Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

יישום קליני של Published: February 1, 2013 doi: 10.3791/50070
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 2, 2, 2, 1, 1
1Division of Pediatrics, U.T. MD Anderson Cancer Center, 2Department of Stem Cell Transplantation and Cellular Therapy, U.T. MD Anderson Cancer Center

Summary

תאי T מבטאים רצפטור אנטיגן chimeric CD19 ספציפי (CAR) הם חדורים כטיפול investigational של ממאירויות B-cell בניסויים בריפוי הגנטי הראשונים ב-האנושיים שלנו. אנו מתארים שינוי גנטי של תאי T באמצעות

Abstract

העצמה של תאי T קליני כיתה ניתן לשפר על ידי שילוב של טיפול גנטי עם טיפול חיסוני למהנדס מוצר ביולוגי עם הפוטנציאל להכרה מעולה (אני) של אנטיגנים הקשורים גידול (TAAs), (ii) התמדה לאחר עירוי, (iii) פוטנציאל להגירה לאתרי גידול ויכולת (ד) למחזר פונקציות מפעיל במייקרו הגידול. רוב הגישות למניפולציה גנטית של תאי T המהונדס ליישום אנושי השתמשו רטרווירוס וlentivirus לביטוי היציב של CAR 1-3. גישה זו, אם כי בקנה אחד עם פרקטיקת ייצור טובה נוכחית (GMP), יכול להיות יקרה כמו שהיא מסתמכת על הייצור ושחרורו של וירוס רקומביננטי קליני כיתה ממספר מוגבל של מתקני ייצור. העברת אלקטרו של פלסמידים nonviral היא חלופה מושכת לתמרה מאז ניתן לייצר מיני DNA לכיתה קלינית בכ 1/10 ה עלות recombinוירוס הנמלה GMP בכיתה. כדי לשפר את היעילות של שילוב התאמנו יפהפה נרדמים (SB) transposon וtransposase ל4-8 יישום אנושיים. מערכת SB שלנו משתמשת בשני פלסמידים DNA שמורכבים מtransposon קידוד לגן של עניין (2 דור nd למשל transgene CAR-CD19 ספציפי, המיועדים CD19RCD28) וtransposase (למשל SB11) אשר מוסיף לtransgene dinucleotide ת"א חוזר 9-11 . כדי לייצר מספר קליני מספיק של תאי T-מהונדס גנטי שאנו משתמשים בתאי K562-derived מלאכותיים מציגי אנטיגן (aAPC) (שיבוט # 4) השונים להביע TAA (למשל CD19), כמו גם את מולקולות costimulatory תאי T CD86, CD137L, גרסת קרום נכנס של (IL) אינטרלוקין -15 (פפטיד התמזג לאזור Fc modified IgG4) וCD64 (FC-γ קולט 1) לטעינה של נוגדנים חד שבטי (MAB) 12. בדו"ח זה, אנו מדגימים את ההליכים שיכולים להתבצע בcompliaNCE עם cGMP לייצר מכונת CD19 + תאים ספציפיות המתאימים ליישום אנושי T. זה הושג על ידי אלקטרו העברה סינכרונית של שני פלסמידים DNA, SB transposon (CD19RCD28) וSB transposase (SB11) ואחרי שהליפה של integrants היציב על ידי תוספות כל-7-היום (מחזור גירוי) של aAPC γ-מוקרן (שיבוט המס '4) בנוכחות של IL-2 המסיס רקומביננטי האנושי ו-IL-21 13. בדרך כלל 4 מחזורים (28 ימים של התרבות הרציפה) הם התחייבו לייצר מספר קליני מושך-של תאי T שמבטאים יציבות הרכב. מתודולוגיה זו לייצור תאי T קליני כיתה CD19 ספציפיים יכולה להיות מיושמת על תאי T שמקורם הדם היקפי (PB) או דם טבורים (UCB). יתר על כן, גישה זו ניתן לרתום ליצירת תאי T לסוגי גידולים שונים על ידי זיווג הספציפי של המכונית שהוצגה בביטוי של TAA, מוכר על ידי המכונית, בaAPC.

Protocol

יום 0 או לפני

1. בידוד של תאי mononuclear (MNC) מPB וUCB

  1. דלל PB עם נפח שווה, וUCB עם ארבעה כרכים של PBS-EDTA.
  2. לאט לאט דם שכבה מדולל (25 מ"ל) על Ficoll (12 מ"ל) בצינור צנטריפוגה 50 מ"ל (הים) ו צנטריפוגות XG ב 400 במשך 30-40 דקות (ללא בלמים).
  3. לאסוף ולהעביר את החלק היחסי של תאי mononuclear (ממשק) באמצעות פיפטה העברת צינור צנטריפוגה טריה 50 מ"ל.
  4. להעלות את הנפח ל 50 מ"ל עם PBS-EDTA וסרכזת ב450 XG למשך 10 דקות.
  5. לשאוב supernatant, עדינות מחדש להשעות את התא הגלול (הים) ב 50 מ"ל של מדיה מלאת תרבות (CCM) ו, צנטריפוגה XG ב 400 למשך 10 דקות.
  6. עדינות מחדש להשעות וברכת הכדורים הסלולריים בCCM ולבצע ספירת תאים באמצעות שיטת הדרה כחולה Trypan (Cellometer, תכנית PBMC).
  7. MNC כעת ניתן להשתמש עבור electroporation (Nucleofection) או cryopreserved לשימוש עתידי.
הכותרת "> 2. הכנת תאי T עבור electroporation ביום 0

  1. אם אתם משתמשים בMNC cryopreserved, להפשיר תאים מספיק מהר לelectroporation היקף מלא (2 x 10 8 הוסיף ~ 20% לחשבון לאובדן תא במהלך צנטריפוגה ודגירת שעה 2) 37 מעלות צלזיוס באמבט מים. אם משתמש מבודד טרי MNC ממשיך לשלב 2.3.
  2. עדינות מחדש להשעות ולהעביר תאים לצינור צנטריפוגה בגודל המתאים (ים) הכיל פנול חינם RPMI תרבות תקשורת מחוממת מראש שלמה (PF-RPMI) וצנטריפוגה XG ב 200 במשך 10 דקות (לא בלמים), supernatant aspirate.
  3. Re-להשעות MNC בPF-RPMI, לבצע ספירת תאים (Cellometer) ולהעביר את התאים לכלי בגודל המתאים תא תרבות (הים) בריכוז של 10 6 תאים / מ"ל.
  4. דגירה ב37 humidified ° C CO / 5% 2 חממה ל± 2 שעות 30 דקות.
  5. העברת MNC לצינור סטרילי צנטריפוגה (הים), ספין ב 200 XG למשך 5 דקות (ללא ברקסים), לשאוב supernatant ועדינות rהדואר להשעות ולשלב תא הגלולה (ים) בPF-RPMI.
  6. לבצע ספירת תאים (Cellometer) ולחשב את הנפח של השעית התא הנדרש (2 x 10 8 MNC).
  7. העברת הנפח מחושב לצינור סטרילי 50 מ"ל צנטריפוגה וספין ב 200 XG למשך 10 דקות (ללא בלמים).
  8. לשאוב supernatant כך שאין אמצעי תקשורת שיורית נשאר ועדינות מחדש להשעות ידי קשה הצד של צינור.

3. Electroporation (Nucleofection) של MNC (תהליך בהיקף מלא באמצעות 10 cuvettes) ביום 0

  1. טרום דגירת צלחת סטרילית 12-היטב עם 10 בארות המכילות 4 מ"ל של חם PF-RPMI ב37 humidified ° C CO / 5% 2 חממה.
  2. הכן וערכה מראש החמה Lonza Nucleofector פתרון האנושית תא T (מחדש להוראות יצרן, www.lonza.com) לטמפרטורת הסביבה בbiosafety קבינט (BSC).
  3. להכין תמיסת Nucleofector / מיקס מאסטר DNA ידי Addin100 גרם של פתרון μl Nucleofector שיושלם, 15 מיקרוגרם של transposon (DNA פלסמיד supercoiled יועד כCD19RCD28/pSBSO) ו 5 מיקרוגרם של transposase (DNA פלסמיד supercoiled יועד כpCMV-SB11) לתגובה / קובט.
  4. לפזר את התא הגלול (מצעד 2.8) על ידי קשה בצד של צינור צנטריפוגה עדינות ומחדש להשעות בתמהיל Nucleofection פתרון / DNA אב (ריכוז תאים סופי: 2 x 10 7 cells/100 μl).
  5. בזהירות להעביר 100 μl של השעית התא (מצעד 3.4) לכל אחד מ( 10) 10 cuvettes Nucleofection Lonza, להיות זהיר, כדי למנוע בועות.
  6. קש קובט פעם אחת, ובאמצעות תכנית electroporate U-014 (לתאי T unstimulated).
  7. העבר את cuvettes והצלחת 12-היטב (שלב 3.1) לBSC.
  8. לקצור את תאי electroporated מכל קובט באמצעות פיפטה העברת מחט דקה Amaxa, על ידי הוספה ~ 500 μl של מדיום התרבות מראש התחמם ממקביל היטב (צלחת 12-התכוננה היטב בסנאטעמ '3.1) ולהחזיר את הצלחת ל37 humidified ° C CO / 5% 2 חממה ל± 2 שעות 30 דקות.
  9. בעקבות 2-HR הדגירה, הקציר ולהעביר את התאים מכל הבארות לצינור צנטריפוגות סטרילי.
  10. שטוף תאים על ידי צנטריפוגה XG ב 140 דקות ל8, טמפרטורת הסביבה, לא בלם ולשאוב ולהשליך supernatant כך ששום מדיום שיורים מכסה תא הגלול.
  11. לפזר את תאי הגלולה ידי קשה בצד של צינור צנטריפוגה בעדינות ובעדינות מחדש להשעות בCCM להשיג השעית תא בודדה.
  12. לבצע ספירת תאים ולהתאים את ריכוז תא ל10 6 תאים / מ"ל בCCM.
  13. העברת השעית תא לבקבוק תא התרבות (הים) ומקום בחממה בן הלילה.
  14. שלבי תהליך 2.1-3.8 היו חוזרים לבקרה: תאי EGFP-transfected (5 10/6 תאי x קובט עם 5 מיקרוגרם Amaxa השליטה EGFP supercoiled פלסמיד, pmaxGFP).

יום 1 של 1 ובלאחרמחזורי גירוי

4. ניתוח של ביטוי CAR על ידי זרימת cytometry על יום 1

  1. לקצור את תאי electroporated ולבצע ספירת תאים באמצעות שיטת הדרה הכחולה Trypan (hemocytometer).
  2. תאי כתם (1 2 לx 10 6) עם נוגדן ספציפי לCD3, CD4, CD8, ונוגדנים אנושיים Fcγ (כמדידה של ביטוי מכונית).
  3. לרכוש תאי FACS Calibur ולנתח את הנתונים באמצעות תוכנת Express FCS לחשב ביטוי של מכונית.
    1. חישוב + תאי CAR בתרבות על ידי הנוסחא:
      (מס 'של תאי קיימא סה"כ) x (מכונת% + תאים) = מספר של רכב + תאים

5. הכנת aAPC (שיבוט המס '4) ביום 1. aAPC (שיבוט # 4) נגזרו מK562 תאים (קו ההורים השג מאוסף תרבות סוג אמריקאי) למולקולת Co-Express הרצוי T Cell שיתוף גירוי

  1. הפשר aliquot של aAPC הקפוא 100 Gy המוקרן ב37 מעלות; אמבט מי C.
  2. תאים נשטפים פעמים על ידי צנטריפוגה XG ב 400, 10 דקות בCCM וספרו באמצעות Cellometer (הדרה הכחולה Trypan).
  3. חישוב מספר aAPC קיימא נדרש לגירוי:
    (מס 'של מכונית + תאים) x 2 = מספר של aAPC המוקרן נדרשים

6. גירוי aAPC בתיווך של מכונית + תאי T ביום החל מיום 1 של 1 ו מחזורי גירוי עוקבים

  1. מערבב תאי electroporated (מבטא CAR) וaAPC γ-מוקרן (שיבוט המס '4) במכל סטרילי בכל יחס של 1:02 (+ תא CAR: aAPC קיימא) בCCM.
    1. שים לב יחס aAPC מותאם לביטוי CAR מבוסס על הזרימה cytometry היום לאחר electroporation.
  2. הוסף IL-21 (30 ng / ml) להשעית התא.
  3. Aliquot בT-75 סנטימטר 2 בקבוק (הים) ו / או שקיות תרבות חי Vue בריכוז של 10 6 תאים / מ"ל ולחזור לincubatאו.

3, 5 ימים

7. תרבות מתמשכת של מכונית + תאי T

  1. לבצע שינוי חצי תקשורת, לחדש IL-21, ולשמור על תאי T בריכוז של 10 6 תאים / מ"ל.

יום 7

8. סוף מחזור הגירוי aAPC בתיווך הראשון

  1. תאי קציר, לספור וכתם לCD3, CD4, CD8, וFcγ (CAR) והמשיכו לשלב 10.1.

9. דלדול של תאי CD56 + (בדרך כלל בין 7 ל 14 ימים לאחר electroporation)

  1. בצע CD56 דלדול באמצעות חרוזים פאראמגנטיים אם CD56 + CD3 ימפוציטים NEG ≥ 10%.

מחזורי גירוי # 2, # 3, # 4 ומקבילים לימי 8 → 14, ימים אחרונים 15 → 21, וימים 22 → 28

10. תוספת רקורסיבית של aAPC להפץ תאי T למספרים קליניים מספיקים-

  1. חזור stimulatioתהליך n (4 פעמים), כמתואר בצעדים 4.3-8.1.
  2. הוסף IL-2 (50U/ml) לתרבויות המתחילות בימים 7, 14 ו 21, ולאחר מכן בכל שינוי מדיה (שלוש פעמים בשבוע, ביום שני, רביעי ויום שישי לוח זמנים).
  3. Cryopreserve (ארכיון) תאי T עודפים במידת הצורך.
    1. תאי T הוקפאו באמצעות מקפיא קצב מבוקר.

28 יום

11. סוף מחזור הגירוי aAPC בתיווך האחרון: תאי T קציר

  1. Cryopreserve תאי T לבדיקת שחרור ועירוי.

Representative Results

אנו מדווחים כי העברה של אלקטרו פלסמידים DNA והתפשטות של תאי T על aAPC γ-מוקרן יכולה לשמש ליצירת מספרים קליניים מושכים-של תאי T הנגזרים מPB וUCB עבור יישומי אדם. תאי T המהונדסים גנטי אלה מבטאים CAR הציג שמכיר TAA CD19, העצמאי מורכב histocompatibility גדול. את פלסמידים DNA SB-derived להביע (אני) transposon, CAR דור 2 nd (CD19RCD28) כי אותות באמצעות CD28 וCD3-ε 14, ו (ב) transposase, SB11 15, כבר תאר בעבר 13, 16,17 . את פלסמידים השתמשו במחקר הנוכחי היו מיוצרים באופן מסחרי על ידי מתקן Biomanufacturing קליני ויסמן (מדיסון, ויסקונסין). AAPC (שיבוט המס '4), המופק מתאי K562 (קו הורי המתקבל מאוסף תרבות סוג אמריקאי), מולקולות שיתוף מפורש הרצויות T סלולריים שיתוף של גירוי (כל מולקולה הציגה ב3 90% על פני תא של aAPC),כפי שתואר קודם לכן 12. כאן אנו מראים כי תאי T CD19 ספציפיים יכולים להיות שנוצרו מתאי mononuclear (MNC) נגזרים מPB או UCB באמצעות טרנספוזיציה SB להציג את המכונית ואחרי תוספת של aAPC מספרי כדי להרחיב את תאי T באופן CAR תלוי (איורים 1 , 4) 13,18. עשר cuvettes (2x10 7 MNC / קובט) הם electroporated עבור כל נמען באמצעות 15 מיקרוגרם של ה-DNA פלסמיד (CD19RCD28/pSBSO) קידוד לtransposon (CAR) ו5 מיקרוגרם של DNA פלסמיד (pCMV-SB11) קידוד לtransposase (SB11). מספר cuvettes יכול להיות מופחת אם MNC מגביל או טפס חזרה לעבודה במעבדה. יום electroporation מוגדר "0 ימים" של מחזור גירוי # 1. כפקדים לתנאי תרבות cytometry זרימה, תאי T autologous הם electroporated המדומה (ללא DNA פלסמיד) ומספריים הרחיבו aAPC γ-מוקרן (שיבוט # 4) שטעון מראש עם OKT3 לקישור לחצות CD3 לקיים תא T התפשטות. אנו routinely להעריך את היעילות של electrotransfer וכדאיות של תאי T היום לאחר electroporation (איור 2 ב '). הביטוי של EGFP מ-DNA השליטה פלסמיד (מיועד pmaxGFP) ורכב בנקודת זמן ראשוני זה משקף ביטוי חלבון ממשולב וepisomal פלסמיד. בדרך כלל, היום לאחר electroporation אנו מודדים את ביטוי EGFP ב ~ 60% וCAR ביטוי ב ~ 40% (איור 2 א) בכדאיויות תא T בין 40-50%. נוסף רקורסיבית של aAPC γ-מוקרן בנוכחות של IL-2 המסיסים רקומביננטי אדם וIL-21 לאחזר תאי T מבטאים יציבות רכב (CD19RCD28). CD3 NEG CD56 + תאי NK מתרוקנים מהתרבות באמצעות חרוזים פאראמגנטיים CD56 ספציפיים אם אחוז תאי NK אלה הוא ≥ 10% ובמיוחד אם אחוז CAR הביע על תאי T הוא נמוך. דלדול זה מונע צמיחת יתר המהירה של תאי NK אשר מפריעה ליכולת של aAPC כדי לקיים proliferation של רכב + תאי T. בהזדמנות, דלדול של תאי NK ממכונית + תאי T נעשה בשני המחזורים האחרונים הגירוי, אבל זה מציג את אובדן של תאים רצויים עקב ביטוי המשותף של CD56 על מכונית כלשהי + תאי T. תאי ה-T גדלו במערכת סגורה פונקציונלית שימוש בתיק תרבות חי Vue עבר יום 14. תת קבוצה של תאי T המהונדס גנטי והם מופצים בדרך כלל בcryopreserved יום 14 או יום 21 (סוף מחזורי גירוי # 2 או מס '3) של שיתוף התרבות בaAPC לשמש כמקור לחומר בארכיון לניתוחים עתידיים ולהיות מופשר אם בעיות לא צפויות בהמשך להתרחש בעת תהליך הייצור. תאי T נקצרים בדרך כלל יום או כ 28 יום של התרבות (איור 3) שקבע מפורש> CAR 90% והם> 80% קיימא (האיור 2C, ד). הראינו בעבר, שאחרי ארבעה שבועות של שיתוף התרבות בaAPC-הרחבה פי הממוצע של CD3 + תאי T היא 19800 ± 11313 עם CA R + ביטוי להיות 90% ± 7.5 13. תאי T אלו cryopreserved ועוברים בתהליך בדיקות ושחרור שמודיעה על הבטיחות והפוטנציאל טיפולי של המוצר המיוצר. בדיקות שחרור מתבצעת בעמידה בתיקוני מעבדה קליניים לשיפור (CLIA) ליצירת תעודת ניתוח לפני העירוי לנמענים בניסויים קליניים.

איור 1
צעדים המתווים את התהליך לelectroporate ולהפיץ CAR + תאי T מPB וUCB. איור 1. לחץ כאן לצפייה בדמות גדולה.

upload/50070/50070fig2highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/50070/50070fig2.jpg "/>
איור 2. אפיון של תאי T מהונדס גנטי מPB. () ביטוי של EGFP ביום 0 מחזור הגירוי הראשון להעריך את היעילות של העברת גנים. ביטוי של CAR-CD19 הספציפי (CD19RCD28) כפי שהוערך על ידי cytometry הזרימה בCD3 +, CD8 + ותאי T מסוג CD4 + ב( ב ') כ 24 שעות לאחר electroporation ו( ג) 28 ימים לאחר שיתוף התרבות בaAPC. ביטוי דומה של מכונית נצפה עם תאי T-UCB נגזרים. (ד) קינטיקה של ביטוי CAR. לחץ כאן לצפייה בדמות גדולה.

איור 3
איור 3. התפשטות של CAR PB-derived+ T תאים. קצב ההתרחבות מספרית של CD3 + וCAR + תאי T הנגזרים מPB על ידי שיתוף התרבות חזרה על aAPC γ-מוקרן בנוכחות אנושית רקומביננטי המסיס IL-2 ו-IL-21. חיצים כלפי מעלה מצביעים על ההוספות של aAPC γ-מוקרן המציינות את תחילתו של כל מחזור גירוי. תאי T CAR UCB נגזר + מציגים שיעורים דומים של התרחבות מספרית.

איור 4
איור 4. סכמטי של תהליך הייצור באמצעות מערכות aAPC SB והגנטי כדי לשנות ולהפיץ CAR + תאי T הנגזרים מPB וUCB. CAR CD19 ספציפי + תאי T נוצרו על ידי העברה של אלקטרו פלסמידים SB-נגזר supercoiled DNA ושיתוף התרבות הבאה על aAPC K562-derived (שיבוט המס '4) בנוכחות oו IL-2 רקומביננטי אדם המסיס וIL-21. לחץ כאן לצפייה בדמות גדולה.

מקור התא T Transposon * Transposase עירוי תאי T IRB # NIH-OBA # IND #
(מטופל נגזר) ** autologous CD19RCD28 SB11 לאחר השתלה עצמית hematopoietic בתאי גזע 2007-0635 0804-922 14193
אלוגנאית (תורם נגזר-) CD19RCD28 SB11 לאחר השתלה אלוגנאית hematopoietic בתאי גזע 2009-0525 0910-1003
אלוגנאית (תורם נגזר-) CD19RCD28 SB11 לאחר השתלת דם טבורים אלוגנאית 2010-0835 1001-1022 14739

* טבלה 1. ניסויים קליניים בחסות ה-FDA בMDACC להחדיר מכונת CD19 ספציפית + תאי T מופצים בaAPC. תאי T ספציפי ניתנים לCD19 דרך ביטוי כפוי של SB transposon קידוד לרכב דור nd 2, CD19RCD28 המיועד, שאותות באמצעות CD28 וCD3-ε. ** משפט מתואר בהתייחסות 5.

Discussion

מערכות transposase, כגון מpiggyBac 12,19 וSB 18,20-22, Transposon וגישות שאינן נגיפים לריפוי גנטי שאלטרנטיבה לתמרת ויראלי בתיווך של מכונת כיתה קלינית + תאי T. SB נבחר כמערכת העברת הגנים המבוססת על הפוטנציאל שלו לריפוי גנטי אנושי 1,6,23. אנחנו פתחנו את הטכנולוגיות הכפולות של טרנספוזיציה SB (להציג CAR) ובנוסף רקורסיבית של aAPC γ-מוקרן (כדי לאחזר תאי T מהונדס גנטי ביציבות להביע CAR) לשמש כפלטפורמת טכנולוגיות בייצור תאי T TAA ספציפיים בעמידה עם cGMP לשלב I / II של ניסויים (איור 4). לאחר 28 יום (ארבעה מחזורי גירוי 7-יממה) של שיתוף התרבות בaAPC γ-מוקרן, אנחנו בדרך כלל מסוגלים להפיק לפחות ~ 10 10 תאים T מהונדס גנטי מתאימים ליישומי אדם. בהתאם לצורך, מחזורי גירוי נוספים יכולים להתבצע to לייצר מספר גדול יותר של תאי T מהונדס גנטי. יתר על כן, אם תאי T CAR פחות + יש צורך, הגישה לelectroporation והתפשטות וניתן לשנות בחזרה העסקת cuvettes פחות וביצוע סט משנה רק מתאי T התרחב מספרי לסיבובים הבאים של התפשטות על aAPC קדימה בתחילתו של כל מחזור גירוי. רוב electroporated ומופץ תאי T שנקטפו לעירוי ביציבות להביע את המכונית. התולדה של CD4 + ו CD8 + תאי T מבטאים CAR הדור nd 2 שלנו כוללת תאים עם פנוטיפ זיכרון / נאיבי ולהציג 3 סימני היכר של ייחוד מחדש ביים. ראשית, תאי T המהונדס גנטי ספציפיים lyse CD19 + מטרות, ושנית, לייצר IFN-γ בתגובה לCD19 + תאי ממריץ ושלישיים, מתרבים בתגובה לCD19 + תאים מזינים, כולם באופן CAR תלוי 13,18. הגישה שלנו לintegrאכלתי transgene CAR על ידי אלקטרו העברת פלסמידים DNA שאינם נגיפיים ממערכת SB יכול להתבצע בתאי T רדומים עיקריים הנגזרים מPB וUCB. אנחנו ואחרים שינה K562 תאים גנטיים לשמש כaAPC ליעילות קלינית להפיץ מספרים מספיקים של תאי T-לעירוי 24,25. AAPC וסביבת תרביות רקמה (לדוגמה: התוספת של IL-21) כבר הותאמו ליצירת מטופל והתורם נגזר-CD19 תאי T ספציפיים לעירוי לאחר השתלת תאי הגזע hematopoietic (לוח 1) 13,18. אנחנו יכולים לייצר מכונית + תאי T מPB פשוט מתקבלים על ידי venipuncture אשר ימנע את העלות, אי נוחות וחוסר הנוחות של קבלת MNC מPB ידי אפרזיס. היכולת להפיק כמויות גדולות של מכונית + תאי T ממספר קטן של MNC במיוחד מושכת ליציקת תאי T לאחר אלוגנאית UCB השתלה. הגודל ואנונימיות קטן של תורם היילודים מונעים מחדש-גישה לאדם זה בנקודת זמן מאוחר יותר, ורק מספר מוגבל של נקטף MNC זמין כחומר מוצא לייצור התאים T כדי להימנע מלהפריע לhematopoiesis. התקדמות נוספת בתהליך הייצור היא כרגע בעיצומו שיכלול מכשיר electroporation תפוקה גבוהה בשילוב עם bioreactor גל סגור לגמרי כדי למזער טיפול. במצטבר, SB וaAPC פונים פלטפורמות ליצירת מכונת CD19 ספציפית + תאי T שניתן להתאים לייצר מספר רב של תאי T מהונדס גנטי שיכול לזהות TAAs החלופי על פני קרום תא בעמידה בcGMP.

Disclosures

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

Acknowledgments

המחברים מבקשים להודות לד"ר קרל יוני (אוניברסיטת פנסילבניה) לעזרה ביצירה ומתן שיבוט aAPC # 4 ו ד"ר פרי אקט (אוניברסיטת מינסוטה) לעזרה עם מערכת SB.

תמיכת גרנט: מרכז הסרטן Core גרנט (CA16672); RO1 (CA124782, CA120956, CA141303); R33 (CA116127); P01 (CA148600); SPORE (CA136411); אלברט J וורד קרן; בורוז Wellcome קרן; Gillson Longenbaugh קרן; מניעת הסרטן ומכון מחקר של טקסס; CLL הגלובלי קרן מחקר; משרד ההגנה; עזבון Noelan L. Bibler; הארי ט Mangurian בן, קרן לוקמיה חיסונית; מכון לריפוי בסרטן אישית; וקמיה ולימפומה אגודה; קרן מחקר לימפומה; אחותו של MDACC הרשת המוסדית הקרן; מילר הקרן; מר רב סימונס; מר וגברת ג'ו ח הסולמות; מר תומס סקוט; הקרן הלאומית לחקר הסרטן, קרן לחקר סרטן בילדים; Assistanc הפקהדואר לטיפולים תאיים (PACT); קרנה של בלאנש יוז ילדי ויליאם לורנס ו.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagents
DNA plasmid expressing GFP (pmaxGFP) Lonza VPA-1002 (kit)
PBS Sigma D8537
CliniMACS PBS-EDTA Miltenyi Biotec 70026
HyQ RPMI-1640 Thermo Scientific SH30096.01
Phenol Free RPMI-1640 Thermo Scientific SH30605.01
Hyclone Fetal Bovine Serum Thermo Scientific SH3007003HI
GlutaMAX (100x) Gibco 3505-061
Ficoll-Paque GE Healthcare Biosciences 17-1440-02
Recombinant human IL-21 PeproTech AF-200-21
Recombinant human IL-2 (Proleukin) Novartis NDC 65483-116-07
Human T cell Kit (Nucleofector Solution) Lonza VPA-1002
CliniMACS CD56 Reagent Miltenyi 70206
FITC-conjugated to mouse mAb specific for human CD3 BD Biosciences 349201
APC-conjugated to mouse mAb specific for human CD4 BD Biosciences 340443
PerCPCy5.5-conjugated to mouse mAb specific for human CD8 BD Biosciences 341051
PE-conjugated to F(ab')2 fragment of goat antibody specific for human Fcγ Invitrogen H10104
Sodium Azide Sigma S2002
Disposables
12-well plate Corning 3513
T-75 cm2 flask Corning 430641
Culture bags Vue Life 290C; 750C
50 ml centrifuge tube BD Biosciences 352098
Equipment
Amaxa Nuceleofector II Lonza AAB-1001
Cellometer Nexcelom Bioscience Cellometer Vision
Sorvall Legend RT Centrifuge Sorvall 75004377
BD FACS Calibur BD Biosciences 342975
Controlled rate freezer Planer Kryo 750
Irradiator CIS bio International IBL-437 C#09433
Expression of Molecules (Endogenous and Introduced)
Cell Line Common Name Cell Type Molecules Expressed
CJKT64.86.41BBL.GFP-IL15.CD19 Clone 4 K562 CD86, CD64, CD137L, CD19, GFP co-expressed with membrane bound IL-15

Complete Culture Media (CCM) (stored at 4 °C for up to 30 days)
HyQ RPMI-1640/Phenol-free RPMI-1640
10% FBS
1% GlutaMAX

Flow Cytometry Buffer (stored at 4 °C for up to 30 days)
PBS
2% FBS
0.1% Sodium Azide

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Jena, B., Dotti, G., Cooper, L. J. Redirecting T-cell specificity by introducing a tumor-specific chimeric antigen receptor. Blood. 116, 1035-1044 (2010).
  2. Ertl, H. C., Zaia, J., Rosenberg, S. A., et al. Considerations for the clinical application of chimeric antigen receptor T cells: observations from a recombinant DNA Advisory Committee Symposium held. Cancer Res. 71, 3175-3181 (2010).
  3. Kohn, D. B., Dotti, G., Brentjens, R., et al. CARs on track in the clinic. Mol. Ther. 19, 432-438 (2011).
  4. Aronovich, E. L., McIvor, R. S., Hackett, P. B. The Sleeping Beauty transposon system: a non-viral vector for gene therapy. Hum. Mol Genet. 20, R14-R20 (2011).
  5. Hackett, P. B., Largaespada, D. A., Cooper, L. J. A transposon and transposase system for human application. Mol. Ther. 18, 674-683 (2010).
  6. Izsvak, Z., Hackett, P. B., Cooper, L. J., Ivics, Z. Translating Sleeping Beauty transposition into cellular therapies: victories and challenges. Bioessays. 32, 756-767 (2010).
  7. Kebriaei, P., Huls, H., Bipulendu, J., et al. Infusing CD19-directed T cells to augment disease control in patients undergoing autologous hematopoietic stem-cell transplantation for advanced B-lymphoid malignancies. Hum. Gene Ther. 23 (5), 444-450 (2012).
  8. Williams, D. A. Sleeping beauty vector system moves toward human trials in the United States. Mol. Ther. 16, 1515-1516 (2008).
  9. Geurts, A. M., Hackett, C. S., Bell, J. B., et al. Structure-based prediction of insertion-site preferences of transposons into chromosomes. Nucleic Acids Res. 34, 2803-2811 (2006).
  10. Ivics, Z., Hackett, P. B., Plasterk, R. H., Izsvak, Z. Molecular reconstruction of Sleeping Beauty, a Tc1-like transposon from fish, and its transposition in human cells. Cell. 91, 501-510 (1997).
  11. Izsvak, Z., Ivics, Z. Sleeping beauty transposition: biology and applications for molecular therapy. Mol Ther. 9, 147-156 (2004).
  12. Manuri, P. V., Wilson, M. H., Maiti, S. N., et al. piggyBac transposon/transposase system to generate CD19-specific T cells for the treatment of B-lineage malignancies. Hum. Gene Ther. 21, 427-437 (2010).
  13. Singh, H., Figliola, M. J., Dawson, M. J., et al. Reprogramming CD19-specific T cells with IL-21 signaling can improve adoptive immunotherapy of B-lineage malignancies. Cancer Res. 71, 3516-3527 (2011).
  14. Kowolik, C. M., Topp, M. S., Gonzalez, S., et al. CD28 costimulation provided through a CD19-specific chimeric antigen receptor enhances in vivo persistence and antitumor efficacy of adoptively transferred T cells. Cancer Res. 66, 10995-11004 (2006).
  15. Jin, Z., Maiti, S., Huls, H., et al. The hyperactive Sleeping Beauty transposase SB100X improves the genetic modification of T cells to express a chimeric antigen receptor. Gene Ther. 18, 849-856 (2011).
  16. Davies, J. K., Singh, H., Huls, H., et al. Combining CD19 redirection and alloanergization to generate tumor-specific human T cells for allogeneic cell therapy of B-cell malignancies. Cancer Res. 70, 3915-3924 (2010).
  17. Kebriaei, P., Kelly, S. S., Manuri, P., et al. CARs: driving T-cell specificity to enhance anti-tumor immunity. Front. Biosci. (Schol. Ed). 4, 520-531 (2012).
  18. Singh, H., Manuri, P. R., Olivares, S., et al. Redirecting specificity of T-cell populations for CD19 using the Sleeping Beauty system. Cancer Res. 68, 2961-2971 (2008).
  19. Nakazawa, Y., Huye, L. E., Salsman, V. S., et al. PiggyBac-mediated cancer immunotherapy using EBV-specific cytotoxic T-cells expressing HER2-specific chimeric antigen receptor. Mol. Ther. 19, 2133-2143 (2011).
  20. Huang, G., Yu, L., Cooper, L. J., Hollomon, M., Huls, H., Kleinerman, E. S. Genetically modified T cells targeting interleukin-11 receptor alpha-chain kill human osteosarcoma cells and induce the regression of established osteosarcoma lung metastases. Cancer Res. 72, 271-281 (2012).
  21. Huang, X., Guo, H., Kang, J., et al. Sleeping Beauty transposon-mediated engineering of human primary T cells for therapy of CD19+ lymphoid malignancies. Mol. Ther. 16, 580-589 (2008).
  22. Huang, X., Wilber, A., McIvor, R. S., Zhou, X. DNA transposons for modification of human primary T lymphocytes. Methods Mol. Biol. 506, 115-126 (2009).
  23. Hackett, P. B. Jr, Aronovich, E. L., Hunter, D., et al. Efficacy and safety of Sleeping Beauty transposon-mediated gene transfer in preclinical animal studies. Curr. Gene Ther. 11, 341-349 (2011).
  24. Suhoski, M. M., Golovina, T. N., Aqui, N. A., et al. Engineering artificial antigen-presenting cells to express a diverse array of co-stimulatory molecules. Mol. Ther. 15, 981-988 (2007).
  25. Numbenjapon, T., Serrano, L. M., Singh, H., et al. Characterization of an artificial antigen-presenting cell to propagate cytolytic CD19-specific T cells. Leukemia. 20, 1889-1892 (2006).

Tags

אימונולוגיה גיליון 72 ביולוגיה תאית רפואה ביולוגיה מולקולרית ביולוגית הסרטן הנדסה ביו רפואית המטולוגיה ביוכימיה גנטיקה לימפוציטים תאי מציגים אנטיגן- לוקמיה לימפומה הלימפה אנטיגנים CD19 חיסוני מאמצת electroporation הנדסה גנטית טיפול גנטי יפהפה נרדם CD19 תאי T קולט Antigen chimeric תאים אשר הציגו Antigen מלאכותיים ניסוי קליני דם היקפי דם טבורים הקפאה קריוגנית electroporation
יישום קליני של<em&gt; יפהפה נרדם</em&gt; ומלאכותי תאי מציגי אנטיגן גנטי לשינוי תאי T מדם טבורים היקפי וטבורים
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Huls, M. H., Figliola, M. J.,… More

Huls, M. H., Figliola, M. J., Dawson, M. J., Olivares, S., Kebriaei, P., Shpall, E. J., Champlin, R. E., Singh, H., Cooper, L. J. N. Clinical Application of Sleeping Beauty and Artificial Antigen Presenting Cells to Genetically Modify T Cells from Peripheral and Umbilical Cord Blood. J. Vis. Exp. (72), e50070, doi:10.3791/50070 (2013).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter