Summary
Wij een reproduceerbare werkwijze voor type 1 diabetes (T1D) bij de muis binnen twee weken adoptieve overdracht van eilandjescellen antigeen-specifieke primaire CD4 + T-cellen.
Abstract
De nonobese diabetische (NOD) muis ontwikkelt spontaan auto-immune diabetes na 12 weken oud en is de meest uitgebreid bestudeerde diermodel voor menselijke type 1 diabetes (T1D). Celoverdracht studies in bestraalde ontvanger muizen hebben aangetoond dat T-cellen zijn cruciaal bij T1D pathogenese in dit model. We beschrijven hier een eenvoudige methode om snel induceren T1D door adoptieve overdracht van gezuiverde primaire CD4 + T-cellen van pre-diabetische NOD muizen transgeen voor het eilandje T cel receptor (TCR) BDC2.5 in NOD.scid ontvangende muizen. De belangrijkste voordelen van deze techniek zijn dat isolatie en adoptieve overdracht van diabetogene T-cellen kan worden voltooid binnen dezelfde dag, wordt bestraling van de ontvangers niet vereist, en een hoge incidentie van type 1 wordt opgewekt binnen 2 weken na de T-cel-overdracht. Aldus kan studies pathogenese en therapeutische interventies bij T1D plaatsvinden bij een hogere snelheid dan bij werkwijzen die berusten op heterogene T cel populaties of klonenafgeleid van diabetische NOD muizen.
Introduction
De NOD muis ontwikkelt auto-immune diabetes spontaan en is op grote schaal gebruikt als diermodel voor menselijke T1D 1,2. Pathogenese van type 1 in NOD muizen gekenmerkt door infiltratie, beginnend op 3-4 weken oud, van de pancreatische eilandjes van Langerhans door dendritische cellen en macrofagen, gevolgd door T-en B-cellen. Deze fase van niet-destructieve peri-insulitis leidt tot een langzame, progressieve vernietiging van insuline-producerende pancreatische β cellen, resulterend manifeste diabetes wordt 4-6 maanden 3. Overdracht van splenocyten 4,5, 6,7 of CD4 + CD8 + T-cellen van 8,9 diabetische NOD muizen is aangetoond dat diabetes bemiddelen in immuungecompromitteerde NOD muizen, wat aangeeft dat eilandje-reactieve T-cellen spelen een centrale rol in T1D pathogenese. Afhankelijk van de experimentele omstandigheden, diabetes ontwikkeld in ontvangende muizen langzaam gedurende een aantal weken in deze studies. Ook verschillende T cel klonen, verkregen door tijdrovende en durekweken van diabetogene T-cellen, is gemeld diabetes mediëren enkele weken na overdracht ontvangende muizen 7,10. Met de beschikbaarheid van transgene muizen die TCR afgeleid van CD4-of CD8-diabetogenic beperkte T-celklonen, verschillende laboratoria hebben aangetoond dat vervolgens milt T-cellen van dergelijke muizen konden diabetes dragen aan ontvangers 11-13. Specifiek, BDC2.5 NOD muizen transgeen voor BDC2.5 TCR, die specifiek is voor chromogranine A, een eiwit in pancreatische bètacellen 14-16. Overdracht van in vitro-geactiveerde of niet-geactiveerde geheel of gefractioneerde miltcellen van openlijk diabetes of prediabetes BDC2.5 muizen overgebracht diabetes te neonatale of immunodeficiënte NOD muizen op verschillende efficiëntie 11,17-19.
We beschrijven een eenvoudige methode die gezuiverd transgene CD4 + T-cellen maakt gebruik van pre-diabetische BDC2.5 muizen te induceren T1D in de ontvangende muizen op een hoog rendement en consistentie. Grote aantallen naïeve eilandje antigeen-specifieke CD4 + T-cellen geïsoleerd uit deze muizen door fluorescentie-geactiveerde celsortering (FACS) voor CD4 + CD62L + T cellen die het transgene TCR Vβ4 keten. Gezuiverd transgene T-cellen worden vervolgens overgedragen zonder activering in NOD.scid muizen, die functioneel T en B cellen missen en zijn insulitis-en diabetes-vrij 20. De ontvangende muizen worden gecontroleerd op verhoogde concentraties van urine glucose aangegeven T1D die snel ontwikkelt zich binnen twee weken na T celoverdracht.
In tegenstelling tot andere methoden overdragen diabetogenic T-cellen met heterogene specificiteiten ons protocol gebruikt FACS-gesorteerd CD4 + T-cellen die bijna uitsluitend de expressie diabetogenic BDC2.5 TCR. Door hun homogeniteit, slechts kleine aantallen overgedragen T-cellen (~ 1x10 6 cellen / muis) nodig voor een snelle ontwikkeling T1D binnen 2 weken 100% incidentie. Een ander voordeel van ons protocol is dat DOORSTRALI GSIn van ontvangende muizen is niet nodig omdat voor een aantal andere methoden. Een mogelijke beperking van deze methode is dat het niet het onderzoek naar de bijdrage van zowel CD4 en CD8 T-cel subsets of specifieke CD8 T-cellen in diabetes mogelijk.
De beschreven protocol handig voor het bestuderen T1D snelle ontwikkeling, gemedieerd door naïeve, mono-specifiek CD4 + T-cellen, alsook therapeutische strategieën voor interventie in homing van eilandjescellen antigeenspecifieke Th cellen het doelwitorgaan worden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Isolatie van T-cellen uit milt en lymfeklieren van BDC2.5 Muizen
- Gebruik 6-weken oude pre-diabetische vrouwelijke BDC2.5 muizen als donoren van diabetogene CD4 + T-cellen. Muizen dienen diabetes-vrij bepaald door urine glucose meting (zie hieronder).
- Euthanaseren elke muis met behulp van CO 2 stikken en verwijder de milt, oksel en brachialis lymfeklieren onder steriele omstandigheden. Om de milt te verwijderen, genieten van de vacht met 70% ethanol, vervolgens gesneden en de huid trekken. De milt is zichtbaar als een donkerrode orgaan aan de linkerzijde van de muis zijn. Voeg een 1-inch incisie in het peritoneum met de kleine schaar en zachtjes greep de milt in het centrum met een paar kleine pincet. Knip voorzichtig het bindweefsel en vastzittend vet zo veel mogelijk en verwijder de milt.
- Verzamel de milt en lymfeklieren in 10 ml Dulbecco's-gemodificeerd Eagle's Medium (DMEM) in een 15 ml conische buis op ijs.
- Bereid een enkele celsuspensie met behulp van the einde van een steriele 10 ml spuit zuiger om voorzichtig op de lymfoïde organen bij 70 micrometer cel zeven (een milt per zeef en 4-6 lymfeklieren per zeef) in dezelfde 50 ml conische buis.
Tijdens het spoelen elke zeef met 1 ml DMEM maals voor terugwinning van cellen van de zeef te maximaliseren.
- Breng de verzamelde cellen van de 50 ml conische buis in een 15 ml conische buis en centrifugeer bij 300-400 xg gedurende 7 minuten bij kamertemperatuur.
- Om rode bloedcellen te lyseren, gooi het supernatant, resuspendeer de cellen in 5 ml ammonium-chloride-Kalium (ACK) buffer (pH 7,2), en incubeer de ACK-celsuspensie bij kamertemperatuur gedurende 5 minuten.
- Voeg 10 ml DMEM aan de ACK-celsuspensie en centrifugeer de buis als hierboven. Was eenmaal de cel pellet in 10 ml DMEM.
2. Fluorescentie-geactiveerde celsortering van diabetogenische CD4 + T-cellen uit muizen BDC2.5
- Resuspendeer cellen in 5 ml FACS sbevattende buffer en tel het aantal levensvatbare cellen (met een fasecontrastmicroscoop en een hemocytometer) door trypan blauwe kleurstof uitsluiting.
- Middels FACS buffer, passen de celsuspensie volume tot 5 x 10 7 cellen / ml. Verwijder ~ 1 x 10 6 cellen per kleuring controle (1 geen vlek, 3 enkele vlekken). Stain het monster voor niet-transgene geactiveerde CD4 + T-cellen met anti-CD4 (APC), anti-TCR Vβ4 (FITC) en anti-CD62L (PE) monoklonale antilichamen (mAb) in een 15 ml buis. Voer cel kleuring met het mAb concentraties voorgesteld door de fabrikant voor 20-30 min bij 4 ° C in het donker.
- Was het monster en enkele vlek controles met FACS buffer bij> 3x de kleuringsreactie volume. Centrifugeer de buis bij 300-400 xg, verwijder het supernatant en resuspendeer de cellen in FACS buffer (1-2 x 10 7 cellen / ml voor het sorteren monster en 300 pl voor enkele vlek controles) en op te slaan op ijs tot de volgende stap.
- Passeren de cel monster door een 35 um celzeefdop tube naar cel klonten te verwijderen. Sorteer de monsters voor CD4 + TCR Vβ4 + CD62L + cellen op een cel sorter met een getrainde operator. Verzamel de gesorteerde cellen in 3 ml DMEM in een 15 ml buis. Toestaan 2,5-3 uur, inclusief voorbereiden, 1,5 x 10 8 cellen (het aantal cellen verkregen van ongeveer 3 donormuizen) sorteren op een soort van 2 x 10 4 totaal events / sec. Verwacht ~ 2,5 x 10 6 non-transgene geactiveerde CD4 + T-cellen per muis na celsortering.
- Noteer het absolute aantal gesorteerde cellen aan het eind van het soort en centrifugeer ze gedurende 7 minuten bij 300-400 x g. Verwijder het supernatant en resuspendeer de cellen (2 x 10 6 cellen / ml) in steriele fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) (Mg 2 + / Ca2 + vrij) voor adoptieve T celoverdracht.
3. Adoptieve overdracht van diabetogene CD4 + T-cellen uit BDC2.5 Muizen
- Met behulp van een 1 ml spuit en een 18-1 ½ gauge naald, voorzichtig resuspendeer de FACS-gezuiverde CD4 +T-cellen en laadt de 1 ml spuit. Ter voorbereiding voor injectie, vervang dan de 18-1 ½ gauge naald met een 27 ½ gauge naald.
- Expose 6-8 weken oude vrouwelijke NOD.scid ontvangende muizen een warmtelamp totdat ze vertonen poetsgedrag.
- Beperken ontvangende muizen in weerhouder en veeg de staart met 70% (v / v) ethanol op de injectieplaats te desinfecteren.
- Injecteer 1-2 x 10 6 FACS gesorteerde cellen / muis (in maximaal 500 ul PBS) in een van de laterale staart aderen.
Forceer de zuiger. Als de naald op de juiste wijze in de ader, zal de injectie plaatsvinden met bijna geen weerstand.
4. Monitoring Ontvanger muizen voor Hyperglykemie en T1D
- Beginnend vijf dagen na T celoverdracht worden NOD.scid ontvangende muizen dagelijks bekeken op verhoogde urine glucose met reagens strips (Bayer Diastix) volgens de instructies van de fabrikant. Muizen met twee opeenvolgende urine glucosewaarden> 250 mg / dl worden beschouwd diabetes.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Onze resultaten tonen aan de isolatie van transgene BDC2.5 cellen die CD62L, wat essentieel is voor T-cellen naar huis om secundaire lymfoïde organen, zoals lymfklieren. Onze bevindingen tonen verder de krachtige mogelijkheden van deze monospecifieke T-cel populatie snel overbrengen en efficiënt T1D tot NOD.scid ontvangende muizen.
Isolatie van diabetogenic CD4 + T-cellen uit muizen BDC2.5 wordt getoond in figuur 2. Ongeveer 5 x 10 7 cellen uit gepoold milt en lymfeklieren werden per donor muis verkregen vóór celsorteren. Na de flowcytometrische sorteren, 2,5 x 10 ~ 6 naïeve CD4 + transgene T-cellen (CD4 + TCR Vβ4 + CD62L +) werden uit elk BDC2.5 donormuis verkregen gebruikmakend van de aangegeven gating strategie.
Zoals verwacht, adoptieve overdracht van kleine aantallen CD4 + TCR Vβ4 + CD62L + cellen (~ 1 x 10 6 cellen / muis) uit BDC2.5 donormuizen geïnduceerde T1D in alle NOD.scid re cipients (100% incidentie) tot dag 11, zoals bepaald door verhoogde niveaus van urine glucose (figuur 3). Ter vergelijking, de overdracht van heterogene CD3 + T-cellen BDC2.5 vereist 3-5 voudig meer cellen te induceren T1D in 80% NOD.scid ontvangers van 3 weken 21.
Deze gegevens tonen aan dat adoptieve overdracht van kleine aantallen van FACS-gezuiverde BDC2.5 transgene CD4 + CD62L + T cellen in NOD.scid-muizen geïnduceerd sneller en efficiënter T1D.
Figuur 1. Opeenvolging van experimentele evenementen. Milt en lymfeklieren werden verzameld uit BDC2.5 muizen. Naïeve transgene CD4 + T-cellen (CD4 + TCR Vβ4 + CD62L +) werden geïsoleerd door FACS. T-cellen werden opnieuw gesuspendeerd in PBS en intraveneus geïnjecteerd in NOD.scid ontvangers, die vervolgens werden gecontroleerd op verhoogde urine glucose aangeeft T1D.
Figuur 2. Gating strategie te sorteren CD4 + TCR Vβ4 + CD62L + milt en lymfeklier-afgeleide cellen uit BDC2.5 muizen door FACS. Een single-celsuspensie van gepoolde milt en lymfeklieren werd gekleurd met fluorescent gelabelde anti-CD4 (APC), anti- -TCR Vβ4 (FITC), en anti-CD62L (PE) mAb. De puntenplot links toont de CD4 + TCR Vβ4 + celpopulatie die werd gebruikt om de poort van de CD62L + cellen, in de juiste dot plot. Boxed cellen vertegenwoordigen percentages van gated celpopulaties.
Figuur 3. Adoptieve overdracht van diabetogenic CD4 + T-cellen. FACS-geïsoleerde CD4 + TCR Vβ4 + CD62L + cellen van BDC2.5 muizen werden intraveneus geïnjecteerd (1,3 x 10 6 cellen / muis) in NOD.scid ontvangende muizen (n = 5). Muizen were T1D gecontroleerd door het meten van urine glucose concentraties in de ontvangers. Muizen met twee opeenvolgende lezingen van> 250 mg / dl werden beschouwd diabetes.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
T1D kan worden geïnduceerd in ontvangende muizen met verschillende efficiëntie van adoptieve overdracht van gehele miltcellen of T-cel subsets van diabetische NOD muizen of muizen die transgeen zijn voor TCR afgeleid van diabetogenic T-celklonen. Wij rapporteren hier een reproduceerbare werkwijze voor het induceren T1D in ontvangende muizen binnen twee weken bij 100% incidentie van overdracht FACS-gezuiverde CD62L + BDC2.5 transgene CD4 + T cellen in NOD.scid-muizen.
Specifieke voordelen van de BDC2.5 T cel overdracht hier beschreven model zijn de zeer korte inductie tijd van T1D in vergelijking tot maanden voor spontane diabetes en tot enkele weken voor diabetes overdracht door diabetogene T-cel subsets of T-cel klonen. Bovendien, vanwege hun homogeniteit, slechts kleine aantallen gezuiverd BDC2.5 transgene T-cellen moeten dragen T1D met hoge efficiëntie en consistentie. In tegenstelling tot sommige andere T-cel overdracht methoden, in vitro activatie van transgene BDC2.5 T-cellen voorafgaand aan transfer niet noodzakelijk ons protocol. Een ander voordeel van onze monospecifieke T celoverdracht werkwijze is dat nieuwe therapeutische strategieën te grijpen in de homing van eilandjescellen antigen-specifieke T cel naar het doelorgaan kan meer selectief dan andere protocollen onderzocht de overdracht diabetes met heterogene T-celpopulaties.
Een mogelijke beperking van onze methode is dat het niet geschikt is voor de bijdrage van zowel CD4 + en CD8 + T cel subsets in T1D pathogenese bepalen, omdat monospecifiek, diabetogenic CD4 + T-cellen worden gebruikt om diabetes te dragen.
Aangezien een FACS instrument kan BDC2.5 transgene T-cellen worden geïsoleerd door middel van zuivering met PE-gelabelde anti-TCR mAb Vβ4 en anti-PE magnetische beads gevolgd door CD4 + CD62L + magnetische korrels (Miltenyi).
Opgemerkt wordt dat de FACS-gezuiverd, en kolom-gezuiverde T-cellen, zal een kleine populatie van CD4 + T-cellen thop zich niet uit de transgene TCR door onvolledige allelexclusie van endogene TCR genen 15. Het gezuiverde T-cel-fractie kan ook CD4 + CD25 + Treg cellen die T1D ontwikkeling in ontvangers kunnen onderdrukken. Aangezien beide T-celpopulaties zijn gemeld te stijgen in BDC2.5 muizen met de leeftijd, raden we u aan BDC2.5 muizen die niet ouder zijn dan 6 weken 22,23. CD4 + CD25 + Treg cellen kunnen als alternatief van BDC2.5 T-cellen door FACS-sortering of scheiding met CD4 worden uitgesloten CD25 magnetische parels (Miltenyi) bij oudere BDC2.5 muizen.
Als alternatief of naast T1D controle door urine glucose metingen bloedsuikerspiegel nauwkeuriger worden bepaald ontvangende muizen met een handheld glucometer.
Kritische stappen in dit protocol zijn onder de leeftijd van BDC2.5 donor en NOD.scid ontvangende muizen. Met behulp jonge BDC2.5 muizen (6 weken) zal ervoor zorgen dat ze diabetes-vrij en dat de frequentie van beide een eigendogenous niet-transgene T-cellen en Treg cellen zijn laag, zoals hierboven vermeld. Het is ook belangrijk om jonge (<12 weken) NOD.scid muizen ontvangende muizen gebruiken omdat deze stam is gevoelig voor het ontwikkelen thymomas die zich manifesteren na 20 weken oud 24 en kunnen T1D ontwikkeling verwarren na adoptieve T celoverdracht.
Toekomstige toepassingen van de beschreven werkwijze omvatten onderzoek CD4 T-cel-gemedieerde mechanismen van T1D pathogenese en nieuwe strategieën selectief ingrijpen ziekte inductie, die niet haalbaar mens.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Alle muizen werden gehuisvest in het Penn State College of Medicine specifieke pathogeen-vrije (SPF)-faciliteit in overeenstemming met de richtlijnen van de Penn State Institutional Animal Care en gebruik Comite.
De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen.
Acknowledgments
Wij danken Drs. Robert Bonneau en Neil Christensen voor nuttig commentaar.
Dit werk werd ondersteund door de Pennsylvania State University College of Medicine fondsen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BDC 2.5 TCR transgenic NOD mice (NOD.Cg-Tg(TcrαBDC 2.5, TcrβBDC 2.5) | JAX | 004460 | |
| NOD.SCID mice (NOD.CB17-Prkdcscid/J) | JAX | 001303 | |
| Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) | Themo Scientific | SH30022.01 | |
| Bayer Diastix | Fisher Scientific | AM2803 | |
| 15 ml conical tubes | Falcon | 352095 | |
| 50 ml conical tubes | Falcon | 352070 | |
| Sterile surgical tweezers | |||
| Sterile small pair scissors | |||
| Sterile large pair scissors | |||
| 70 μm cell strainers | Fisher Scientific | 22363548 | |
| 35 μm cell strainer cap tubes | BD Biosciences | 352235 | |
| Ammonium-Chloride-Potassium (ACK) buffer | 0.15 M NH4Cl, 1 mM KHCO3, 0.1 mM Na2EDTA, pH 7.2 in dH2O | ||
| BD FACSFlowTM sheath fluid | BD Biosciences | 342003 | |
| FACS staining buffer | PBS, 0.2 mM EDTA, 0.5% BSA/FCS, filter sterilized | ||
| Phase contrast microscope | |||
| Trypan blue | |||
| Hemocytometer | |||
| Anti-CD4 (APC) mAb | Biolegend | 1005616 | clone RM4-5 |
| Anti-TCR Vβ4 (FITC) mAb | BD Biosciences | 553365 | clone KT4 |
| Anti-CD62L (PE) mAb | BD Biosciences | 553151 | clone MEL-14 |
| Cell sorter | BD Biosciences | e.g. BD FACSAria III | |
| Heat lamp | |||
| Mouse restrainer | |||
| 1 ml syringes | Becton Dickinson | 309602 | |
| 18-1½ gauge needles (sterile) | Becton Dickinson | 305196 | |
| 27½ gauge needles (sterile) | Becton Dickinson | 305109 |
References
- Makino, S., et al. Breeding of a non-obese, diabetic strain of mice. Jikken Dobutsu. 29, 1-13 (1980).
- van Belle, T. L., Coppieters, K. T., von Herrath, M. G. Type 1 diabetes: etiology, immunology, and therapeutic strategies. Physiol. Rev. 91, 79-118 (2011).
- Delovitch, T. L., Singh, B. The nonobese diabetic mouse as a model of autoimmune diabetes: immune dysregulation gets the NOD. Immunity. 7, 727-738 (1997).
- Wicker, L. S., Miller, B. J., Mullen, Y. Transfer of autoimmune diabetes mellitus with splenocytes from nonobese diabetic (NOD) mice. Diabetes. 35, 855-860 (1986).
- Bendelac, A., Carnaud, C., Boitard, C., Bach, J. F. Syngeneic transfer of autoimmune diabetes from diabetic NOD mice to healthy neonates. Requirement for both L3T4+ and Lyt-2+ T cells. J. Exp. Med. 166, 823-833 (1987).
- Haskins, K., McDuffie, M. Acceleration of diabetes in young NOD mice with a CD4+ islet-specific T cell clone. Science. 249, 1433-1436 (1990).
- Christianson, S. W., Shultz, L. D., Leiter, E. H. Adoptive transfer of diabetes into immunodeficient NOD-scid/scid mice. Relative contributions of CD4+ and CD8+ T-cells from diabetic versus prediabetic NOD.NON-Thy-1a donors. Diabetes. 42, 44-55 (1993).
- Wicker, L. S., Todd, J. A., Peterson, L. B. Genetic control of autoimmune diabetes in the NOD mouse. Annual Reviews in Immunology. 13, 179-200 (1995).
- Serreze, D. V., et al. MHC class I-mediated antigen presentation and induction of CD8+ cytotoxic T-cell responses in autoimmune diabetes-prone NOD mice. Diabetes. 45, 902-908 (1996).
- Milton, M. J., Poulin, M., Mathews, C., Piganelli, J. D. Generation, maintenance, and adoptive transfer of diabetogenic T-cell lines/clones from the nonobese diabetic mouse. Methods Mol. Med. 102, 213-225 (2004).
- Kurrer, M. O., Pakala, S. V., Hanson, H. L., Katz, J. D. Beta cell apoptosis in T cell-mediated autoimmune diabetes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 94, 213-218 (1997).
- Amrani, A., et al. Perforin-independent beta-cell destruction by diabetogenic CD8(+) T lymphocytes in transgenic nonobese diabetic mice. J. Clin. Invest. 103, 1201-1209 (1999).
- Dobbs, C., Haskins, K. Comparison of a T cell clone and of T cells from a TCR transgenic mouse: TCR transgenic T cells specific for self-antigen are atypical. J. Immunol. 166, 2495-2504 (2001).
- Haskins, K., Portas, M., Bradley, B., Wegmann, D., Lafferty, K. T-lymphocyte clone specific for pancreatic islet antigen. Diabetes. 37, 1444-1448 (1988).
- Katz, J. D., Wang, B., Haskins, K., Benoist, C., Mathis, D. Following a diabetogenic T cell from genesis through pathogenesis. Cell. 74, 1089-1100 (1993).
- Stadinski, B. D., et al. Chromogranin A is an autoantigen in type 1 diabetes. Nat. Immunol. 11, 225-231 (2010).
- Luhder, F., Chambers, C., Allison, J. P., Benoist, C., Mathis, D. Pinpointing when T cell costimulatory receptor CTLA-4 must be engaged to dampen diabetogenic T cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 97, 12204-12209 (2000).
- Tang, Q., et al. In vitro-expanded antigen-specific regulatory T cells suppress autoimmune diabetes. J. Exp. Med. 199, 1455-1465 (2004).
- Calderon, B., Suri, A., Pan, X. O., Mills, J. C., Unanue, E. R. IFN-gamma-dependent regulatory circuits in immune inflammation highlighted in diabetes. J. Immunol. 181, 6964-6974 (2008).
- Shultz, L. D., et al. Multiple defects in innate and adaptive immunologic function in NOD/LtSz-scid mice. J. Immunol. 154, 180-191 (1995).
- Waldner, H., Sobel, R. A., Price, N., Kuchroo, V. K. The autoimmune diabetes locus Idd9 regulates development of type 1 diabetes by affecting the homing of islet-specific T cells. J. Immunol. 176, 5455-5462 (2006).
- Verdaguer, J., et al. Spontaneous autoimmune diabetes in monoclonal T cell nonobese diabetic mice. J. Exp. Med. 186, 1663-1676 (1997).
- Thomas, D. C., Mellanby, R. J., Phillips, J. M., Cooke, A. An early age-related increase in the frequency of CD4+ Foxp3+ cells in BDC2.5NOD mice. Immunology. 121, 565-576 (2007).
- Prochazka, M., Gaskins, H. R., Shultz, L. D., Leiter, E. H. The nonobese diabetic scid mouse: model for spontaneous thymomagenesis associated with immunodeficiency. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 89, 3290-3294 (1992).
