Summary
Astrocytter er blevet anerkendt for at være alsidige celler, der deltager i fundamentale biologiske processer, der er afgørende for normal hjernens udvikling og funktion, og det centrale nervesystem reparation. Her præsenterer vi en hurtig procedure for at opnå rene mus astrocyt kulturer at studere biologi af denne store klasse af centralnervesystemet celler.
Abstract
Astrocytter er en rigelig celletype i den mammale hjerne, men er stadig meget at lære om deres molekylære og funktionelle egenskaber. In vitro astrocyt cellekultursystemer kan anvendes til at studere de biologiske funktioner af disse gliaceller i detaljer. Denne video protokol viser, hvordan til opnåelse af rene astrocytter efter isolering og dyrkning af blandede corticale celler af muse-unger. Fremgangsmåden er baseret på fravær af levedygtige neuroner og adskillelse af astrocytter, oligodendrocytter og mikroglia, de tre vigtigste glial cellepopulationer i centralnervesystemet, i kultur. Repræsentative billeder i de første dages dyrkning viser tilstedeværelse af en blandet cellepopulation og angiver tidspunkterne, når astrocytter bliver sammenflydende og skal adskilles fra mikroglia og oligodendrocytter. Desuden viser vi renhed og astrocytisk morfologi af dyrkede astrocytter anvender immuncytokemiske farvninger for veletableret ognyligt beskrevne astrocyt-markører. Dette dyrkningssystem kan let anvendes til opnåelse af rene murine astrocytter og astrocyt-konditioneret medium til undersøgelse af forskellige aspekter af astrocyt biologi.
Introduction
Astrocytter er en meget rigelige celletype i centralnervesystemet (CNS). Forholdet mellem astrocytter til neuroner er 1:3 i cortex hos mus og rotter, mens der er 1,4 astrocytter pr neuron i den humane cortex 1. Interessen for astrocyt funktion er steget dramatisk i de seneste år. En vigtig funktion af astrocytter er deres rolle i at yde strukturel og metaboliske støtte til neuroner 2,3. Nyopdagede roller for astrocytter dækker et bredt spektrum af funktioner. Disse omfatter styre migrationen af udviklingslandene axoner og visse neuroblaster under udvikling 4-6, funktioner i synaptisk transmission, synapse styrke og informationsbehandling ved neurale kredsløb 7-9, roller i blod-hjerne-barrieren (BBB) formation 10 og integritet 11-13 og regulering af cerebrovaskulær tone 14. Et andet væsentligt træk ved astrocytter er deres respons på skade. Under patologiske betingelser astrocytes bliver reaktiv og yderligere opregulere ekspressionen af det intermediære filament glialt fibrillært surt protein (GFAP) og inhibitoriske ekstracellulær matrix (ECM) proteiner 15,16. Reaktive astrocytter afgrænse skaden site fra sundt væv ved at danne en glial ar, der hovedsagelig består af astrocyt secernerede ECM proteiner af chondroitinsulfat proteoglycan (CSPG) familie, de vigtigste faktorer, der hæmmer axonal regenerering efter skade på centralnervesystemet 15-17.
Astrocytter stammer fra radiale gliaceller (RG) celler under sen embryogenese og tidlig postnatal liv. Efter astrocyt specifikation har fundet sted, astrocyt-prækursorer migrerer til deres endelige positioner, hvor de begynder processen med terminal differentiering. In vivo, astrocytter synes at være modne tre til fire uger efter fødslen som angivet ved deres typiske morfologi 18,19. En subpopulation af RG celler konverterer til subventricular zone astrocytter (type B-celler). Both, RG-og type B-celler fungere som astrocyt-lignende neurale stamceller (NSC) under udvikling og i den voksne hhv. Ligesom astrocytter, RG-og type B-celler endvidere udtrykker astrocyt-specifikke glutamat transportør (GLAST), hjerne-lipid-bindende protein (BLBP), og GFAP, hvilket indikerer, at disse markører ikke kan udelukkende anvendes til specifikt mærke voksne astrocytter. I modsætning til voksne parenchymale astrocytter, som ikke deler i den sunde hjerne, RG og type B-celler udviser stamceller potentiale såsom evnen til selv at forny. Dysregulering af astrocytter er blevet impliceret i adskillige patologier, herunder Alzheimers sygdom 20,21, Huntingtons sygdom 22, Parkinsons sygdom 23, Rett syndrome 24 og Alexander sygdom 25. Endvidere astrocytter reagere på alle fornærmelser i CNS, hvilket fører til astrocyt aktivering og astrocytisk glial ardannelse 16,26. Den astrocytisk glial ar, der danner således hjerne trAUMA eller rygmarvsskade menes at være den primære barriere for neuronal regenerering 15.
Udviklingen af pålidelige metoder til at isolere og vedligeholde oprensede populationer af celler har været afgørende for vores forståelse af nervesystemet. Banebrydende forskning fra McCarthy og de Vellis giver efterforskerne til dato for at forberede næsten rene kulturer af astrocytter fra neonatal rotte væv 27. Meget er blevet lært om astrocyt biologi ved hjælp af denne metode, som præsenteres her i en let ændret form til isolering af muse corticale astrocytter. Som supplement in vivo-undersøgelser, astrocytter og konditioneret medium opnås ved hjælp af den beskrevne in vitro-dyrkning, er værdifulde værktøjer til yderligere at få indsigt i astrocyt-funktioner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Isolering og udpladning af blandede kortikale celler
Blandede corticale celle-isolation for astrocyt-kulturer kan udføres med P1 til P4 mus unger. For at opnå korrekt astrocyt densitet er det nødvendigt at anvende 4 mus pup cortices per T75 vævskulturkolbe. Derfor er mængderne i følgende protokol beregnet for en celle præparat med 4 mus hvalpe.
- Før start af dissektion procedure, forvarm 30 ml astrocyt-kulturmedier (DMEM, high glucose + 10% varmeinaktiveret kalvefosterserum + 1% penicillin / streptomycin, se tabellen) til 37 ° C. Coat en T75-kolbe med 20 ml poly-D-lysin (PDL) ved en koncentration på 50 ug / ml i cellekultur kvalitetsvand i 1 time ved 37 ° C i CO2-inkubator.
- For dissektion procedure, forberede alle nødvendige reagenser og materialer. Du skal bruge: kirurgiske sakse, glatte fine pincet, flad spids pincet, papirhåndklæder, affaldspose, 70% ethanol end 2 dissekere retter (3,5 cm i diameter) på is fyldt med 2 ml HBSS hver.
- Hold forsigtigt og sprøjte hoved og hals af muse pup med 70% ethanol. Dyret aflives ved halshugning ved hjælp af saks.
- Udføre en midtlinjeincision, posterior til anterior, langs hovedbunden for at afsløre kraniet.
- Skær kraniet forsigtigt fra halsen til næsen. To yderligere stykker udføres for at tillade yderligere adgang til hjernen: Den første snit forreste af de olfaktoriske pærer, den anden inferior af cerebellum at afbryde baghovedet fra kraniet base.
- Ved hjælp af de flade spids pincet er de kraniale flige forsigtigt vendt til siden og hjernen udtages og anbringes i den første dissekere skål fyldt med HBSS. Sæt skålen tilbage på is og fortsætte høste alle 4 hjerner.
- Den resterende del af dissektion Proceduren udføres under et stereomikroskop. For det første er de olfaktoriske pærer og lillehjernen fjernes med bødendissekere pincet (Figur 1B).
- For at hente cortex, tag fat i bageste ende af hjernen med de fine pincet udføre en midtlinjeincision mellem halvkugler, skal du indsætte et andet sæt af tang til den oprettede lund og skræl væk den pladelignende struktur af cortex fra hjerne.
- Omhyggeligt dissekere meninges fra cortex halvkugler ved at trække de fine tænger (figur 1D). Dette trin undgår forurening af det endelige astrocyt kultur ved meningeal celler og fibroblaster. Overfør forberedte cortex halvkugler i det andet fad fyldt med HBSS og returnere det på is. Fortsætter derfor med alle 4 cortices.
- Endelig skær hver cortex halvkugle i små stykker ved hjælp af skarpe klinger (ca. 4 til 8 gange).
- Under sterile betingelser. Overføre cortex stykker i et 50 ml Falcon-rør og tilsæt HBSS til et totalvolumen på 22,5 ml
- Tilsæt 2,5 ml 2,5% trypsin, blandes og inkuberesvævet i vandbad ved 37 ° C i 30 minutter. Bland med lejlighedsvis omrystning hver 10 min.
- Centrifugeres i 5 minutter ved 300 x g for at pelletere cortex vævsstykker.
- Fjern forsigtigt supernatanten ved dekantering. For at undgå at miste vævspellet du kan mekanisk beholde det ved hjælp af en pipette. Dissocierer vævet i en enkelt cellesuspension ved tilsætning af 10 ml astrocyt plademedium og kraftig pipettering med en 10 ml plastik pipette, indtil vævsstykker dissocieres i enkeltceller (20 til 30 gange). Juster volumen til 20 ml med astrocyt plating medium. Du kan kontrollere dissociation af cortex væv i enkelte celler ved optælling under anvendelse af en hematocytometer. En forberedelse af 4 mus pup cortex bør give 10-15 x10 6 dissocierede enkelte celler.
- Aspirer PDL fra T75 dyrkningskolbe, plade det dissocierede enkelt cellesuspension og inkuber ved 37 ° C i CO2-inkubator.
2. Opnåelse af en Enriched astrocyt Culture
- Skift medium 2 dage efter udpladning af de blandede corticale celler og alle 3 dage derefter.
- Efter 7-8 dage, når astrocytter er sammenflydende og overlejrende microglia sidder eksponeret på astrocyt lag eller allerede er adskilt fra astrocyt lag (fig. 2), rystes T75-kolbe ved 180 rpm i 30 min på et rysteapparat til fjernelse af mikroglia. Kassér supernatanten indeholdende mikroglia eller hvis du ønsker at kultur og undersøge microglia, spinde det ned og plade for kultur 28,29.
- Tilføj 20 ml frisk astrocyt dyrkningsmedium og fortsætte ved at ryste kolben ved 240 rpm i 6 timer for at fjerne oligodendrocytceller precursorceller (OPC). Da nogle OPCs ikke fuldstændigt løsnes fra astrocyt lag, stadig omrystes kraftigt med hånden i 1 minut for at undgå OPC kontaminering. Supernatanten eller spinne det ned og plade, hvis du ønsker at kultur OPCs 29.
- Skylle resterende confluent astrocyt lag to gange med PBS, opsug PBS, tilsættes 5 ml trypsin-EDTA og inkuberes i CO 2 inkubator ved 37 ° C. Tjek frigørelse af astrocytter hver 5 min og håndhæve frigørelse af astrocytter ved at trykke på kolben mod håndfladen (2-3 gange).
- Efter astrocytter er frigjort fra dyrkningskolbe, tilsættes 5 ml astrocyt dyrkningsmedium, spin-celler ved 180 xg i 5 minutter, aspireres supernatanten, og der tilsættes 40 ml frisk astrocyt plademedium. En T75 vævskulturkolbe bør give ca 1x10 6 celler efter den første celle split. Plade celler i to T75 dyrkningskolber og inkuber ved 37 ° C i CO2-inkubator. Skift medium hver 2 til 3 dage.
- 12-14 dage efter den første delte astrocytes udplades i den relevante celle koncentration fra 24 til 48 timer før udførelse af forsøget. En T75 vævskulturkolbe bør give omkring 1,5-2 x10 6 celler efter den anden celle split.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Efter isolering af det komplette musehjernen (fig. 1A), cerebellum og de olfaktoriske pærer skal fjernes (figur 1B). De cortexer skrællet af muse hjernestammen (figur 1C) og meninges den enkelte cortex (figur 1D) omhyggeligt fjernes (fig. 1E). Meninges er indlysende af meningeal arterie, og ufuldstændig fjernelse resulterer i kontaminering af det færdige astrocyt kultur ved meningeal celler og fibroblaster.
Efter udpladning af den blandede corticale celle-suspension, der allerede nogle astrocytter tillægger dyrkningskolbe inden for 24 timer (figur 2A). Imidlertid vil cellekultursupernatanten indeholde cellerester og døende neuroner i de første 3-5 dage (figur 2A-C), som dyrkningsmediet fremmer overlevelse og vækst af gliaceller. Når astrocytter er sammenflydende og mikroglia sidder eksponeret på astrocyte lag, sædvanligvis ved dag 7 efter isolering af blandede corticale celler, bør astrocytter adskilles fra mikroglia og OPCs ved omrystning (figur 2D). 2 dage efter de første split celler viser astrocyt morfologi. På dette tidspunkt astrocyt er lav og astrocytter er voluminøse (figur 2E, sorte pile markerer en celle). Det forventede udbytte på dette tidspunkt er lav med omkring 4-6 x 10 5-celler per T75 vævskulturkolbe. Men cellerne stadig formere sig og modnes i kultur på denne tidspunkterne. Astrocytter normalt anvendes til eksperimenter på dag 21-28 (figur 2F) for at sikre en moden fænotype af isolerede astrocytter. På dette tidspunkt det forventede udbytte er cirka 1,5 til 2 x 10 6 celler pr T75 vævskulturkolbe.
Den astrocyt kultur renhed er blevet karakteriseret ved elektronmikroskopi morfologiske undersøgelser, cellemarkør ekspression og farmakologisk reaktionsevne 27. Kontaminering af enstrocyte kultur kan undersøges ved hjælp af markør for mikroglia (IBA-1) og OPCs (O4). Den opnåede astrocyt kultur renhed og modenhed bør undersøges af immuncytokemisk undersøgelse ved hjælp af et antistof mod GFAP protein. Det forventes, at størstedelen af cellerne viser en intensiv, filamentøs signal (fig. 3). Vores isolering og dyrkning fremgangsmåde til corticale astrocytter resulterede i en astrocyt renhed på mere end 98%, viste ved anvendelse af et antistof mod GFAP-protein (figur 3). Hvis fremgangsmåden blev gennemført, kontaminerende celler er sjældne (<2%) og indeholder microglia og OPCs, der kan farves ved anvendelse af IBA-1 og O4 hhv. Om ønsket yderligere analyse af andre astrocyt-markører, såsom Aquaporin-4, BLBP, S100B og GLAST kan anvendes. Ud over GFAP, blev disse markører alle udtrykt af de 28 dage gamle astrocyt kulturer. Seneste genekspression profilering af renset astrocyt populationer afslørede ny potentiel astrocyte markører, såsom folat metabolisk enzym ALDH1L1 30,31, som også udtrykkes af de fleste af de isolerede corticale astrocytter (figur 3).
Figur 1. Dissektion af postnatal (P3) mus cortex. A) Hele hjernen. B) Brain efter fjernelse af olfaktoriske pærer og cerebellum. C) Isolering af cortices ved afskrælning den pladelignende struktur af cortex fra hjernen. D, D ') Cortex fra ventral og dorsal site med meninges (sorte pile angiver meningeal arterier). E) Cortex uden meninges. Scale bar, 1,5 mm.
Figur 2. Morfologisk overblik over isolerede blandede kortikale celler og ren astrocyt kultur på forskellige tidspunkter efter isolation.A) 1 dag efter udpladning af blandede corticale celler. Første astrocytter er fastgjort til bunden af kolben (sorte pile) og døende neuroner er i supernatanten. B) 3 dage efter udpladning af blandede corticale celler. Astrocyt lag er dannende (sorte pile). Neuroner er næsten fraværende. C) 5 dage efter udpladning af blandede corticale celler. Første microglia og OPCs på toppen af en astrocyt lag (sorte pile). D) 7 dage efter udpladning af blandede corticale celler. Astrocyt lag er fuldstændigt konfluente. E) Efter fjernelse microglia og OPCs ved kraftig rystning og 2 dage efter spaltning, viser vedhæftede celler astrocyt morfologi med lav densitet (pilene angiver en celle). F) astrocyt lag viser høj densitet 2 uger efter den første split. Scale bar, 10 um.
Figur 3. Renhed af primære astrocyt kultur. Immunolabeling af primære muse-astrocyt culturer med markørerne GFAP, GLAST, S100B, Aquaporin-4, ALDH1L1 og BLBP (alle grøn) afslørede ren primær astrocyt kultur. Kerner farvet med 4 ', 6'-diamidino-2-phenylindol (DAPI) (blå). Scale bar: 10 pm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Fremgangsmåden beskrevet her er baseret på astrocyt kulturpræparat fra gnaver neonatale hjerner, som oprindeligt beskrevet af McCarthy og de Vellis i 1980 27. Den modificerede fremgangsmåde til isolering og dyrkning af corticale astrocytter fra postnatal P1 til P4 musehjerne præsenteret her er hurtig, udbytter rene primære astrocytter og er yderst reproducerbar. Denne teknik kan let overføres til isolering astrocytter fra andre arter, såsom fra rotte eller gris og fra andre hjerneregioner, såsom rygmarven. Henviser astrocyt progenitorceller isoleret fra neonatal hjerne af McCarthy og deVellis fremgangsmåde frembringer meget proliferative celler, er celleproliferation og formering af isolerede astrocytter fra postnatale P1-P4 mus unger begrænset. Efter spaltning astrocytter gang ved 7 dage in vitro (DIV), vil de vokse til konfluens og modne. In vivo er mest astrocyt proliferation stort set fuldstændig ved P14 32. Hanre, foreslår vi at bruge astrocytter til eksperimenter på dag 21 til 28 DIV (figur 2F) for at sikre den modne fænotype af isolerede astrocytter. På grund af den iboende begrænsning at proliferere astrocyt-kulturer bør ikke opsplittes mere end 3 gange.
Kritiske trin i den beskrevne isoleringsmetode er fordøjelsen af cortex og den efterfølgende triturering af det fordøjede væv til opnåelse af en enkelt cellesuspension. Det er derfor nødvendigt at optimere trypsin koncentration og fordøjelse tid for at opnå en enkelt cellesuspension efter triturering af Hjernebarkvæv i 20-30 gange. For at minimere variation trypsin skal alikvoteres og fryse-tø cykler bør undgås. Den beskrevne procedure er baseret på udpladning af blandede corticale celler i PDL-coatede dyrkningskolber, som sikrer binding af astrocytter og fremmer et sammenflydende astrocyt lag flere dage efter udpladning. Mens PDL-belægning ikke er nødvendig for astrocyt maintenance efter separation fra mikroglia og oligodendrocytter, kan den udføres for visse efterfølgende anvendelser såsom immunofluorescene farvning. God timing af den første celle split er vigtig for celleintegritet og udbytte. Hvis astrocytter dyrkes over de nåede sammenflydning, kan du miste størstedelen af cellerne på grund af utilstrækkelig adskillelse under den første celle split. Dette kan ikke løses ved at øge tiden for løsrivelse, da omfattende inkubationstid med trypsin negativ indflydelse celle integritet. I modsætning hertil vil udpladning den kortikale cellesuspension for næppe resultere i utilstrækkelig dannelse af et sammenflydende astrocyt cellelag. Det bedste tidspunkt for den første celle split er på 7-8 dage efter udpladning af blandede corticale celler, når astrocytter er sammenflydende og mikroglia celler sidder på den øverste position af astrocyt lag.
I den beskrevne kortikal cellekultur, viser astrocytter cellulær heterogenitet (<strong> figur 3), som det er blevet beskrevet for astrocytter in vivo 33,34. Imidlertid har definere forskellige astrocyt morfologi og funktionalitet blevet hæmmet af det begrænsede antal markører til at identificere og skelne potentielt heterogene astrocyt undertyper. Et godt karakteriseret markør for moden fibrøse og reaktive astrocytter er GFAP. Imidlertid GFAP knap udtrykkes af modne protoplasmiske astrocytter, begrænser dets anvendelse som en markør for alle astrocytter og det er også udtrykkes af RG-celler under udvikling og af B-celler i den voksne, begrænser dets anvendelse som en fase-specifikke markør. Andre markører for astrocytter, bl.a. GLAST, ALDH1L1 eller BLBP, også udtrykkes ved umodne astrocytter og derfor ikke udelukkende markere modne astrocytter. Endelig modne astrocyt-markører, såsom GFAP, Aquaporin-4, og S100B (fig. 3) er i stigende grad opreguleres under den postnatale modning.
I vores hænder, astrocyte kulturer i en alder af 4 uger har karakteristika modne astrocytter in vivo. Brug primære astrocyt kulturer vi kunne identificere den molekylære mekanisme hvordan blodet født protein fibrinogen inducerer astrocyt aktivering 17. Vore undersøgelser viste, at fibrinogen er bærer af latent TGF-β. Behandling af primære astrocytter med fibrinogen førte til aktiv TGF-β dannelse og aktivering af TGF-β/Smad signalvejen i astrocytter 17,26. Disse resultater er blevet bekræftet ved anvendelse af fibrinogen-injektioner in vivo. Endvidere astrocytter styre andre celletyper ved sekretion af stoffer, som kan analyseres ved at høste astrocyt-konditioneret medium og anvendelse af denne konditionerede medium til andre celletyper. Vi har tidligere anvendt astrocyt-konditioneret medium til analyse i et funktionelt assay, hvor konditioneret medium af fibrinogen-behandlede astrocytter påvirker neuritudvækst. Reaktive astrocytter express og udskillerproteiner af CSPG familien, som inhiberer neuritudvækst 16. Faktisk konditioneret medium fra fibrinogen-behandlede astrocytter faldt både neurit længde og procentdelen af celler, der viser neuritudvækst 17.
Den isolering og dyrkning af kortikale astrocytter beskrevet i denne protokol giver et stærkt værktøj til at undersøge astrocyt biologi, da deres administration i forskellige applikationer i høj grad kan færdiggøre deres undersøgelse in vivo. Imidlertid bør det holdes for øje, at de opnåede astrocytter er blevet dyrket in vitro, og mens de afspejler mange astrocyt-karakteristika, men også forskellige fra in vivo-astrocytter. Derfor andre metoder til direkte valg og isolering af astrocytter ved immunopanning 35 eller antistof-baserede FACS isolation 36 repræsenterer nye veje til yderligere at undersøge de grundlæggende egenskaber af astrocytter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen interessekonflikter erklæret.
Acknowledgments
Støttet af Fazit Foundation Graduate stipendium til SS, Forbundsministeriet for Uddannelse og Forskning (BMBF 01 EO 0803) til KB og Europa-Kommissionen FP7 Grant PIRG08-GA-2010 til 276.989, NEUREX, og den tyske Research Foundation Grant SCHA 1442 / 3-1 til CS Forfatterne har ingen modstridende økonomiske interesser.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Astrocyte culture media | |||
| DMEM, high glucose | Life Technologies | 31966-021 | |
| FBS, heat-inactivated | Life Technologies | 10082-147 | Final Concentration: 10% |
| Penicillin-Streptomycin | Life Technologies | 15140-122 | Final Concentration: 1% |
| Solution for brain tissue digestion | |||
| HBSS | Life Technologies | 14170-088 | |
| 2.5% Trypsin | Life Technologies | 15090-046 | Final Concentration: 0.25% |
| Other | |||
| 70% (vol/vol) ethanol | Roth | 9065.2 | |
| Poly-D-Lysine | Millipore | A-003-E | 50 μg/ml |
| Water | PAA | S15-012 | cell culture grade |
| PBS | PAA | H15-002 | cell culture grade |
| 0.05% Trypsin-EDTA | Life Technologies | 25300-062 | |
| 0.45 μm Sterile filter | Sartorius | 16555 | |
| 3.5 cm petri dish | BD Falcon | 353001 | |
| 15 ml Falcon tube | BD Falcon | 352096 | |
| 50 ml Falcon tube | BD Falcon | 352070 | |
| 75 cm2 Tissue culture flask | BD Falcon | 353136 | |
| Forceps, fine | Dumont | 2-1032; 2-1033 | # 3c; # 5 |
| Forceps, flat tip | KLS Martin | 12-120-11 | |
| 13 cm surgical scissors | Aesculap | BC-140-R | |
| Stereomicroscope | Leica | MZ7.5 | |
| Stereomicroscope + Camera | Leica | MZ16F; DFC320 | |
| Microscope + Camera | Zeiss; Canon | Primo Vert; PowerShot A650 IS | |
| Centrifuge | Eppendorf | 5805000.017 | Centrifuge5804R |
| Orbital Shaker | Thermo Scientific | SHKE 4450-1CE | MaxQ 4450 |
| Water bath | Julabo | SW20; 37 °C | |
References
- Nedergaard, M., Ransom, B., Goldman, S. A. New roles for astrocytes: redefining the functional architecture of the brain. Trends Neurosci. 26, 523-530 (2003).
- Belanger, M., Allaman, I., Magistretti, P. J. Brain energy metabolism: focus on astrocyte-neuron metabolic cooperation. Cell Metab. 14, 724-738 (2011).
- Allen, N. J., Barres, B. A. Neuroscience: Glia - more than just brain glue. Nature. 457, 675-677 (2009).
- Ballas, N., Lioy, D. T., Grunseich, C., Mandel, G. Non-cell autonomous influence of MeCP2-deficient glia on neuronal dendritic morphology. Nat. Neurosci. 12, 311-317 (2009).
- Jacobs, S., Nathwani, M., Doering, L. C. Fragile X astrocytes induce developmental delays in dendrite maturation and synaptic protein expression. BMC Neurosci. 11, 132 (2010).
- Kaneko, N., et al. New neurons clear the path of astrocytic processes for their rapid migration in the adult brain. Neuron. 67, 213-223 (2010).
- Min, R., Nevian, T. Astrocyte signaling controls spike timing-dependent depression at neocortical synapses. Nat. Neurosci. , (2012).
- Eroglu, C., Barres, B. A. Regulation of synaptic connectivity by glia. Nature. 468, 223-231 (2010).
- Sasaki, T., Matsuki, N., Ikegaya, Y. Action-potential modulation during axonal conduction. Science. 331, 599-601 (2011).
- Bozoyan, L., Khlghatyan, J., Saghatelyan, A. Astrocytes control the development of the migration-promoting vasculature scaffold in the postnatal brain via VEGF signaling. J. Neurosci. 32, 1687-1704 Forthcoming.
- Alvarez, J. I., et al. The Hedgehog pathway promotes blood-brain barrier integrity and CNS immune quiescence. Science. 334, 1727-1731 (2011).
- Abbott, N. J., Ronnback, L., Hansson, E. Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier. Nat. Rev. Neurosci. 7, 41-53 (2006).
- Tao-Cheng, J. H., Nagy, Z., Brightman, M. W. Tight junctions of brain endothelium in vitro are enhanced by astroglia. J. Neurosci. 7, 3293-3299 (1987).
- Gordon, G. R., Choi, H. B., Rungta, R. L., Ellis-Davies, G. C., MacVicar, B. A. Brain metabolism dictates the polarity of astrocyte control over arterioles. Nature. 456, 745-749 (2008).
- Silver, J., Miller, J. H. Regeneration beyond the glial scar. Nat. Rev. Neurosci. 5, 146-156 (2004).
- Schachtrup, C., Moan, N. L. e, Passino, M. A., Akassoglou, K. Hepatic stellate cells and astrocytes: Stars of scar formation and tissue repair. Cell Cycle. 10, 1764-1771 (2011).
- Schachtrup, C., et al. Fibrinogen triggers astrocyte scar formation by promoting the availability of active TGF-beta after vascular damage. J. Neurosci. 30, 5843-5854 (2010).
- Bushong, E. A., Martone, M. E., Jones, Y. Z., Ellisman, M. H. Protoplasmic astrocytes in CA1 stratum radiatum occupy separate anatomical domains. J. Neurosci. 22, 183-192 (2002).
- Ogata, K., Kosaka, T. Structural and quantitative analysis of astrocytes in the mouse hippocampus. Neuroscience. 113, 221-233 (2002).
- Dabir, D. V., et al. Impaired glutamate transport in a mouse model of tau pathology in astrocytes. J. Neuroscience. 26, 644-654 (2006).
- Wisniewski, H. M., Wegiel, J. Spatial relationships between astrocytes and classical plaque components. Neurobiol. Aging. 12, 593-600 (1991).
- Shin, J. Y., et al. Expression of mutant huntingtin in glial cells contributes to neuronal excitotoxicity. J. Cell Biol. 171, 1001-1012 (2005).
- Wakabayashi, K., Hayashi, S., Yoshimoto, M., Kudo, H., Takahashi, H. NACP/alpha-synuclein-positive filamentous inclusions in astrocytes and oligodendrocytes of Parkinson's disease brains. Acta Neuropathol. 99, 14-20 (2000).
- Lioy, D. T., et al. A role for glia in the progression of Rett's syndrome. Nature. 475, 497-500 (2011).
- Quinlan, R. A., Brenner, M., Goldman, J. E., Messing, A. GFAP and its role in Alexander disease. Exp. Cell Res. 313, 2077-2087 (2007).
- Beck, K., Schachtrup, C. Vascular damage in the central nervous system: a multifaceted role for vascular-derived TGF-beta. Cell Tissue Res. 347, 187-201 (2012).
- McCarthy, K. D., de Vellis, J. Preparation of separate astroglial and oligodendroglial cell cultures from rat cerebral tissue. J. Cell Biol. 85, 890-902 (1980).
- Siao, C. J., Tsirka, S. E. Tissue plasminogen activator mediates microglial activation via its finger domain through annexin II. J. Neurosci. 22, 3352-3358 (2002).
- Armstrong, R. C. Isolation and characterization of immature oligodendrocyte lineage cells. Methods. 16, 282-292 (1998).
- Cahoy, J. D., et al. A transcriptome database for astrocytes, neurons, and oligodendrocytes: a new resource for understanding brain development and function. J. Neurosci. 28, 264-278 (2008).
- Anthony, T. E., Heintz, N. The folate metabolic enzyme ALDH1L1 is restricted to the midline of the early CNS, suggesting a role in human neural tube defects. J. Comp. Neurol. 500, 368-383 (2007).
- Skoff, R. P., Knapp, P. E. Division of astroblasts and oligodendroblasts in postnatal rodent brain: evidence for separate astrocyte and oligodendrocyte lineages. Glia. 4, 165-174 (1991).
- Molofsky, A. V., et al. Astrocytes and disease: a neurodevelopmental perspective. Genes Dev. 26, 891-907 (2012).
- Zhang, Y., Barres, B. A. Astrocyte heterogeneity: an underappreciated topic in neurobiology. Curr. Opin. Neurobiol. 20, 588-594 (2010).
- Foo, L. C., et al. Development of a method for the purification and culture of rodent astrocytes. Neuron. 71, 799-811 (2011).
- Jungblut, M., et al. Isolation and characterization of living primary astroglial cells using the new GLAST-specific monoclonal antibody ACSA-1. Glia. 60, 894-907 (2012).
