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Medicine

La mesure in vivo de la surface de la couche de souris pulmonaire endothéliale

doi: 10.3791/50322 Published: February 22, 2013

Summary

La couche de surface endothéliale glycocalyx / endothéliale est idéalement étudiées par microscopie intravitale. Microscopie intravitale est techniquement difficile dans un organe en mouvement, comme le poumon. Nous montrons comment fond clair simultanée et la microscopie à fluorescence peut être utilisée pour estimer endothéliale épaisseur de la couche de surface dans un mouvement libre-

Abstract

Le glycocalyx endothéliale est une couche de protéoglycanes et des glycosaminoglycanes associés qui tapissent la lumière vasculaire. In vivo, le glycocalyx est hautement hydraté, formant une couche de surface importante endothéliale (ESL) qui contribue au maintien de la fonction endothéliale. Comme le glycocalyx endothéliale est souvent aberrante in vitro et est perdue lors de standards techniques de fixation des tissus, l'étude de l'anglais langue seconde nécessite l'utilisation de la microscopie intravitale. Approcher au mieux la physiologie complexe de la microvascularisation alvéolaire, pulmonaire imagerie intravitale est idéalement réalisée sur un poumon librement en mouvement. Ces préparations, cependant, souffrent généralement d'un artefact de mouvement importante. Nous montrent comment à thorax fermé microscopie intravitale d'un poumon de souris librement mobile peut être utilisé pour mesurer l'intégrité glycocalyx par exclusion ESL de marquage fluorescent de haute masse moléculaire à partir de dextranes la surface endothéliale. Cette technique non reprise chirurgicale, qui nécessitefond clair simultanée et l'imagerie de fluorescence du poumon de souris, permet l'observation longitudinale de la microvascularisation subpleural sans preuve d'induire des lésions pulmonaires confusion.

Introduction

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Le glycocalyx est une couche endothéliale extracellulaire de protéoglycanes et des glycosaminoglycanes associés qui tapissent le système vasculaire intima. In vivo, le glycocalyx est hautement hydraté, formant une couche de surface importante endothéliale (ESL) qui régule de nombreuses fonctions endothéliales, y compris la perméabilité aux fluides 1, neutrophiles-endothélial 2 adhérence, et la mécanotransduction de 3 contrainte de cisaillement du fluide.

Historiquement, le glycocalyx a été sous-estimée en raison de son aberrance dans des préparations cellulaires cultivées 4, 5 et sa dégradation pendant la fixation des tissus standard et de traitement 6. L'utilisation croissante 7 de microscopie intravitale (microscopie in vivo, l'IVM) a coïncidé avec un intérêt scientifique accrue de l'importance de l'ESL à la fonction vasculaire lors de santé et de maladie. L'ESL est invisible à la microscopie optique et ne peuvent pas être facilement étiquetéin vivo, compte tenu de la propension des fluorescents glycocalyx de liaison des lectines pour provoquer l'agglutination RBC 8 et embolie pulmonaire fatale (observations non publiées). Plusieurs approches indirectes ont donc été développées pour en déduire l'épaisseur ESL (et, par extension, de l'intégrité glycocalyx) en non-mobiles lits vasculaires tels que les microcirculations crémastérien et mésentériques. Ces techniques comprennent la mesure des différences dans la vitesse de circulation de microparticules en tant que fonction de la distance de la membrane endothéliale (vélocimétrie par images de microparticules 9) ainsi que la mesure de l'exclusion des encombrants à marquage fluorescent, des marqueurs vasculaires (par exemple les dextrans) à partir de la surface endothéliale (technique d'exclusion de dextrane 10, 11). Parmi ces techniques, seule l'exclusion dextrane est capable d'estimer l'épaisseur ESL partir de mesures faites à un moment précis dans le temps. En mesurant simultanément largeurs vasculaires en utilisant la microscopie en fond clair (d'une largeur deexclusive de la "invisible" ESL) et microscopie à fluorescence d'un traceur vasculaire exclus de l'ESL, ESL épaisseur peut être calculée comme la moitié de la différence entre les largeurs vasculaires 2.

L'utilisation d'une mesure instantanée de l'épaisseur de l'ESL est bien adapté pour l'étude du glycocalyx pulmonaire. Microscopie intravitale du poumon est difficile, étant donné la présence de mouvement significatif pulmonaire et cardiaque. Bien que les progrès récents permettent d'immobilisation des poumons de souris in vivo 12, 13, des préoccupations existent quant à l'impact physiologique du poumon stase. L'immobilité du poumon est associé avec l'oxyde nitrique endothélial diminué de signalisation 14, une voie de signalisation qui affecte à la fois l'adhésion des neutrophiles 15 et blessures pulmonaires 16. De plus, l'immobilisation d'une zone de poumon expose entourant alvéoles mobiles à des forces de cisaillement nuisibles (dite "atelectrauma"), conformément aux concepts classiques physiologiques del'interdépendance alvéolaire 17.

En 2008, Arata Tabuchi, Wolfgang Kuebler et ses collègues ont mis au point une technique chirurgicale qui permet pour la microscopie intravitale d'un poumon de souris librement mobile 18. Artefact respiratoire résultant de cette technique peuvent être annulés par l'utilisation de l'imagerie à haute vitesse, y compris la mesure simultanée de clair et microscopie à fluorescence. Dans ce rapport, nous détaillons la façon instantanée imagerie exclusion dextrane peut être utilisé pour mesurer l'épaisseur ESL dans la microcirculation sous-pleurale d'un poumon de souris librement se déplacer, in vivo. Cette technique peut être facilement modifié pour déterminer glycocalyx fonction-spécifiquement, la capacité d'une intact ESL pour exclure des éléments circulant à la surface endothéliale. Nous avons récemment utilisé ces techniques pour déterminer l'importance de l'intégrité ESL pulmonaire à l'élaboration d'une lésion pulmonaire aiguë au cours de maladies systémiques inflammatoires telles que la septicémie 2.

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Protocol

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1. Préparation des tubes chirurgicaux, cathéters vasculaires, Fenêtre paroi thoracique

  1. Stade de microscopie intravitale. Nous fabriqués sur mesure un stade plexiglas sur laquelle la souris anesthésiée se trouve en microscopie. Cette étape peut accueillir deux de 15 cm par 10 cm en plastique Planche à découper flexible (sur lequel se trouve la souris lors de l'induction de l'anesthésie, le placement trachéotomie, et cathétérisme veineux) ainsi qu'un élément chauffant de taille similaire (situé sous la planche à découper).
  2. Préparation de la souris thoracostomie (Figure 1). Une longueur de 10 cm PE 50 tubes (Intramedic, diamètre interne 0,58 mm, 0,965 mm de diamètre extérieur) est coupée. Une extrémité est fixée à l'extrémité émoussée d'une aiguille de calibre 23 incurvée; cette aiguille sera utilisé pour passer le tube à travers la paroi thoracique (intérieur → extérieur) avant la fermeture de la fenêtre thoracique.
    L'extrémité distale du tube (1,5 cm de longueur, en face de la jauge 23 en annexel'aiguille) est répétée percé par une aiguille de calibre 30, de créer des «ports secondaires" pour faciliter l'aspiration d'air efficace intrathoracique.
    Cette partie fenêtrée est ensuite séparée du reste du tube par plusieurs boucles circonférentielles de suture en soie 04:00; ces boucles se servir de "bouchon", en fin de compte d'ancrage les 1,5 cm fenêtrée partie à l'intérieur de la cavité thoracique.
  3. Cathéters veineux jugulaires. Deux 15 longueurs de cm de tube PE 10 (Intramedic, diamètre intérieur 0,28 mm, diamètre extérieur 0,61 mm) sont coupés. Un scalpel est utilisé pour biseauter les extrémités du tube, augmentant ainsi la facilité de ponction veineuse. Le tube est vidé par l'intermédiaire d'une seringue de 1 ml contenant 6% de dextrane 150 kDa solution (dans du PBS) fixé à l'extrémité non biseautée de la tubulure.
  4. Préparation fenêtre de la paroi thoracique (figure 2). Transparent membrane de polyvinylidène (New Kure Wrap, Kuresha, Tokyo) est découpée en une forme ovale (grands axes 6 cm, petit axe 4 cm). Une circulaire n ° 5 n ° 1 lamelle (Bellco) est fixé sur la membrane en utilisant α-cyanoacrylate colle (Pattex flüssig, Henkel, Düsseldorf).
  5. . Tube d'induction pneumothorax ("tube de soufflage") A 10 cm de longueur de tube (diamètre intérieur 3 mm, 5 mm de diamètre extérieur) est fixée à une seringue de 5 ml; l'extrémité opposée est utilisée pour introduire de l'air dans la cage thoracique pour animaux avant la prise de greffe fenêtre de la paroi thoracique.
  6. Seringue pour immersion dans l'eau de l'objectif. Une aiguille de calibre 23 est fixée à une seringue contenant 30 ml d'eau distillée. La pointe de l'aiguille est émoussée (en utilisant un fichier de métal) en vue d'éviter tout dommage à l'objectif.

2. Anesthésie souris

  1. Une souris est anesthésiés avec un mélange de kétamine (10 mg / ml) et de xylazine (2 mg / ml), administrée par voie intrapéritonéale à la dose de 8 pi par rapport au poids du corps de la souris gramme. La sédation survient dans les 3 - 6 min et ne doit pas gêner la respiration spontanée.
  2. Utiliser un rasoir électrique, de se raserla gorge, la poitrine, l'abdomen, et le côté droit de la souris.
  3. Avec du ruban, fixez la souris sur une planche à découper en plastique mince. Le chef de la souris doit être dirigé vers l'opérateur (figure 3). Tension douce fourni par une boucle de fil de suture passant sous les dents du haut sert à maintenir la tête d'extension. La planche à découper est placé sur un coussin chauffant, le maintien euthermia souris pendant la trachéotomie et la pose du cathéter veineux.
  4. Zones mouillées rasé avec de l'éthanol à 100%.
  5. Confirmer une anesthésie adéquate avec un pincement de la queue / patte. Procéder si la réponse minimale; fournir un bolus supplémentaire de kétamine / xylazine s'il n'est pas convenablement anesthésié.

3. Trachéotomie

  1. Une incision de 1 cm est faite sur la gorge. Tissu conjonctif sous-jacent est disséqué, et les glandes salivaires sont séparés et réfléchis latéralement. Le muscle sterno immédiatement antérieure à la trachée est réséqué.
  2. Une boucle de suture 04h00 est avancé sous ee trachée (figure 4). La boucle est alors coupée, ce qui crée deux brins séparés de fil de suture sous-tendent la trachée. Le fil de suture caudale est utilisé pour fixer la canule de trachéotomie, le fil de suture crânienne sera utilisé pour fournir une tension sur la trachée lors de la pose de trachéotomie.
  3. À l'aide de deux doigts, le fil de suture est saisie et supérieure tension douce est appliqué sur la trachée. Une incision horizontale est pratiquée dans la trachée entre majuscules et minuscules points de suture. Cette incision doit traverser environ les deux tiers de la circonférence trachéale. Un tube de trachéotomie à bride (Harvard Apparatus, 1,22 mm de diamètre extérieur) est inséré dans la trachée distale et fixé en place à l'aide du fil de suture caudale trachéale.
  4. La trachéotomie est relié à un respirateur à volume contrôlé de petits animaux (Inspira, Harvard Apparatus), et la souris est ventilé avec de l'oxygène inspiré à 40% et de 9 ml / kg volumes courants (paramètres optimisés pour maintenir une oxygénation adéquate / ventilation dans notre laboratoire). Positive pression expiratoire (PEEP) n'est pas commencé à ce moment. Fait à noter, les réglages du ventilateur devrait être optimisé pour les conditions uniques au sein de différents laboratoires. Différentes longueurs de tubes redondant (interposé entre la tubulure du ventilateur connecteur en Y et trachéotomie) peut être utilisé pour ajuster l'espace mort, assurer une ventilation alvéolaire stable pour un volume choisi de marée.

4. Cathétérisme veineux

  1. La jonction de la veine jugulaire interne et externe peuvent être identifiés par le suivi des branches veineuses distales proximale. La veine jugulaire externe se trouve en dessous des glandes salivaires reflétées, ce qui peut être tracée proximale de trouver la jonction externe jugulaire interne.
  2. Utilisez douce dissection de séparer la jonction jugulaire du tissu environnant conjonctif.
  3. Utilisant des sutures 4:0, attacher les jugulaires externes et internes veines jugulaires distales (crânienne) à la jonction jugulaire.
  4. Faire une petite incision dans la carènede la jonction jugulaire, des saignements devraient être minimes.
  5. Deux sondes peuvent être progressivement avancé à travers l'incision dans le tronc et jugulaire. Après une légère aspiration pour assurer le retour du sang, cathéters sont fixés dans la veine utilisant des sutures 04h00.
  6. Cathéters veineux bande à la planche à découper pour empêcher contre tout déplacement accidentel.

5. Intravitale chirurgie Microscopie souris pulmonaire (adapté de Tabuchi et al. 18)

  1. La planche à découper (contenant la retenue, souris anesthésiée ainsi que des cathéters veineux soudées) est passée à l'étape de la microscopie intravitale, où les interventions chirurgicales restantes seront effectuées. Une sonde de température rectale est placé; ces interfaces d'un système de chauffage d'adaptation (situé sous la planche à découper), ce qui permet l'entretien de euthermia souris.
  2. Un cathéter jugulaire est fixée à une pompe à seringue qui fournit un kétamine (10 mg / ml)-xylazine (2 mg / ml)mélange à 200 ul par heure. Une anesthésie adéquate est de nouveau confirmée par la queue / patte de pincement.
  3. L'incision médiane est prolongée du cou à l'appendice xiphoïde, puis de procéder latéralement vers la droite (figure 5).
  4. À l'aide d'électrocautérisation, la musculature thoracique est enlevé, l'exposition de la cage thoracique. Des précautions sont prises pour assurer une hémostase complète.
  5. Traversez patte arrière droite de la souris sur le côté gauche et du ruban adhésif. La torsion résultant abdominale tourne légèrement le thorax, l'amélioration de la facilité de la chirurgie.
  6. Placez la scène à un angle de 45 degrés (figure 6), ce qui permet le positionnement du poumon à se détacher de la paroi thoracique lorsque le pneumothorax est induite.
  7. La nervure 1 er (côte la plus inférieure) est saisi avec une pince et a grandi; une pince courbe est carrément poussé au-dessous de la nervure. Cela sépare plèvre pariétale de la paroi thoracique. La plèvre doit rester non perforé.
  8. Utilisation du tube de soufflage etune seringue, l'air est introduit de force contre la plèvre pariétale. Ce qui conduit à la rupture de la surface de la plèvre et sans endommager le pneumothorax pulmonaire sous-jacente. Le pulmonaire sous-jacente tombera loin de la paroi thoracique, permettant l'introduction d'une pince électrocautérisation sans endommager les poumons. Une diminution du volume de marée ventilateur n'est généralement pas nécessaire au cours de cette étape.
  9. En utilisant des pinces électrocoagulation, disséquer la musculature de la paroi thoracique et recoupent les 5 ème et 6 ème côtes / plèvre pariétale, faire un trou de 8 mm ~ circulaire dans la paroi thoracique. Il est essentiel que l'hémostase complète sera maintenue, que la présence d'une hémorragie va masquer la microscopie (figure 7).
  10. L'utilisation d'un pilote de l'aiguille, insérez le tube dans le trou thoracostomie paroi thoracique. L'aiguille doit percer la paroi thoracique et sortir de la cavité thoracique inférieure et latérale de la fenêtre thoracique (figure 7). Prenez soin de ne pas percer la membrane. LaElle est ensuite lentement tiré de la paroi thoracique jusqu'à ce qu'il se produit une résistance de la suture "bouchon" situé à l'extrémité de la portion du tube troué.
  11. Placez le stade plat.
  12. Ajouter 3 cm H 2 O PEP au ventilateur pour aider à aider poumon réexpansion.
  13. Colle (Pattex gel, Henkel) est placé de manière circonférentielle autour de la fenêtre poitrine. La membrane est fixée, avec la lamelle de verre tournée vers l'extérieur de la cavité thoracique. Soigneusement (et circonférentiellement) approximative de la membrane à l'aide d'un applicateur de colle coton.
  14. Tout en effectuant une manoeuvre de recrutement alvéolaire (3 volumes courants au cours de laquelle l'orifice de ventilation est obstruée PEEP), -3 mm Hg aspiration est appliquée au tube poitrine. Le poumon devrait persistante approximative de la membrane tout en se déplaçant librement lors de la ventilation de marée (Figure 8).
  15. La patte antérieure droite de la souris est traversée sur le côté gauche, ce qui entraîne une position de décubitus latéral gauche de la souris.Cales éponge peut être utilisé pour positionner correctement la souris pour la fenêtre de la poitrine est aligné avec l'objectif à immersion microscopie eau.
  16. De l'eau distillée est placé sur la lamelle avant microscopie, ce qui permet la visualisation du poumon en utilisant un objectif à immersion d'eau. L'eau devra être rempli par intermittence tout au long de l'imagerie.

6. Mesure de l'épaisseur de la couche endothéliale pulmonaire Surface

  1. Immédiatement après la fermeture de la paroi thoracique, 500 ul marqué au FITC 150 kDa (solution à 6% dans du PBS) dextran est administrée via le cathéter veineux secondes (non anesthésie) jugulaire. Ce bolus sert de réanimation volume ainsi que le traceur vasculaire pour ESL mesure. Le bolus dextrane n'influence pas l'adhésion des neutrophiles ou la formation d'oedème pulmonaire 2.
  2. L'objectif à immersion d'eau est centrée sur la lamelle. Le choix de l'objectif est essentielle à visualiser de petites différences d'épaisseur ESL, une grande Numerical ouverture est nécessaire (> 0,8) tout en conservant un 2 à 3 mm de distance de travail (permettant la pénétration à travers la fenêtre du poumon et de la plèvre surface). Nous utilisons le Nikon CFI 75 LWD 16x (NA 0,8) et CFI 75 LWD 25x (NA 1,1) objectifs à cet effet.
  3. Pour mesurer avec précision l'épaisseur ESL dans un organe en mouvement, il est essentiel que clair et fluorescentes largeurs vasculaires sont réalisées simultanément. Cela peut être accompli en utilisant une image (Dual View, Photometrics) de séparation qui permet la capture simultanée de contraste interférentiel différentiel reflète la lumière (DIC, fond clair) et des images FITC (figure 9).
  4. Au cours d'une pause de 5 secondes inspiratoire, l'imagerie continue est jouée et enregistrée. Plus tard, ces images peuvent être examinés pour déterminer zones mises au point.
  5. L'utilisation d'un cadre de mise au point, sous-pleurale microvaisseaux (diamètre <um 20) sont identifiés; au moins 3 microvaisseaux se trouvent généralement sur une seule image. Après la fin de l'expérience, DICet FITC-dextran largeurs vasculaires sont mesurées (par un observateur neutre) par la moyenne des longueurs de trois intersections perpendiculaires par microvaisseaux. En supposant égale épaisseur ESL sur les deux bords du navire, la taille ESL peut être définie par la moitié de la différence entre DIC et FITC-dextran largeurs vasculaires, telles que décrites dans la section Résultats de représentant.
  6. En règle générale, la microscopie intravitale peut être effectuée pour> 90 min sans aucune preuve de lésions pulmonaires ou d'hypotension 2. Des expériences préliminaires doivent être effectuées pour confirmer la stabilité de la souris (pression sanguine, oxygénation, ventilation, les lésions pulmonaires) au cours de la période d'observation. Médicaments expérimentaux peuvent être introduits par le second cathéter (non-anesthésique) jugulaire à tout moment de la procédure.

7. Mesure alternative de l'intégrité pulmonaire surface endothéliale couche

Les fonctions endothéliales intactes couche de surface (en partie) d'exclure circulanttion des éléments de la 2 surface endothéliale. ESL intégrité peut donc être mesurée par la capacité d'un élément de circulation (par exemple une microsphère fluorescente) pour ouvrir et interagir avec des molécules d'adhérence de surface des cellules (telles que ICAM-1).

  1. Anti-ICAM-1 marqué fluorescent microsphères sont préparées avant la chirurgie. Tapissées de streptavidine 0,97 um microsphères fluorescentes sont incubées avec des anticorps biotinylé de contrôle ou isotype anti-ICAM-1 (YN1/1.7.4 clone, 1:50, eBioscience) pendant 30 min à température ambiante. Les microsphères sont lavées trois fois dans du PBS et mises en suspension à 1 x 10 9 par ml microsphères.
  2. Au cours de la microscopie intravitale, la suspension de microsphères (100 pi) est injecté dans le cathéter veineux jugulaire. Après 15 min de la circulation, des images fluorescentes sont capturés pendant 5 min. Immobile pendant> 5 min microsphères sont considérés comme adhérent et quantifiée en utilisant un logiciel de traitement d'image.

8. Euthanasie

<p class = "jove_content"> Après l'achèvement de la procédure, des souris anesthésiées sont euthanasiés par exsanguination par ponction cardiaque directe. L'euthanasie est confirmée par pneumothorax bilatéraux avant que les poumons sont prélevés et congelés composant logiciel enfichable pour une analyse ultérieure.

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Representative Results

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L'approche expérimentale décrite dans les étapes 1-6 permettra la capture de trames multiples du DIC simultanée (fond clair) et des images fluorescentes. Pour déterminer l'épaisseur ESL, les images enregistrées sont examinés par un observateur en aveugle après la fin du protocole expérimental. L'utilisation d'un cadre de mise au point, sous-pleurale microvaisseaux (diamètre <um 20) sont identifiés; au moins 3 microvaisseaux se trouvent généralement sur ​​une seule image (Figure 10). Grâce à un logiciel d'analyse d'image (NIS Elements, Nikon), les largeurs sont mesurées vasculaires (par un observateur neutre) par la moyenne des longueurs de trois intersections perpendiculaires par microvaisseaux. Comme l'ESL est invisible à l'imagerie DIC, DIC largeurs vasculaires couvrent membrane endothéliale de la membrane endothéliale et sont donc inclus d'épaisseur ESL 9, 10. En revanche, FITC-dextran (150 kDa) est exclu de l'ESL. Par conséquent, les largeurs FITC vasculaires ne tiennent pas compte épaisseur ESL. En supposant égale épaisseur ESLness sur les deux bords de la cuve, la taille ESL peut donc être définie par la moitié de la différence entre DIC et FITC-dextran largeurs vasculaires.

Plusieurs écueils potentiels techniques peuvent interférer avec l'interprétation des résultats expérimentaux. La présence de saignements dans le domaine de la microscopie va masquer la fois la visualisation DIC et FITC de la microvascularisation sous-pleurale, par conséquent, des précautions doivent être prises pour obtenir l'hémostase (en utilisant l'électrocoagulation) lors de la pose fenêtre (5,9). En outre, le poumon peut-être pas reapproximate la fenêtre thoracique après la manœuvre de recrutement (5,14), ce qui indique généralement incomplète adhérence de la membrane circonférentielle autour de la fenêtre thoracique. Ceci peut être corrigé par une nouvelle application de colle autour de la fenêtre thoracique, suivie d'une manœuvre de recrutement répétition du poumon. Enfin, des précautions doivent être prises pour éviter une injection intraveineuse accidentelle d'air dans la souris. Embolie gazeuse, même si elle n'est pas mortelle, sera preferenti voyage allié du poumon nondependent, empêchant FITC-dextran perfusion du visualisés (nondependent) microvaisseaux sous-pleurale.

Mesure de la largeur d'anglais langue seconde nécessite l'utilisation d'un séparateur d'image (offrant simultanément l'imagerie DIC et fluorescentes) ainsi que les objectifs de microscopie spécialisés. Ces demandes d'équipement peuvent être évités grâce à quelques modifications à notre protocole. L'intégrité glycocalyx peut être mesurée indirectement en déterminant l'exclusion ESL de circulation microsphères de la surface du récipient. La présence de la dégradation de l'ESL, par conséquent, est indiquée par une augmentation de la capture microvasculaire sous-pleurale de microsphères ciblées contre les molécules d'adhésion endothéliales surface (tels que ICAM-1) (Figure 11).

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Figure 9
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Figure 10. Mesure de la souris pulmonaire ESL épaisseur. (A) représentant simultanément d'images prises DIC et fluorescence de la microcirculation sous-pleurale de souris (barre d'échelle, 50 pm). Largeur des microvaisseaux est mesurée en utilisant la moyenne des trois intersections perpendiculaires linéaires. ESL épaisseur peut être déterminée par la moitié de la différence entre DIC (y compris de l'ESL) et fluorescentes (à l'exclusion de l'ESL)largeurs de microvaisseaux. (b) les mesures DIC identifier avec précision les frontières sous-pleurales paroi vasculaire, comme l'a démontré par DIC quasi-identiques et les mesures GFP navires largeur effectuées dans l'endothélium fluorescentes Tie2-GFP souris (Jackson Labs). La ligne continue représente la ligne de l'identité. (C) Le système microvasculaire sous-pleurales peuvent être suivis longitudinalement, comme en témoigne la perte progressive de l'épaisseur ESL survenant après lipopolysaccharide intraveineuse (LPS). N = 3 souris. * P <0,05 par rapport au temps = 0 min par ANOVA.

Film 1. Glycocalyx intégrité peut être déterminée par l'évaluation de l'adhésion de microsphères anti-ICAM-1 dans le système microvasculaire sous-pleurale. Haute vitesse microscopie confocale (Nikon A1R) démontre adhérent microsphères fluorescentes 45 min après LPS par voie intraveineuse (20 mg par kg de poids corporel). Notez que les microsphères de circulation peut être occasionally voit passer à travers la microcirculation. Pour améliorer la visualisation de (fluorescente verte) microsphère la localisation, à l'étape 6.1 souris ont été prétraitées avec le traceur vasculaire TRITC-dextran (150 kDa, 6%) au lieu de FITC-dextran. Cliquez ici pour voir le film .

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Discussion

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Coïncidant avec l'utilisation croissante de microscopie in vivo, on apprécie plus en plus à la fois pour la taille importante de l'ESL ainsi que ses nombreuses contributions à la fonction vasculaire. Ces nouvelles données, cependant, sont essentiellement issus des études de la vascularisation systémique. En effet, l'utilisation de la microscopie in vivo dans les poumons est techniquement difficile, étant donné artefact important mouvement pulmonaire et cardiaque.

Plusieurs progrès techniques récents ont permis de stabiliser le poumon de souris en mouvement, offrant une meilleure application des techniques intravitale la microcirculation pulmonaire 12, 13. Ces approches sont toutefois potentiellement confondus par les ramifications physiologiques de l'immobilité du poumon. Comme le poumon est un organe destiné téléologiquement un mouvement continu, du poumon stase intuitivement modifier la physiologie pulmonaire. En effet, le poumon de stase est associée à des altérations de l'endothélium nl'oxyde de itric signalisation, une voie à de nombreuses conséquences en aval, tant dans le poumon sain et blessé 14, 16. En outre, l'immobilisation d'une superficie de sujets entourant les alvéoles pulmonaires à des forces de cisaillement nuisibles, conformément à la "atelectrauma" caractéristique du ventilateur induire des lésions pulmonaires 19. Ceux-ci et d'autres encore-à-être-identifié conséquences de la stase pulmonaire sont susceptibles de confondre l'interprétation des observations intravitale de microvasculaire pulmonaire (patho) physiologique.

Compte tenu de ces préoccupations, nous avons cherché à développer une méthode par laquelle l'ESL pulmonaire pourrait être étudiée dans un mouvement libre, poumon de souris in vivo. Nous avons choisi d'adapter la technique de Tabuchi et Kuebler, une approche qui permet de visualiser longitudinale d'un poumon de souris librement en mouvement sans provoquer des lésions pulmonaires 18. Surtout, notre approche comporte plusieurs altérations subtiles du protocole original Tabuchi, ces alterations ont évolué à partir de la nécessité de tenir compte des conditions uniques au sein de notre laboratoire. De même, l'adoption de notre modèle de mesure ESL ailleurs, il faudra optimisation similaire pour assurer la stabilité de l'hémodynamique de la souris, l'oxygénation, la ventilation et l'absence de lésions pulmonaires.

Nous avons choisi d'utiliser l'exclusion dextrane comme notre première approche de la mesure ESL. Cette technique est bien adaptée à notre modèle, que des mesures d'anglais langue seconde peut être fabriqué à partir d'un moment précis dans le temps, la négation de la présence de mouvement pulmonaire et cardiaque. Alors que les études précédentes de la microcirculation systémique ont suggéré que l'exclusion de dextrane n'est exacte que dans les petits vaisseaux (<15 um 6), nous avons noté concordantes changements dans les vaisseaux anglais langue seconde jusqu'à 30 um de diamètre. Ces écarts peuvent être dus à des caractéristiques optiques spécifiques à la surface pleurale.

Dans un lit mobile vasculaire, il est essentiel que l'imagerie fluorescente clair et occurs simultanément, que même un bref retard dans l'acquisition des images (fermeture d'obturateur par exemple entre des images séquentielles) serait fatalement confondre les mesures d'épaisseur ESL. Pendant la pause de ventilation peut réduire cette confusion, une pause inspiratoire ne sera pas complètement éviter un artefact de mouvement cardiaque ou respiratoire artefact de la redistribution de gaz dans hétérogène-gonflés, les poumons blessés ("pendelluft") 20. Nous avons choisi d'utiliser un diviseur image pour envoyer simultanément clair et des images fluorescentes à une seule caméra CCD. Des approches alternatives pourraient inclure l'utilisation de miroirs dichroïques pour capturer simultanément des images en lumière réfléchie et fluorescente lors de la microscopie confocale.

Une demande supplémentaire critique de notre modèle est l'utilisation de l'eau d'immersion spécialisées objectifs. Ces objectifs doivent avoir une ouverture suffisamment grande pour permettre la résolution numérique des petites différences dans les largeurs de navires tout en ENTRETENIRg une distance suffisante de travail pour pénétrer à la fois la fenêtre thoracique et la surface pleurale. Ces objectifs, tout en étant disponible, sont très coûteux. L'utilisation de la différence de lumière d'interférence réfléchie contraste (DIC) microscopie, une technique qui met en lumière fond clair bords des tissus non colorés, est en outre souhaitable, comme DIC améliore la précision des mesures de la largeur vasculaires.

D'autres techniques existent pour la détermination de la largeur ESL pulmonaire. Alors que la vélocimétrie microsphères ne peut pas être effectuée de façon précise sur un lit mobile vasculaire, l'adhésion microsphères peuvent être utilisées pour tester l'intégrité indirectement glycocalyx pulmonaire. Nous avons précédemment montré que les fonctions intactes ESL pour exclure circulation microsphères de molécules d'adhésion endothéliales de surface 2. La présence d'anticorps anti-ICAM-1 d'adhésion à la surface des microsphères endothéliale indique donc une perte de glycocalyx / ESL intégrité. Cette technique ne nécessite pas brightf simultanéeield / fluorescent imagerie, ni objectifs à grande ouverture numérique nécessaire. Toutefois, une mise en garde importante s'impose: pour une adhérence anti-ICAM-1 microsphères accrue pour indiquer la perte glycocalyx, il doit être semblable expression d'ICAM-1 de surface de cellules entre les groupes témoins et expérimentaux. Alors que ICAM-1 expression à la surface endothéliale est resté stable précoce (<45 min) induite par le sepsis lésions pulmonaires 2, l'expression en surface finira par augmenter d'une manière dépendante de NF-kB 21. L'utilisation de l'adhérence de microsphères comme un marqueur de l'intégrité glycocalyx, par conséquent, ne peut être valide pendant une inflammation précoce.

Fait à noter, tandis que nos techniques chirurgicales et la microscopie ne inducteur de 2 lésions pulmonaires, on ne sait pas comment l'évolution des lésions pulmonaires expérimentales (par exemple une blessure induite par instillation intratrachéale acide) influe sur les mesures d'épaisseur ESL. Évolution de l'oedème pulmonaire pourrait confondre les mesures de largeur DIC navireet / ou de l'influence de dextrane perméabilité. Cette incertitude peut être atténué par l'utilisation de techniques complémentaires multiples (par exemple le dextrane l'exclusion, l'adhésion microsphère, ainsi que des évaluations de confirmation histologique du navire glycosaminoglycane contenu 2) pour confirmer les changements observés dans l'ESL pulmonaire.

En résumé, en élargissant l'approche chirurgicale initialement déclaré par Tabuchi et Kuebler, nous avons développé un modèle expérimental qui permet l'observation détaillée de l'ESL pulmonaire. L'utilisation de ce modèle devrait permettre une meilleure compréhension de l'importance du glycocalyx endothéliale vasculaire pulmonaire à la physiologie de la santé et de la maladie.

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Disclosures

Aucun conflit d'intérêt déclaré.

Acknowledgments

Nous remercions les Drs. Arata Tabuchi et Wolfgang Kuebler (Université de Toronto) pour l'enseignement en ce qui concerne la microscopie intravitale. Nous tenons à remercier Andrew Cahill (Nikon Instruments) pour l'assistance dans la conception et la mise en œuvre de microscopie. Ce travail a été financé par le NIH / NHLBI subventions P30 HL101295 et HL105538 K08 (pour EPS).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Name of Reagent
FITC-dextran (150 kDa) Sigma FD150S
TRITC-dextran (150 kDa) Sigma T1287
Streptavidin-coated fluorescent microspheres Bangs Laboratories CP01F/10428 Dragon Green fluorescence (similar to FITC)
Ketamine Moore Medical
Xylazine Moore Medical
Anti-ICAM-1 biotinylated antibody eBioscience Clone YN1/1.7.4 1:50 dilution
Isotype biotinylated antibody eBioscience IgG2b eB149/10H5 1:50 dilution
EQUIPMENT
Mechanical ventilator Harvard Apparatus Inspira
Tracheostomy catheter Harvard Apparatus 730028
Electrocautery apparatus DRE Medical Valleylab SSE-2L
Bipolar cautery forceps Olsen Medical 10-1200I 9.9cm McPherson
Temperature control system World Precision Instruments ATC1000
Syringe pump Harvard Apparatus Pump 11 Elite
Microscope (widefield) Nikon LV-150
Microscope (confocal) Nikon A1R
Image splitter Photometrics DV2
CCD camera Photometrics CoolSNAP HQ2
Image processing software Nikon NIS Elements
Polyvinylidene membrane Kure Wrap
Circular cover slip Bellco 5CIR-1-BEL 5 mm, #1 thickness
Glue (cover slip to membrane) Pattex Flussig (liquid) For affixing cover slip to membrane
Glue (cover slip to mouse) Pattex Gel For attaching membrane to mouse
Surgical tubing Intramedic PE50, PE10
Suture Fisher 4:0 silk
Electric razor Oster 78997
Curved surgical forceps Roboz
Straight surgical forceps Roboz
Surgical scissors Roboz
Surgical microscissors Roboz
Surgical needle driver Roboz
Surgical tape Fisher
Kitchen sponges (cut into wedges) various

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Yang, Y., Yang, G., Schmidt, E. P. In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer. J. Vis. Exp. (72), e50322, doi:10.3791/50322 (2013).More

Yang, Y., Yang, G., Schmidt, E. P. In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer. J. Vis. Exp. (72), e50322, doi:10.3791/50322 (2013).

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