sind, bereit zum Spannen.
Abbildung 7. Kreuzklemme auf Hohlvene und Aorta gleichzeitig mit microclamps durchgeführt.
Abbildung 8. (A) Die aorto-aortaler Anastomose erfolgt mit Haltefäden. (B) Nach Beendigung der aorto-aortaler Anastomose wird die Anastomose durchgeführt nächsten portokavale werden. Die untere Aufenthalt Naht ist bereits vorhanden.
Abbildung 9. (A) Die portokavalen Anastomose wird nach dem zweiten Aufenthalt Nahtmaterial begann, ist an Ort und Stelle. (B) Nach completion des portokavale Anastomose.
Abbildung 10. Nach Entfernen der Klammern das Transplantat reperfuses gut.
Abbildung 11. (A) Platzierung von Haltefäden für den Darm Anastomose. (B) Abgeschlossene Darm-Anastomose.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Während Darm-Transplantation Modellen an Ratten bereits haben, wie in den 1970er Jahren 5 beschrieben worden meisten der kürzlich verwendeten Modelle beinhalten heterotope Darmtransplantatempfängern mit verschiedenen Techniken 13. Während die heterotope Verfahren im Allgemeinen den Vorteil der leichteren mikrochirurgischen Techniken und leichter Zugänglichkeit des Transplantats für die Beurteilung haben, hat heterotope Darmtransplantatempfängern den großen Nachteil, der nicht unter Berücksichtigung der vielfältigen Wechselwirkungen des transplantierten Dünndarm und seine funktionale Aspekte wie kontraktile Aktivität und Mukosabarriere Funktion, die ein Pfropf orthotopen kennzeichnet im Rahmen einer breiten Vielzahl von Kommensalen und Pathogene. Unsere Gruppe hat eine große Erfahrung mit der hier beschriebenen orthotopen Modell und unser gewonnenen Erkenntnisse lassen vermuten, dass viele der spezifischen Veränderungen durch entzündliche und adaptive Immunantwort verursacht im Zusammenhang mit der funktionalen Pro beurteilt werden müssenschaften des transplantierten Dünndarm wie Kontraktilität und mukosale Integrität. Zu beachten ist, haben die hier verwendeten Anastomosentechniken nicht die Verwendung von arteriellen oder venösen Manschetten, von denen einige gezeigt sind, um das Verfahren zu erleichtern und die kritische warmen Ischämie Zeit, vor allem in Modellen der multiviszerale Transplantation 12,14. Obwohl es möglich sein muss Manschette Techniken in Nagermodellen von multiviszerale Transplantation die complicative Potential der Manschetten dazu geführt hat auf ähnliche Techniken in diesem Modell der einzelnen Darmtransplantatempfängern vermeiden einzusetzen. Wir haben nicht versucht, Portal Entwässerung Techniken in diesem Modell zu verwenden. Abgesehen davon, dass technisch anspruchsvolle (das kleine Pfortader Durchmesser könnte venösen Abfluss Problemen führen), würde das machen, das ganze Modell schwieriger zu etablieren - es ist eine Tatsache, dass in der klinischen Darmtransplantatempfängern systemische Drainage in der Mehrzahl der Fälle eingesetzt. Somit kann die beschriebene Technik reflekte klinischen Praxis mit technischen Machbarkeit kombiniert. Portal Entwässerung der Transplantate wurde nicht gezeigt, um mit überlegenen Ergebnissen in mehreren klinischen und experimentellen Studien 2,4 zugeordnet werden. Ausreichend kurz Ischämie Zeiten von ca. 35 Minuten, die für das Überleben der Tiere stabil kann nach Abschluß der Lernphase für dieses Modell erreicht werden.
Orthotopen Dünndarmtransplantation gemäß diesem Protokoll kann von einem erfahrenen Forscher mikrochirurgisch nach Durchführen ungefähr 30-40 Verfahren erlernt werden. Die Visualisierung durch den JoVE Format erzielt erlaubt eine direkte visuelle Beobachtung und genaue Wiedergabe der eingesetzten Techniken, möglicherweise führt zu einem schnelleren Aufbau der Methoden und weniger Tieropfer. Kritische Punkte sind Blutungen, kalte und warme Ischämie Zeit und Darm Anastomosenstenose / Insuffizienz. Die kalte Ischämie Mal in diesem experimentellen Einstellung ist nicht so entscheidend wie warme ischemia Zeit, sondern sollte 45 Minuten nicht überschreiten. Die warme Ischämie Zeit sollte etwa 35 Minuten betragen und auch 45 Minuten nicht überschreiten, da dies höhere postoperative Mortalität führen kann. Der ideale Spender und Empfänger beträgt rund 200 g, weil kleinere Ratten nicht vertragen das Verfahren gut und Gewicht über 300 g wird mit übermäßiger intraabdominelle Fett verbunden. Die Ratten verlieren bis zu 20% des Körpergewichts in der direkten postoperativen Phase sollte aber beginnen, wieder an Gewicht gewinnen, nach 6-8 Tagen postoperativ (Abbildung 2). Täglich Gesundheits-Checks (Wachheit, Fell und Schleimhaut Aussehen, Gewicht, Hocker Qualität und Häufigkeit) sollte durchgeführt werden, bis das Tier geopfert werden. Wir empfehlen tägliche Verabreichung von Antibiotika und Analgetika für mindestens den ersten drei Tagen wie oben beschrieben. Nach anfänglichen Praxis, insbesondere der mikrovaskulären Anastomosen und Darm, bietet dieses Modell zuverlässige und stabile langfristige Überleben von etwa 80-90% im isogenen Einstellung. Im allogenic Einstellung Überleben ist in der Regel niedriger, hängt vor allem von immunologischen Phänomene wie akute und chronische Abstoßung und kann stark variieren je nach der immunsuppressiven Therapie eingesetzt und getestet.
Technische Hinweise: Der Spender Betriebsdauer sollte etwa 45 Minuten betragen. Der Empfänger Operation sollte nicht viel mehr als 1,5 Stunden. Ein Heizkissen sollte routinemäßig verwendet werden, um Hypothermie beim Empfänger zu vermeiden. Zur einfachen Gefäßzuganges kann die laterale Schwanzvene des Empfängers zu Beginn des Verfahrens unter Verwendung einer 22 G intravenösen Katheter kanüliert werden. Bewässerung der Darmlumen, wie oben beschrieben nicht notwendig sein, das Weglassen dieser Schritt hat nach unserer Kenntnis keine negativen Auswirkungen auf das Ergebnis und Mortalität.
Tierstudie Anforderungen: Die Tiere wurden nach Anwendung von Gesetzen und Verordnungen der Bundesrepublik Deutschland, Bundesland Nordrhein-Westfalen gehalten. Die Belegnummern unter denen texperimentiert er genehmigt wurden aus dem entsprechenden Autor angefordert werden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Keine Interessenskonflikte erklärt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| University of Wisconsin (UW) solution (ViaSpan) | Bristol-Myers Squibb | ||
| Uro-Nebacetin N solution | Nycomed | 6967855 | |
| Ampicillin | Ratiopharm | ||
| Carprofen (Rimadyl) | Pfizer | ||
| Prolene 10-0 unresorbable suture | Ethicon | ||
| Monocryl 6-0 resorbable suture | Ethicon | ||
| Vicryl 3-0 resorbable suture | Ethicon | ||
| i.v. Catheter G 20 1.1x33 mm | Braun | ||
| i.v. Catheter G 22 0.9x25 mm | Braun | ||
| Kodan Skin Prep | Schülke | ||
| NaCl 0.9% Infusion solution | Braun | ||
| Curved forceps small | FineScienceTools | 11009-13 | |
| Micro forceps curved | AESCULAP | BD 333 | |
| Micro forceps curved | AESCULAP | FD281R | |
| Micro forceps straight 1 | WPI | 5 | |
| Micro forceps straight 2 | WPI | 2 | |
| Micro needle holder | WPI | 14081 | |
| Micro scissors | FineScienceTools | 15006-09 | |
| Micro scalpel | MANI | Ophthalmic knife | |
| Micro clamps | AESCULAP | FB329R |
References
- Abu-Elmagd, K. M., et al. Five Hundred Intestinal and Multivisceral Transplantations at a Single Center: Major Advances With New Challenges. Ann. Surg. 250 (4), 567-56 (2009).
- Berney, T., et al. Portal versus systemic drainage of small bowel allografts: comparative assessment of survival, function, rejection, and bacterial translocation. J. Am. Coll. Surg. 195 (6), 804 (2002).
- Fishbein, T. M.
- Hernandez, F., et al. Is portal venous outflow better than systemic venous outflow in small bowel transplantation? Experimental study in syngeneic rats. J. Pediatr. Surg. 40 (2), 336 (2005).
- Monchik, G. J., Russell, P. S. Transplantation of small bowel in the rat: technical and immunological considerations. Surgery. 70 (5), 693 (1971).
- Murase, N., et al. Graft-versus-host disease after brown Norway-to-Lewis and Lewis-to-Brown Norway rat intestinal transplantation under FK506. Transplantation. 55 (1), 1 (1993).
- Murase, N., et al. Immunomodulation of intestinal transplant with allograft irradiation and simultaneous donor bone marrow infusion. Transplant Proc. 31 (1-2), 565 (1999).
- Pech, T., et al. Perioperative infliximab application ameliorates acute rejection associated inflammation after intestinal transplantation. Am. J. Transplant. 10 (11), 2431 (2010).
- Schaefer, N., et al. Resident macrophages are involved in intestinal transplantation-associated inflammation and motoric dysfunction of the graft muscularis. Am J Transplant. 7 (5), 1062 (2007).
- Schaefer, N., et al. Mechanism and impact of organ harvesting and ischemia-reperfusion injury within the graft muscularis in rat small bowel transplantation. Transplant. Proc. 38 (6), 1821 (2006).
- Schaefer, N., et al. Acute rejection and the muscularis propria after intestinal transplantation: the alloresponse, inflammation, and smooth muscle function. Transplantation. 85 (10), 1465 (2008).
- Xue, L., et al. Surgical experience of refined 3-cuff technique for orthotopic small-bowel transplantation in rat: a report of 270 cases. Am. J. Surg. 198 (1), 110 (2009).
- Zhang, X. Q., et al. Simplified techniques in rat heterotopic small bowel transplantation. Transplant. Proc. 38 (6), 1840 (2006).
- Zhao, Y., et al. The establishment of a new en bloc combined liver-small bowel transplantation model in rats. Transplant. Proc. 39 (1), 278 (2007).
