Summary
Implantação de células cancerosas para o órgão de origem pode servir como um modelo pré-clínico útil para avaliar novas terapias. Células de carcinoma da bexiga MB49 pode ser cultivada no interior da bexiga, após a instilação intravesical. Este protocolo demonstra a cateterização da bexiga do rato com a finalidade de implantação do tumor e entrega adenoviral.
Abstract
O câncer de bexiga é o segundo tipo de câncer mais comum do trato urogenital e novas abordagens terapêuticas que podem reduzir a recorrência ea progressão são necessários. O microambiente do tumor pode influenciar significativamente o desenvolvimento do tumor e a resposta terapia. Por conseguinte, é muitas vezes desejável para crescer as células de tumor no órgão a partir do qual se originou. Este protocolo descreve um modelo ortotópico de cancro de bexiga, em que as células de carcinoma de bexiga de murino MB49 são instilada na bexiga através do cateterismo. Implantação de células de tumor bem sucedida, neste modelo requer a interrupção da camada de glicosaminoglicano de protecção, que pode ser realizada por meios físicos ou químicos. No nosso protocolo da bexiga é tratada com tripsina antes da instilação de células. Cateterização da bexiga podem também ser usados para entregar agentes terapêuticos uma vez que os tumores estão estabelecidos. Este protocolo descreve o fornecimento de uma construção adenoviral que expressa um gene repórter da luciferase. Enquanto our protocolo foi otimizado para estudos de curto prazo e se concentra na entrega gene, a metodologia de rato cateterismo vesical tem amplas aplicações.
Introduction
O câncer de bexiga é o segundo tipo de câncer mais comum do trato urogenital, com cerca de 75.000 novos casos e 15.000 mortes esperadas em 2012 1. As altas taxas de recorrência ao longo da vida requerem acompanhamento, o que faz com que o câncer de bexiga um dos cancros mais caras para tratar. Cancro da bexiga que invadiu a camada muscular podem metastizar para o fígado, o pulmão ou o osso através do sistema linfático. Terapia Multimodal de tumores avançados resultados em apenas 20-40% de sobrevida após 5 anos. Portanto, as estratégias de tratamento eficazes destinadas a reduzir a recorrência ea progressão do câncer superficial da bexiga, bem como melhorar os resultados terapêuticos em pacientes com doença avançada são urgentemente necessários.
Desenvolvimento de novas terapias requer modelos pré-clínicos para avaliar a eficácia após a avaliação inicial in vitro. O microambiente do tumor pode influenciar significativamente o desenvolvimento do câncer e capacidade de resposta, o que evidencia a necessidade de pré-clínicosal modelos em que os tumores surgem ou pode ser estabelecido no órgão de origem. Uma das abordagens é o desenvolvimento de modelos transgénicos em que os tumores surgem espontaneamente ou pode ser induzida de uma forma específica do órgão. Um excelente protocolo de um modelo de câncer de bexiga transgênico foi recentemente publicado 2. A desvantagem de modelos transgénicos é que os tumores tendem a desenvolver-se lentamente e com menos uniformidade do que o desejado. Além disso, o custo de manutenção de uma colónia de reprodução tem de ser considerado. Uma alternativa aos modelos transgénicos é o implante ortotópico de células tumorais, o que tem a vantagem de prazos curtos para o estabelecimento do tumor em ratinhos disponíveis comercialmente. Enquanto algumas linhas celulares de cancro da bexiga humano pode ser cultivado ortotopicamente (temos utilizado com sucesso UM-UC-3), pode ser desejável estabelecer tumores em ratinhos imunocompetentes. Duas linhas celulares de cancro da bexiga murino, que crescem ortotopicamente são MBT-2 e MB49 3. Desde MBT-2 células estão contaminados com replicandotipo C retrovírus 4, escolhemos MB49 células para os nossos estudos. É importante notar que a MB49 células foram isoladas a partir de um rato macho e implantes ortotópicos são por razões anatómicas realizados em ratos fêmeas. Este tem a vantagem de facilitar a identificação das células implantadas por meio de marcadores do cromossomo Y, mas a incompatibilidade de gênero pode ser um inconveniente para os estudos imunológicos.
O epitélio da bexiga é revestida por um (GAG) da camada de glicosaminoglicano, o qual funciona como uma barreira para a infecção por micro-organismos. Esta barreira também pode interferir com a implantação de células tumorais e de vários métodos têm sido desenvolvidos para superar esta dificuldade (Tabela 1). Eletrocautério tem sido amplamente utilizado como um meio físico para romper a camada de GAG 5-13 e um eletrocautério demonstrando protocolo foi recentemente publicado na Jove 14. No entanto, se uma unidade de electrocautério não estar disponível, meios químicos para destruir o GAG camada tais como nitrato de prata, ou poli-L-lisina também pode ser utilizada 15-24. Os tumores são estabelecidos de forma eficaz através de uma breve exposição da bexiga a um pequeno volume de nitrato de prata (5-10 ul, 0,15-1,0 M, ~ 10 seg) ou mais, o contacto com poli-L-lisina (100 ul de 0,1 mg / ml durante 20 min) (Tabela 1). Aqui, descrevemos um método que utiliza a tripsina para facilitar a implantação de células MB49.
Em uma tentativa de melhorar as abordagens terapêuticas para o câncer de bexiga, a terapia gênica tem atraído atenção significativa. De um ponto de vista clínico, o cancro da bexiga é um alvo ideal para terapia génica devido ao fácil acesso do órgão e a capacidade para distribuir localmente a carga útil. Os vetores virais que foram exploradas para a terapia genética câncer de bexiga incluem um vírus herpes simplex oncolítico 25, 26 retrovírus, vírus de canários 27, o vírus vaccinia, AAV, e adenovirus 28. Na segunda parte do nosso protocolo, que descrevem um método para a entrega viral que é virtualmente idêntico ao da instilação das células tumorais. De interesse no nosso laboratório é o desenvolvimento de novas abordagens para a entrega do gene, que avaliam através bioluminescência, utilizando um vector adenoviral que expressa um transgene da luciferase. No entanto, a metodologia de cateterização da bexiga pode ser utilizada para a entrega dos vários agentes e, portanto, tem ampla aplicabilidade.
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Protocol
Todos os procedimentos envolvendo animais foram revisadas e foram aprovados pelo Comitê Institucional Animal Care e Use na Medical University of South Carolina. O protocolo foi aprovado sob USDA categoria D para a dor.
1. Implantação celular
- Dois dias antes de realizar o procedimento, placa 1 x 10 6 MB49 células em frascos T-25. Use alta DMEM glucose suplementado com 10% FBS (e antibióticos, se desejar). Um frasco é suficiente para cada grupo de até cinco ratinhos que serão anestesiados e implantado em paralelo.
- No dia do procedimento, preparam tripsina para instilação diluindo estéril de 0,25% de grau de cultura de tecidos com tripsina a 0,125% com um meio base de DMEM estéril (diluição de 1:2). 1,2 ml é suficiente para 10 ratinhos. Colocar num banho de água a 37 ° C para equilibrar.
- Pré-aquecer uma almofada de aquecimento e posicioná-lo de acordo com as nosecones do sistema de anestesia que vão ser utilizados para entregar isoflurane. Coloque um pano absorvente limpo sobre a almofada de aquecimento.
- Coloque ratos na câmara de indução de anestesia e o sistema de induzir a anestesia com 3% de isoflurano. Quando os ratos perderam a consciência, o que é verificado pela perda do reflexo toe-pitada, transferi-los para os nosecones. Certifique-se que cada animal está em decúbito dorsal e devidamente colocado sobre a almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal.
- Reduzir a concentração de isoflurano a 2% para manutenção da anestesia.
- Aplicar pomada oftálmica para ambos os olhos para evitar a secagem.
- Etapa opcional: Remover cabelo abdominal. Cabelo na parte inferior do abdome deve ser removido se in vivo bioluminescente de imagem será realizado.
- Aplique uma camada generosa de creme depilatório, como Veet, para o menor em um quadrado de pele no abdômen, tomando cuidado para não entrar em contato com a genitália externa. Espere 3 min.
- Remova o cabelo esfregando a área com uma esponja seca, em seguida, usar uma esponja úmida para limpar a pele. Repetir uma vez, se necessário.
- Cateterizar a bexiga
- Lubrifique um novo estéril 24 G cateter venoso, pediátrica com um gel lubrificante não irritante, como KY. Remova e descarte a agulha. Em caso de fuga de líquido ao redor do cateter é um problema comum, ie. que ocorre com mais frequência do que em um dos dez ratinhos, cateteres furo maior (20 g) pode ser utilizado. Esta pode ser uma consideração importante em ratos mais velhos do que 8 semanas.
- Segurando o hub do cateter, use o polegar eo dedo indicador de sua mão oposta para espalhar as pernas traseiras do mouse e expor o meato uretral. Inserir suavemente o cateter na uretra de um ângulo de 45 °, a alteração do ângulo de um paralelo com o banco para inseri-la totalmente.
- Após a inserção completa, levantar o cateter suavemente, mantendo-o paralelamente à bancada, e confirmar visualmente que é colocada na uretra e não a vagina, o que é abaixo. Se correctamente colocado, o cateter irá ser capaz de estar emtotalmente inserida desde a vagina é mais curta do que a uretra.
- Reduzir a concentração de isoflurano a 1%.
- Anexar uma ponta de uma pipeta de P200 e remover a urina da bexiga através da aplicação de sucção à extremidade externa do cateter. Remova qualquer urina restante do hub do cateter. Descarte urina e deixar cateter no lugar.
- Pipetagem cuidadosa de 80 mL uma solução de tripsina a 0,125% para o cubo do cateter, evitando bolhas de ar. Anexar uma seringa cheia de ar de 1 ml para o cubo de cateter e deprimir o êmbolo devagar 0,1-0,2 mL para entregar a tripsina na bexiga.
- Deixar a seringa e conjunto de cateter no lugar, durante 15 min. Repita os passos 1,8-1,11 por qualquer um dos restantes ratinhos anestesiados (até 4). Vá para a próxima etapa, durante o período de espera. DICA: Inicialmente, pode ser útil ter alguém para preparar as células (passo 1.12).
- Prepare células MB49 para a implantação. As células foram plaqueadas a 1 x 10 6 por T-25 frascos de 48 horas antes da implantação (passo 1.1).
- Retirar mídia e adicionar 500 mL de 0,25% de tripsina para o balão. Quando as células destacar adicionar 5 ml de DMEM completo para ressuspender as células. Retirar uma aliquota de 50 ul de contagem, e centrifugar o restante a 1.000 rpm durante 5 min. Durante a fase de centrifugação continuar a passos 1.12.2 e 1.12.3.
- Contar as células usando um hemocitômetro. Calcular as células / ml. Em seguida o cálculo do volume necessário para trazer o sedimento celular a 4 x 10 6 células / ml (2 x 10 5 células por 50 pi).
- Decantar o sobrenadante das células centrifugadas e ressuspender o sedimento em meio base de DMEM com o volume necessário para suspender as células de 4 x 10 6 células / ml (como calculado na etapa 1.12.2). Manter as células à temperatura ambiente.
- Quando o ponto de tempo de 15 minutos para o tratamento de tripsina de bexigas é atingido, retirar a seringa cheia de ar a partir do cateter deixando o cateter no lugar. Tripsina gasto vai normaisly fluir de volta para fora através do cateter. Remova qualquer tripsina restante da bexiga por meio de sucção com a pipeta P200 como no passo 1.9 acima e descarte.
- Imediatamente pipeta 50 ul de suspensão de células MB49 para dentro do cubo de cateter. Fixe a seringa de 1 ml cheia de ar para o hub do cateter e entregar as células da bexiga, pressionando lentamente o êmbolo 0,1-0,2 ml. Repetir esta etapa até quatro vezes adicionais para a implantação todos os cinco ratinhos. Descartar todas as células não utilizadas.
- Deixando o conjunto do cateter-seringa no lugar, permitir que as células para habitar na bexiga durante 50 min.
- Delicadamente, retire o conjunto do cateter-seringa da uretra. Vire a concentração de isoflurano a zero e mover cada rato uma ou duas polegadas de distância da nosecone recuperar na almofada de aquecimento.
- Quando um rato recuperou o seu reflexo de endireitamento, devolvê-lo à sua jaula.
2. Entrega Intravesical de Adenovírus (8 dias após a implantação de células) ATENÇÃO: Esta parte do protocolo usa o adenovírus, que é um agente infeccioso e deve ser tratado sob as diretrizes rigorosas BSL2 (http://oma.od.nih.gov/manualchapters/intramural/3035/).
Todos os procedimentos realizados com agentes infecciosos foram aprovados pelo Comitê de Biossegurança Institucional da Medical University of South Carolina.
- Oito dias após a implantação de camundongos com células MB49, verifique se há hematúria. Pegar animais individuais ao longo de um pedaço de papel branco absorvente e pressione suavemente sobre o abdome para apagar gotas de urina para o papel. A urina que é cor de rosa ao vermelho indica hematúria e é um sinal de que os tumores têm estabelecido. Taxa de absorção do tumor é pelo menos 80% e com uma excelente técnica pode ser tão elevada como 100%.
- Descongelar estoque adenoviral sobre gelo e dilui-se para 10 9 PFU/50 ul (2 x 10 10 UFP / ml) em estéril, PBS temperatura ambiente.
- Anestesiar ratos, tal como descrito nos passos acima 1,3-1,6.
- Cateterizar ratinhos, tal como descrito nas etapas 1.8 e remover a urina como no passo 1.9
- Depois de urina é retirada, imediatamente pipeta 50 ul de suspensão de vírus, para dentro do cubo de cateter. Anexar a 1 ml da seringa cheia de ar para o centro do cateter e entregar o vírus de bexiga, pressionando o êmbolo devagar 0,1-0,2 ml.
- Deixando o conjunto do cateter-seringa no lugar, permitir que o vírus para habitar na bexiga durante 40 min.
- Delicadamente, retire o conjunto do cateter-seringa da uretra, e descartar a solução de água sanitária a 10% para inativar os vírus restante.
- Vire a concentração de isoflurano a zero e mover cada rato uma ou duas polegadas de distância da nosecone recuperar na almofada de aquecimento.
- Quando um rato recuperou o seu reflexo de endireitamento, devolvê-lo à sua jaula.
- Marcar gaiolas para indicar que os ratos têm sido incutido com adenovírus. Vírus será derramado na cama gaiola por vários dias e todas as gaiolas e roupas de cama devem sermanuseados e desinfectados adequadamente.
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Representative Results
Hematúria é observado em quase todos os ratos num período de 8 dias após a implantação de 200.000 células MB49. Como mostrado na Figura 1, o peso da bexiga mais do que duplica de 34,7 ± 3,3 mg (gama 31-37 mg, n = 4) não tumorais em ratinhos portadores de 87,5 ± 19,2 mg (gama de 77-120 mg, n = 10) em ratinhos que foram implantados com células MB49. Em termos de entrega de genes, descobrimos que imagiologia ratinhos 24 horas após a instilação viral produz um sinal mais forte do que depois de 48 horas (Figura 2). Entrega adenovírus é altamente variável entre os animais, que devem ser levadas em conta ao planejar o tamanho do grupo para fins estatísticos (Figuras 2 e 3). Se um sistema de imagem pequeno animal não está disponível, uma abordagem alternativa para medir a expressão do transgene da luciferase é remover e homogeneizar a bexiga para análise in vitro. Comparação entre análise in vivo usando o IVIS200 pequeno syste animaism e em análises in vitro utilizando o kit de Steady-Glo, indicam uma excelente correlação entre os conjuntos de dados (Figura 3).
Figura 1. Análise do tumor fardo. Peso de não tumorais (n = 4) e de tumor de rolamento (n = 10) bexigas de rato 9 dias após a instilação de 200.000 células MB49. A significância estatística foi determinada pelo teste t de Student, utilizando o software GraphPad. * P = 0,0002. Clique aqui para ver a imagem ampliada .
Figura 2. In vivo análise da expressão do gene. 9 UFP AdCMV.Luc (+). Para visualizar a luciferase, os ratinhos foram injectados intraperitonealmente com 200 ug de luciferina / rato. A expressão do transgene luciferase foi medida in vivo utilizando o sistema de imagens de pequenos animais IVIS200. Clique aqui para ver a imagem ampliada .
Figura 3. Comparação de sinais obtidos pela bioluminescência in vivo pequenos animais e um ensaio in vitro. Vinte e quatro horas após a entrega do tampão de armazenamento de vírus (círculos abertos) ou 1 x 10 9 UFP AdCMV.Luc (círculos fechados), os ratinhos foram fotografadas usando o IVIS200 e depois sacrificed. As bexigas foram retirados e homogeneizados para análise in vitro do sinal bioluminescente usando o kit de Steady-Glo. Sinal da luciferase obtido por cada um dos métodos é expressa em unidades arbitrárias (UA). O coeficiente de determinação (R 2) foi calculado com a análise de dados add-in do Microsoft Excel. Clique aqui para ver a imagem ampliada .
| Insulto à camada de GAG | As células implantadas | Tempo de retenção | Detecção e desenvolvimento de tumores | referência |
| Eletrocautério | 0,01-1 x 10 5 MB49 | Hematúria: 1.000 células: 0/0; 10.000 células: 4/6; 100.000 células: 6/6 Tumores: 1.000 células: 0/6; 10.000 ou mais células: 6/6, 6/6 (100%) | 5 | |
| Electrocautery | 5 x 10 4 MB49-Luc | Incidência de tumor: 90% (como na referência 11) | 6 | |
| Eletrocautério | 1 x 10 5 MB49 | ~ 3 hr | Incidência de tumor: 90% aos 50 dias | 7 |
| Eletrocautério | 1 x 10 5 MB49-PSA | PSA: detectado logo em 4 dias após a implantação | 8 | |
| Eletrocautério | 1 x 10 5 MB49 | Incidência de tumor: 90% | 9 | |
| Eletrocautério | 5 x 10 4 MB49 | 2 hr | Incidência de tumores: 83,3% (10/12) no dia 21 | 10 |
| Eletrocautério | 2 x 10 4 MB49 | 2 hr | Incidência de tumores: 100% no dia 28 | 11 |
| Eletrocautério | 1-5 x 10 4 MB49 | 3 hr | Hematúria: 100% por dia 16; incidência do tumor: 100% | 12 |
| Eletrocautério | 1 x 10 5 MB49 | 3 hr | Incidência de tumores: 97,3% (73/75) | 13 |
| PLL (100 ul a 0,01% 20 min) | 1 x 10 5 MB49-PSA | 2 hr | Incidência de tumores: 100% | 15 |
| PLL (0,1 mg / ml) | 1 x 10 5 MB49-PSA | 2 hr | Incidência de tumores: 100% | 16 |
| PLL (100 ul de 0,1 mg / ml de 20 min) | 1 x 10 5 MB49 | 1 hr | Incidência de tumor: 94% (15/16) | 17 |
| PLL (0,1 mg / ml) | 1 x 10 6 MB49 | Hematúria no dia 7: 50%, 100% no dia 14 | 18 | |
| PLL (100 ul de 0,1 ug / ml de 20 minutos) ou de 22% de etanol | 1 x 10 5 MB49 | 1 hr | Incidência de tumores: bexiga Unmodified: 0%, PLL: 80-100%; etanol 40-80% | 19 |
| O nitrato de prata (5 ul de 0,2 M) | 1 x 10 6 MB49 | 1 hr | Incidência de tumores: 100% | 20 |
| O nitrato de prata (10 ul de 0,15 M 10 seg) | 5 x 10 5 MB49 | Incidência de tumor: 92% (46/50) | 21 | |
| O nitrato de prata (8 mL de 1 M de 10 seg) | 5 x 10 5 MB49 | 2 hr | Hematúria: 100% no dia 7; dias hematúria 100%; incidência do tumor: 96,7% (29/30 ratos) no dia 15 | 22 |
| O nitrato de prata 5 ul de 0,2 M | 0,5-2 x 10 6 MB49-PSA | 1 hr | PSA detectado | 23 |
| HCl (100 mL de 0,1 M de 15 seg) | 1 x 10 6 MB49 | 1 hr | 24 |
Tabela 1. Detecção do tumor e o desenvolvimento após o implante ortotópico de células MB49. Diferentes insultos físicos e químicos têm sido usados para o rompimento da camada de GAG para facilitar o crescimento intravesical de MB49 células. As condições experimentais e os resultados de estudos anteriores, utilizando o modelo ortotópico MB49 são resumidas. Quando disponível, a informação entre parênteses na primeira coluna inclui o volume, concentração e tempo de contato do agente utilizado para a interrupção química da camada de GAG.
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Discussion
A metodologia principal descrito neste protocolo é o cateterismo de bexigas de rato, que tem amplas aplicações para a instilação de células ou qualquer agente destinado para entrega local para o epitélio da bexiga. O protocolo específico descrito acima foi otimizado para estudos de curto prazo (~ 10 dias). Implantar o número exato de células é fundamental, uma vez que um número de células maior resultará em crescimento do tumor e, possivelmente, mais rápida perda de animais devido a grande carga tumoral. Usando 200.000 células MB49 para instilação pode exigir a eutanásia de até 25% dos animais pelo dia 14, devido à carga de tumor excessiva. Em nossa experiência, os ratos não são prejudicados pela carga tumoral dentro de 12 dias. Para além dos critérios convencionais, tais como letargia, má higiene e / ou perda de apetite fardo excessivo do tumor neste modelo é evidenciada pela incapacidade de urinar.
Uma consideração importante para este protocolo é a logística. Primeiro, as células MB49 crescer rapidly e chaparia um milhão de células dois dias antes implantação trará ótimas culturas em fase de registro no dia da instilação. Se o número de animais necessários para uma experiência excede o número de animais que podem ser implantadas em um dia, as culturas MB49 terão de ser configurados em conformidade (em vários dias) para evitar o crescimento excessivo de culturas. Em segundo lugar, até que a técnica foi aperfeiçoada, os usuários devem trabalhar com um pequeno grupo de animais. Os usuários experientes serão capazes de implantar 6 grupos de 5 ratos cada um em um dia sem um assistente (1,5 hr / grupo, incluindo tempos de permanência). No entanto, inicialmente, é útil ter um assistente preparar e contar as células para a instilação. Por último, a localização do equipamento é muito importante. Idealmente, a cabine de segurança biológica e equipamentos de anestesia estão localizados na mesma sala.
Uma potencial limitação é que o equipamento de anestesia tem 5 nosecones, que estão em uso durante o tempo de permanência. Se um grande número de ratinhos são rotineiramente implantado, SEveral tais sistemas podem ser usados em paralelo. Em teoria, poderiam ser utilizados outros métodos de anestesia. No entanto, um benefício de anestesia inalatória de isoflurano é que o tempo de permanência pode ser controlada.
Uma vez que a técnica de cateterização é dominado, este protocolo pode ser aplicado a um certo número de condições experimentais. Novas linhas celulares de cancro da bexiga ou células derivadas de tumores de bexiga primárias podem ser avaliados quanto à sua potencial para crescer ortotopicamente. Além disso, é possível implantar números diferentes de células para determinar a quantidade mínima requerida para a tomada de tumores. As taxas de crescimento de tumor pode também ser estabelecida. Estas variações podem ser particularmente úteis, se são feitas comparações entre as células geneticamente modificadas para determinar o impacto do gene de interesse no estabelecimento do tumor ou a taxa de crescimento. Para o monitoramento da adesão, taxa de crescimento, ou tirar tumor, as células podem ser transfectadas com um gene repórter, como luciferase 6. No entanto, uma importante consideração é o impacto da hipóxia e necrose no sinal de bioluminescência 29. Cateterização também pode ser utilizada para entregar um agente terapêutico. No momento, estamos usando o modelo ortotópico para avaliar as estratégias de entrega gene em um ambiente in vivo. Este modelo será útil para otimizar a entrega da terapêutica e determinar o seu impacto sobre a regressão do tumor e sobrevivência.
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Disclosures
Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.
Acknowledgments
Este trabalho foi financiado pelo NIH R21 CA143505 para Christina Voelkel-Johnson.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Name of reagent |
Company | Catalog number |
Comments |
| 6-8 week old female mice |
Jackson Laboratories | Strain Name: C57BL/6J Stock Number: 000664 |
|
| Trypsin* |
MediaTech | MT25-053-CI |
Obtained through Fisher |
| DMEM* |
MediaTech | MT10-017-CV |
Obtained through Fisher |
| FBS |
Hyclone | SH30071.03 |
Heat-inactivated |
| T25 flasks* |
Corning Costar | Corning No.:3056 Fisher: 07-200-63 |
Obtained through Fisher |
| MB49 cells |
N/A | N/A |
Obtained from Dr. Boehle (see reference11) |
| Puralube Vet Ointment* |
Pharmaderm | Henry Schein Company No.:036090-6050059 Fisher: NC9676869 |
Obtained through Fisher |
| Depilatory cream: Veet |
local pharmacy | ||
| Lubricant: K-Y Jelly |
local pharmacy | ||
| Catheters* |
Exel International | Exel International No.:26751; Fisher: 14-841-21 |
Obtained through Fisher |
| Isoflurane |
Terrell | NDC 66794-011-25 |
Obtained though hospital pharmacy |
| 1 ml slip tip TB syringes |
Becton Dickinson | BD309659 Fisher:14-823-434 |
|
| D-Luciferin |
Gold Biotechnologies | L-123-1 |
|
| Ad-CMV-Luc |
VectorBiolabs | 1000; Request large scale amplification and CsCl purification for in vivo use |
Infectious agent that requires BSL2 containment |
| Steady-Glo Luciferase Assay System |
Promega | E2510 (10 ml), E2520 (100 ml), or E2550 (10 x 100 ml) |
|
*available through multiple vendors |
|||
EQUIPMENT |
|||
| Anesthesia system |
E-Z Systems, Euthanex Corporation | Anesthesia system: EZ7000 5-port mouse rebreathing device: EZ109 |
Obtained through Fisher |
| Xenogen IVIS 200 |
Caliper Life Sciences | http://www.caliperls.com/products/preclinical-imaging/ivis-imaging-system-200-series.htm |
|
| FLUOstar Optima |
BMG Labtech | http://www.bmglabtech.com/products/microplate-reader/instruments.cfm?product_id=2 |
|
References
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