Summary
Nous décrivons la fabrication de l'appareil et le protocole de mesure des nanotubes de biocapteurs à haute fréquence à base de carbone. La technique de détection à haute fréquence atténue l'effet d'écran fondamental de l'ionique (Debye) et permet nanotube biocapteur pour être utilisé dans des solutions de force ionique élevée, où biocapteurs électroniques classiques échouent. Notre technologie offre une plate-forme unique pour le point-of-care (POC) des biocapteurs électroniques fonctionnant dans des conditions physiologiquement pertinents.
Abstract
Les propriétés électroniques uniques et des ratios élevés au volume de la surface de nanotubes de carbone à paroi simple (SWNT) et de nanofils de semi-conducteurs (NW) 1-4 en font de bons candidats pour les biocapteurs haute sensibilité. Quand une molécule chargée se lie à une telle surface de détection, il modifie la densité de porteurs dans le capteur 5, ce qui entraîne des changements dans sa conductance de courant continu. Cependant, dans une solution ionique une surface chargée attire aussi les contre-ions de la solution, formant une double couche électrique (EDL). Cette EDL écrans effectivement hors la charge, et physiologiquement pertinents conditions ~ 100 mM (mM), la longueur de la projection de charge caractéristique (longueur de Debye) est inférieure à un nanomètre (nm). Ainsi, dans les solutions de force ionique élevée, détection basée sur la charge (DC) est fondamentalement entravée 6-8.
Nous surmontons les effets de dépistage de charge en détectant les dipôles moléculaires plutôt que de charges à haute fréquence, en opérant Nanot carboneube transistors à effet de champ que des mélangeurs de haute fréquence de 9 à 11. Aux fréquences élevées, la force de traction à courant alternatif ne peut plus surmonter la résistance de la solution et les ions en solution n'ont pas suffisamment de temps pour former l'EDL. En outre, la fréquence de mélange technique nous permet d'opérer à des fréquences assez élevées pour surmonter dépistage ionique, et encore détecter les signaux de détection à des fréquences inférieures 11-12. En outre, la forte transconductance de transistors SWNT offre un gain interne pour le signal de détection, ce qui évite la nécessité d'amplificateur de signal externe.
Ici, nous décrivons le protocole à (a) fabriquer des transistors SWNT, (b) fonctionnaliser biomolécules au nanotube 13, (c) la conception et le cachet d'un polydiméthylsiloxane (PDMS) de la chambre micro-fluidique 14 sur l'appareil, et (d) effectuer la détection à haute fréquence de différentes solutions de force ionique 11.
Introduction
Quand une molécule chargée lie à un capteur électronique SWNT ou NW, il peut soit faire un don / accepter des électrons ou agir comme une barrière électrostatique local. Dans les deux cas, la molécule liée peut modifier la densité de charge dans le canal SWNT ou NO, ce qui conduit à une variation de la conductance de courant continu mesurée du capteur. Une grande variété de molécules 15-20 ont été détectées avec succès par l'étude des caractéristiques continues des nanocapteurs lors de tels événements contraignants. Même si mécanisme de détection basé charge détection présente de nombreux avantages, y compris la détection sans étiquette 21, sensibilité femto-molaire 22 et lisez électronique en capacité 15, il n'est efficace que dans les solutions de faible force ionique. Dans les solutions de force ionique élevée, la détection DC est entravée par le dépistage ionique 6-8. Une surface chargée attire les contre-ions dans la solution qui forme une double couche électrique (EDL) à proximité de la surface. L'EDL écrans efficacement contre ces accusations. En til force ionique de la solution augmente, l'EDL devient plus étroite et dépistage des augmentations. Cet effet de sélection se caractérise par le Debye dépistage longueur λ D,
, Où ε est la constante diélectrique du milieu, k B est la constante de Boltzmann T est la température, q est la charge de l'électron, et c est la force ionique de la solution d'électrolyte. Pour une solution typique de 100 mM de tampon, λ D est d'environ 1 nm, et le potentiel de surface sera complètement projeté à une distance de quelques nm. Comme résultat, la plupart des capteurs nanoélectroniques basé sur SWNT ou NWs fonctionnent soit à l'état sec 20 ou dans les solutions de faible force ionique 5,15,17,21-22 (c ~ 1 nM- 10 mm), sinon l'échantillon doit subir des étapes dessalage 15,23. Appareils de diagnostic au point de soins ont besoin pour fonctionner dans des forces ioniques physiologiquement pertinents sur le site de patients avec une capacité limitée de traitement des échantillons. Par conséquent, l'effet de projection ionique atténuation est cruciale pour le développement et la mise en œuvre de POC nanoélectroniques biocapteurs.
Nous réduisons l'effet de blindage ionique en actionnant capteur nanoélectronique basée sur SWNT à plage de fréquences mégahertz. Le protocole fourni ici les détails de la fabrication d'un transistor SWNT plate-forme de détection et de mesure nanoélectronique mélange à haute fréquence pour la détection biomoléculaire base. Les nanotubes de carbone à paroi simple sont cultivées par dépôt chimique en phase vapeur sur des substrats à motifs avec des catalyseurs Fe 24. Pour nos transistors SWNT, nous incorporons un haut-grille suspendue 25 placé 500 nm au-dessus du nanotube, ce qui permet d'améliorer la réponse du capteur à haute fréquence et permet également une MICR compacto-chambre fluidique pour sceller le dispositif. Les transistors SWNT sont exploités comme des mélangeurs à haute fréquence 9-11 afin de surmonter les effets fond de dépistage ioniques. Aux fréquences élevées, les ions mobiles en solution n'ont pas suffisamment de temps pour former l'EDL et les dipôles biomoléculaires fluctuation peut encore porte le SWNT pour générer un courant de mélange, qui est notre signal de détection. Le mélange fréquence se pose en raison des caractéristiques IV non linéaires d'un nanotube FET. Notre technique de détection diffère des techniques classiques de détection basée sur la charge et la spectroscopie d'impédance de 26 à 27. Tout d'abord, nous détectons dipôles biomoléculaires à haute fréquence plutôt que les frais associés. Deuxièmement, la forte transconductance du transistor SWNT offre un gain interne pour le signal de détection. Ceci évite la nécessité d'amplification externe comme dans le cas de mesures d'impédance à haute fréquence. Récemment, d'autres groupes ont également abordé la détection biomoléculaire en haute baARRIÈRE-PLAN concentrations 23,28. Cependant, ces méthodes sont plus impliqués, ce qui nécessite la fabrication complexe ou génie chimique attentive des molécules réceptrices. Notre capteur de SWNT à haute fréquence comporte une conception plus simple et utilise la fréquence propriété inhérente de mélange d'un transistor à nanotube. Nous sommes en mesure d'atténuer les effets de dépistage ioniques, ce qui promet une nouvelle plateforme de biocapteurs pour la détection de point de soins en temps réel, où biocapteurs fonctionnent directement en état physiologiquement pertinents sont souhaitées.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Modélisation de catalyseur pour la croissance SWNT
- Commencer avec une tranche de silicium, par un dépôt chimique en phase vapeur à basse pression (CVD), augmenté de 500 nm de Si 3 N 4 / SiO 2 de 500 nm film sur le dessus.
- Spin enduire une couche de résine photosensible (PR) à 500 tours par minute pendant 5 secondes, puis 4000 tours par minute pendant 40 sec.
- Faire cuire la galette à 115 ° C pendant 90 secondes.
- Utilisez un masque photographique avec des fosses rectangulaires de catalyseurs (Figure 1) et exposer la plaquette en UV (365 nm) irradiance de 300 mJ / cm 2 pour 0,3 sec. Après l'exposition cuire la galette à 115 ° C pendant 90 secondes.
Astuce: stands de conception de différentes tailles, par exemple 5 microns x 5 microns, 10 microns x 5 microns etc pour tenir compte de la variabilité des dépôts SWNT phase vapeur (CVD) du processus de croissance.
- Développer la plaquette dans un révélateur pour 70 sec secouant doucement la tranche à travers le processus.
- Rincer la plaquette avec DI water pendant 2 min, puis sécher avec un atome d'azote (N 2) arme à feu.
- Charger la plaquette au point dans un faisceau d'électrons évaporateur chambre et le dépôt de 0,5 nm du fer (Fe) sous une pression de chambre de 10 -6 Torr.
- Découper la tranche en petits moules 1,5 cm x 1,5 cm.
- Retirer la résine photosensible par trempage dans de l'acétone chaude et d'isopropanol (IPA) pendant 10 min chacun. Cela laisse derrière catalyseur Fe dans les fosses rectangulaires de croissance des nanotubes.
2. CVD croissance de nanotubes de carbone
- Placer les matrices de revêtement de catalyseur dans le tube de quartz du four de croissance CVD.
Astuce: Déterminez sweet spot pour la croissance de nanotubes. La croissance est uniforme sur une superficie de 2inch x 2inch aval pour notre four (figure 2c).
- Recuire le substrat à l'air à 880 ° C pendant une heure pour éliminer le résidu de résine photosensible (figure 2a). Laisser refroidir.
- Purger la chambre avec Argon pendant 5 min à 3 SLM (litres standard par minute).
- Montée en puissance du four à 800 ° C au centre du tube, tout en maintenant un flux d'argon de 1 SLM (figure 2b).
- Débit 0,2 SLM d'hydrogène pendant 5 min afin de réduire les particules de catalyseur à savoir convertir l'oxyde de fer en fer.
- Introduire 5,5 sccm (centimètre cube standard par minute) de l'éthylène (C 2 H 4) pendant 35 min à croître SWNT. Maintenir un débit de 2 0,2 SLM H au long du processus. La longueur de SWNT obtenu à partir de cette recette est> 20 micron (um).
- Laisser le four refroidir à température ambiante avec un faible débit d'argon.
3. SWNT fabrication de transistors FET
- Conception d'un masque photographique (figure 1) pour définir des électrodes de source-drain de courant-tension caractérisation (IV) des nanotubes de carbone.
Astuce: Étendre électrodes plots loin APARt sur la matrice de sorte qu'elles restent accessibles même après avoir déposé un timbre microfluidique sur la région de nanotube actif.
- Suivez les étapes 1.2 -1.6 pour définir la zone de dépôt de métal pour les contacts.
- Dépôt de Ti / Au nm/50 0,5 nm pour les contacts source-drain dans une chambre d'évaporateur par faisceau d'électrons à 10 -6 Torr.
- Laisser la filière dans l'acétone pendant la nuit pour le décollage de métal. Après le décollage, tremper le moule dans de l'IPA pendant 10 min, puis sauter à l'aide de N2 sec pistolet.
- Faites un dépôt de couverture de 500 nm e-beam évaporée SiO 2 pour diélectrique de grille à 10 -6 torr.
- Conception d'un masque photographique (figure 1) pour définir l'électrode de grille.
- Suivez les étapes 1.2 à 1.6 pour définir la région pour le dépôt métallique porte.
- Evaporer 50 nm/50 nm Cr / Au comme l'électrode de grille supérieure dans l'évaporateur à faisceau électronique. Suivez l'étape 3.4 pour le décollage de métal.
Astuce: Utilisez couche de chrome épais pour augmenter la force of suspendu grille supérieure. dimensions Gate sont également essentiels pour la suspension de succès.
- Dépôt d'une couche mince (20 nm) de SiO 2 pour électrode supérieure passivation couverture.
- Conception d'un masque photographique (figure 1) pour ouvrir un sillon dans le SiO 2 pour ouvrir le canal à nanotubes de carbone. Conception zone tampon d'attaque chimique dans le même masque pour ouvrir région pour l'accès source, de drain et des électrodes de grille éloignée de la chaîne SWNT.
- Suivez les étapes 1.2 à 1.6 pour le modèle PR d'ouvrir la tranchée de gravure humide de SiO 2.
- Gravure humide du évaporée SiO 2 avec une solution de BHF 1:20 pour 3 min et 30 sec. Si 3 N 4 fournit une couche d'arrêt de gravure pour empêcher la pénétration de BHF.
Astuce: étalonnage de l'heure Etch est recommandé.
- Rincer soigneusement l'appareil dans l'eau DI, puis le tremper dans de l'IPA pendant 5 min. Séchez à l'aide d'un pistolet N 2. La st dispositifructure reste intact grâce à la couche de chrome d'épaisseur.
4. La fonctionnalisation chimique des parois latérales de nanotubes de carbone
- Préparer une solution de 6 mM d'acide 1-pyrenebutanoic succinimidyl ester (PBSE) dans du diméthylformamide (DMF).
- Incuber la matrice FET SWNT dans cette solution moléculaire linker pendant 1 heure à température ambiante.
- Rincer soigneusement la filière dans le DMF pour laver l'excès de réactif. Séchez l'appareil.
- Préparer une solution 20mg/ml de biotinyl-3, 6-dioxaoctanediamine (biotine PEO amine-BPA) dans l'eau DI pour biotinylation de SWNT.
- Incuber la filière dans cette solution pendant 18 heures, après quoi rincer soigneusement la filière dans l'eau DI et brushing. BPA se fixe à la molécule de lieur PBSE.
- Préparer une solution de 1mg/ml streptavidine dans une solution de pH 7,2 PBS pour streptavidine.
- Pour les mesures statiques, incuber la matrice dans une solution de streptavidine pendant 20 min pour fonctionnaliser complètement le SWNT biotinylé. Thoroughly rincez et séchez la filière. Pour la détection en temps réel, le cachet du canal d'écoulement PDMS (étape 6) d'abord, puis couler la solution de streptavidine en arrière-plan de la force ionique élevée pour la liaison streptavidine (figure 3).
Note: Nous Rincer la filière par l'eau de distribution DI (~ 50 ml) sur la matrice à l'aide d'une pissette. Ensuite, nous passons la filière à une autre boîte de Pétri contenant de l'eau DI et de passer de la filière autour pendant 1 min. Nous répétons les deux étapes d'un total de 8-10 fois.
5. Préparation de polydiméthylsiloxane (PDMS) Moule pour chambre de fluide
- Dans une coupelle de pesage, de verser de 9 parties en poids de PDMS monomère et ajouter une partie en poids d'agent de durcissement et de mélanger soigneusement les deux.
- Degas le mélange dans un dessiccateur pendant 25 min. Les bulles vont augmenter à travers le mélange et laisser.
Astuce: si le mélange commence à mousser, purger la chambre et laisser reposer pendant quelquessecondes avant de dégazage à nouveau.
- Placez une nouvelle plaquette de silicium dans une boîte de Pétri. Verser le mélange dégazé PDMS sur le dessus de celui-ci d'avoir une couche de PDMS de 5 mm au-dessus de la plaquette.
- Placez la boîte de Pétri dans un four à 70 ° C pendant 1 heure.
- Retirer la boîte de Pétri et laisser refroidir. Utiliser un scalpel pour découper une pièce rectangulaire de PDMS et tirez à l'aide d'une pince à épiler.
Embout: Le côté PDMS directement en contact avec la plaquette de silicium est extrêmement propre et plane. Ce côté sera en contact avec la matrice FET SWNT. Veillez à ne pas contaminer.
- Placer la matrice rectangulaire à l'envers et percer un trou dans l'aide d'un poinçon de biopsie (3 mm de diamètre) à partir du côté plat de l'autre. Cela garantit aucun des bords rugueux sur le côté plat de PDMS (figure 4a).
- Placez la chambre PDMS sur le dessus de l'appareil avec précaution en l'alignant sur le dessus de la zone active des matrices FET SWNT ouvrés (<strong> Figure 4a, b). Appuyez doucement pour assurer le timbre sur la filière. Les liaisons latérales planes à la filière pour former une chambre étanche.
Astuce: Cela peut être fait à l'œil nu ou à l'aide d'un microscope optique avec suffisamment d'espace de travail. Si le PDMS n'adhère pas bien (généralement si la matrice et / ou le timbre en PDMS n'est pas propre), faire un plasma d'oxygène (20 watts, 15 sec) sur PDMS pour aider collage. Utiliser pouvoirs plasmatiques plus élevées que cela conduit à une liaison forte, cependant, nous avons vu déchirant d'électrodes tout en enlevant le PDMS dans un tel cas.
- Retirez le timbre en PDMS après les essais électriques et avant la prochaine étape de fonctionnalisation chimique par trempage de la filière dans l'eau DI et en soulevant doucement le timbre.
6. Préparation du canal d'écoulement microfluidique
- Prenez une tranche de silicium propre et placez-le sur une plaque chaude à 200 ° C pendant 5 minutes pour éliminer toute trace d'humidité.
- Spin manteau SU-8 2015 500 rpm(100 rpm / sec taux de rampe) pendant 5 secondes puis 1,250 rpm pendant 30 secondes à 300 tours / sec taux de rampe. On obtient ainsi une couche d'épaisseur 30 um de SU-8 sur la tranche de silicium.
- Doux cuire la galette à 95 ° C pendant 5 min.
- Concevoir un masque photographique (figure 4C) pour définir le vaste um modèle de canal 300 du débit au-dessus de la zone SWNT.
Astuce: Pour éviter l'effondrement de la structure d'une largeur de canal: rapport de la hauteur de 10:1 est suffisante (300 um: 30 pm dans ce cas).
- Utilisation de photolithographie UV 365 nm définissent le canal d'écoulement avec un temps d'exposition aux UV de 0,9 sec.
- Poster cuire la filière à 95 ° C pendant 5 min.
- Développer le modèle dans SU-8 développeur pendant 5 min accompagné par agitation douce.
- Rincer la plaquette dans IPA et sécher avec N 2 pistolet.
- Suivez les étapes 5.1-5.2 pour préparer un mélange PDMS.
- Placez la tranche avec SU-8 moule dans un dessiccateur avec une baisse de 2-3 silanisant tric agenthloro (3, 3, 3-trifluoropropyl) silane dans une boîte de Pétri. Tournez sur la pompe à vide laisse la plaquette s'asseoir dans le vide pendant 1 heure.
- Verser le mélange dégazé PDMS sur la tranche et le chauffer dans un four à 70 ° C pendant 1 heure.
- Couper le moule PDMS (négatif de SU-8) à l'aide d'un scalpel.
- Placer le timbre en PDMS tête en bas et en utilisant un poinçon de biopsie (0,75 mm de diamètre) pour forer un trou à chaque extrémité du canal d'écoulement. S'assurer de percer le trou à partir du côté plat (la face en contact avec la tranche de silicium) à l'autre pour éviter les aspérités (figure 4e).
- Placez la chambre d'écoulement PDMS sur le dessus de l'appareil avec précaution en l'alignant sur le dessus de la zone active des matrices FET SWNT fabriqués sous un microscope. Appuyez doucement pour assurer le timbre sur la filière. Les liaisons latérales planes à la filière pour former une chambre étanche. (Figure 4c et 4d)
- Pousser un tube en polyéthylène dans les trous et branchez l'autre extrémité à une source de fluide et d'une seringue vidange (F4e igure).
- Fixer la seringue à un système de pompe de la seringue afin de maintenir un écoulement contrôlé du fluide à travers le canal (figure 6).
7. Configuration de mesure électrique DC
- Raccorder la source et les contacts de SWNT FET aux ports de tension d'une carte d'acquisition de données de grille.
- Raccorder le contact de drain au port d'entrée de la carte d'acquisition de données par le biais d'un pré-amplificateur de courant.
- Appliquer 30 millivolts (mV) de contact de source, balayer la tension de grille et d'enregistrer le courant de drain (figure 5a).
Conseil: Pour des mesures en solution, maintenir le paramètre de balayage de tension de grille au sein de | 0,7 volt | pour éviter les fuites et la réaction entre l'électrode métallique de grille et de la solution.
8. AC Configuration de mesure électrique
- Connecter le signal de sortie à partir Ref amplificateur à verrouillage de la porte de signal de modulation externe au générateur de fréquence pour configurer AM freque moduléeSortie nce.
- Connexion contact de source de SWNT FET à l'orifice de sortie RF modulé en AM de générateur de fréquence et de tension en courant continu à partir de la carte d'acquisition de données à l'aide d'un té de polarisation (figure 5b et 5c).
- Connectez contact de grille au port tension de la carte DAQ.
- Raccorder le contact de drain à un amplificateur à verrouillage de lire le courant alternatif à travers le nanotube. Lire l'amplitude et la phase du courant à travers les orifices d'entrée d'acquisition de données.
- Maintenir la tension de courant continu de la source à 0 volt et la fréquence du signal AM à 200 kilohertz (kHz).
- Balayer la tension de grille et de mesurer le courant de drain.
- Augmentation de la fréquence et répétez l'étape 8.6 pour I g balayages mix-V à des fréquences différentes.
9. Mesures électriques en solution (No Flow)
- Préparer NaCl 1 mM, NaCl 10 mM et mM solutions salines NaCl 100 à partir de la solution mère de NaCl 5M.
- Prendre le périphérique SWNT de l'étape 3.13. Effectuer les étapes 4.1-4.5 pour obtenir un biotinylerappareil d.
- Suivez l'étape 5 pour mettre une chambre PDMS sur le dessus de l'appareil.
- Remplir la chambre avec de l'eau DI à l'aide d'une pipette.
- Suivez l'étape 8 pour les mesures de mélange de fréquences pour les différentes fréquences.
- Répétez 9.4 pour les trois solutions salines différentes NaCl 1 mM, NaCl 10 mM et NaCl 100 mM.
Astuce: Utilisez la pipette pour prélever la solution précédente, puis rincer la chambre plusieurs fois avec la nouvelle solution. Mettez toujours du bas de solutions à haute concentration.
- Retirez le timbre en PDMS en soulevant doucement le timbre avec une pince à épiler.
- Rincer soigneusement l'appareil avec de l'eau DI.
- Effectuer streptavidine comme expliqué dans 4.6 à 4.7.
- Répétez les étapes 9.3 à 9.6.
10. Mesure électrique en solution (temps d'écoulement Real)
- Préparer une solution de sel NaCl 100 mM à partir de 5 solution de NaCl M.
- Prendre le périphérique SWNT de step 3.13. Effectuer les étapes 4.1-4.5 pour obtenir un dispositif biotinylé.
- Placer le canal d'écoulement microfluidique sur le dispositif après l'étape 6 .. Connecter une seringue vide à une extrémité du canal micro-fluidique pour un fonctionnement en mode d'attente. A l'autre extrémité fixer une seringue avec une solution de fond de 100 mM de NaCl.
- Mettre en place la mesure électrique comme indiqué dans l'étape 8. Corriger la fréquence (f = 10 MHz) et la tension de grille de polarisation (V = 0).
- Démarrer la pompe de seringue en mode de retrait (débit = 0,4 ml d'heure -1) et surveiller le signal de courant en fonction du temps. Mettez la solution à 1mg/ml streptavidine dans NaCl 100 mM et moniteur changement de signal pour la liaison streptavidine-biotine (Figure 6).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Une image au microscope électronique à balayage de transistor SWNT avec une grille supérieure en suspension est illustré à la figure 7a. Les dimensions de porte sont essentiels pour suspension 25. Les dimensions de conception actuelles sont (longueur x largeur x épaisseur = 25 um um x 1 x 100 nm). L'électrode de grille est constituée de 50 nm nm Cr/50 Au, une couche de chrome d'épaisseur ajoute plus de force à la structure suspendue. La structure suspendue est confirmée par l'absence de courant entre le haut grille et le drain (figure 7b) fuite.
Nous utilisons le système ligand-récepteur biotine-streptavidine pour évaluer notre capteur SWNT. Pour caractériser le succès de la paroi latérale fonctionnalisation nous surveillons les courbes de transfert de DC FET dans l'air après chaque étape de fonctionnalisation. Figure 7c illustrer le fait que la courbe de transfert à commande vers la droite après biotinylation (rouge) et liaison streptavidine (bleu). Ceci peut être attribué au déclenchement électrostatique par le electronegative des groupes amine présents sur biotine PEO-amine et de la streptavidine.
Pour les mesures à haute fréquence, nous suivons le schéma le montre la figure 5b. Les caractéristiques non linéaires IV du transistor SWNT, mélange les entrées à haute fréquence à la source et la grille pour obtenir un courant de sortie de mélange, je mélange qui est notre signal de détection. Figure 7D représente Je mélange mesuré en fonction de la tension de grille pour un dispositif typique dans 100 mM de NaCl. Le courant de mélange pour un AM entrée modulé en fréquence de modulation, m ω, est donnée par 10-11
, Où m est la profondeur de modulation, V CA est l'amplitude d'entrée AM et ∂ G / ∂ V g est la transconductance du dispositif (pente de la je
Pour la détection biomoléculaire, il est nécessaire que le CNT est exposé directement à la solution soit SiO 2 est complètement décapée au cours de l'étape de gravure BHF. Si cette condition n'est pas remplie, la modification chimique de la CNT de n'est pas possible car la molécule de liaison peut pas empiler le long de la paroi des nanotubes.Ceci est clairement illustré dans la figure 7g où nous ne voyons pas de changement avant et après fixation, même dans l'eau DI pour un 2 dispositif passive SiO. Cela prouve aussi que nos résultats de mesure indiquent une modification chimique de succès ainsi que la détection de biomolécules dans des concentrations ioniques élevées de fond. Dans toutes les mesures, on constate que la réponse du capteur diminue au-delà de 30 MHz, ce qui est dû à la résonance de l'installation.
Figure 1. Nanotube transistor déroulement du processus de fabrication (a) du procédé de fabrication - (1). Photomask de couche 1 (PL-1) pour le dépôt de catalyseur, (2) en métal décollage, (3) la croissance CNT, (4) PL-2 de source-drain le contact (5), le décollage de métal, (6) le dépôt de SiO 2 de blanchet (7), PL-3 pour contact de grille, (8) métalliquedécollage, (9) mince de SiO 2, le dépôt de couverture, (10) PL-4 pour le canal de gravure humide et BHF (11) Dispositif finale après le retrait de photorésist. Jeu de couleurs est illustré. (b) Schéma de la structure de l'appareil.
Figure 2. la croissance de nanotubes de carbone. (a) étape de recuit pour éliminer le résidu de résine photosensible, (b) une étape de croissance pour la croissance CNT et (c) le placement de l'appareil de four de croissance.
Figure 3. Organigramme de fonctionnalisation chimique de CNT.
Figure 4. PDMS timbre de mesures de la solution (a) -. (B) (pas de circulation) Mesures statiques (a) à poinçonner et montage d'une chambre PMDS sur l'appareil, (b) Schéma de la chambre de flux sur un dispositif (c) -.. (E Les mesures de débit). (c) Les flux de processus pour canal d'écoulement PDMS en utilisant SU-8 moule. (1) Photomask pour définir canal d'écoulement, (2) réticulée SU 8-moule (3), PDMS sur SU-8 et (4) canal d'écoulement PDMS estampillé sur le dispositif. (D) Schéma de canal d'écoulement sur un périphérique et (e) de poinçonnage d'entrée / sortie des trous dans PDMS, l'estampage du canal d'écoulement sur l'appareil et le raccordement de tuyaux en polyéthylène à des orifices d'entrée / de sortie.
Figure 5. Configuration de mesure électrique. (A) mesure en continu schématique, (b) AC mélange schématique de mesure de courant et (c) l'image de montage expérimental pour AM modulé en fréquence mélangeant mesure. Cliquez ici pour agrandir la figure .
Figure 6. dispositif de mesure de débit (a) l'image de l'ensemble de l'installation de mesure;. (b) la pompe de seringue et de la station de la sonde, et (c) l'image de dispositif avec PDMS canal d'écoulement, des tubes d'écoulement d'entrée / sortie et p électriquerobes.
Figure 7. Les résultats représentatifs pour biocapteur SWNT. (A) image MEB d'un dispositif haut de la grille suspendue typique, (b) une fuite grille-drain pour confirmer structure suspendue, (c) I dc-V courbe g de nanotubes vierge FET (noir), après biotinylation (rouge) et après la liaison streptavidine (bleu) mesurée dans l'air, (d) du courant continu, I dc (noir, V sd = 10 mV) et le mélange actuel, je mix (rouge, modulation f = 200 kHz) en fonction de V g pour le dispositif dans une solution à 100 mM de NaCl. Théorique-je mélanger obtenue en utilisant le modèle de l'équation (1) est également représentée (▲) pour la comparaison. (E), je mix-V g actuves pour biotinylé (noir) et la streptavidine-biotine liée (rouge) SWNT dans NaCl 100 mM à f = 10 MHz, (f) la mesure de débit en temps réel pour détecter streptavidine dans NaCl 100 mM et (g) le changement du signal après liaison à un entièrement passivé dispositif de commande dans l'eau DI à des fréquences différentes. Cliquez ici pour agrandir la figure .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
La croissance des nanotubes de carbone dépend non seulement des conditions de four, mais aussi la propreté du substrat. Le gaz optimale le débit, la température et la pression de la croissance doivent soigneusement calibrée et une fois fixé, ils sont plus ou moins stable. Même avec ces conditions soient remplies, nous avons constaté que la croissance dépend de la surface du catalyseur motifs, la quantité de catalyseur et de la propreté du substrat. Par conséquent, nous avons intégré plusieurs tailles de puits de catalyseur pour tenir compte de la variabilité de la croissance. A une température élevée heures étape de recuit aidé éliminer tous les contaminants tels que PR résidus du substrat, etc. Figure 2 illustre les conditions que nous avons adoptées pour la croissance SWNT.
La présence de contaminants dans les étapes de traitement filière peut conduire à des signaux parasites dans la détection chimique et biologique. Par conséquent, il est nécessaire de nettoyer le substrat soigneusement avant et après fonctionnalisation chimique. Les étapes de rinçage après chaque fonctionnalisation aide remove tout excès de réactif qui peut adhérer à l'appareil près de la zone active. Nous avons également observé que si le substrat n'était pas propre, le timbre en PDMS n'était pas étanche et décolle avec la pression du fluide pendant les mesures. Dans de tels cas, très doux plasma O 2 sur PDMS timbre aidé adhérence. Trop fort un plasma O 2 peut faire adhérer le timbre en PDMS bien mais difficile à retirer de l'appareil, nous avons remarqué l'extraction d'électrodes tout en retrait qui rend la filière inutilisable. Si le timbre en PDMS et la matrice sont propres, l'adhérence entre eux est suffisamment bonne pour survivre à des mesures d'écoulement de fluide, sans traitement par plasma d'oxygène aussi. Ne pas utiliser de plasma O 2 sur le dispositif SWNT car cela graver les nanotubes de carbone.
Dans les mesures électriques basées sur la solution, tout courant de fuite écrase le signal de détection. Cette fuite se produit parce que la solution trop peut agir comme un conducteur, dont la résistance diminue avec l'augmentation de la concentration de sel.Par conséquent, il est nécessaire d'incorporer étape de passivation de l'électrode dans la conception du transistor. Les deux dépôts de couverture dans notre protocole de fabrication (500 nm et 20 nm de SiO 2) ont permis de réduire les fuites de source, le drain et les contacts métalliques de la porte. Aussi, avant de prendre toute mesure électrique, une fuite balayage porte-drain est recommandé de veiller à ce qu'aucune fuite ne se produit dans la gamme de tension de balayage prévu.
Pour les mesures d'écoulement du fluide, il est nécessaire d'éviter les pièges de l'air dans le canal d'écoulement. L'entrefer permet de signaler les distorsions en raison de la réponse de la sonde dans l'air est différent de lorsqu'il est en solution. En mode pompage vers l'avant de cette question a été souvent rencontrée qui entrave l'écoulement du fluide. Ceci a été évitée en actionnant la pompe de seringue en mode de retrait.
Pour les mesures électriques à haute fréquence dans des solutions ioniques élevées d'arrière-plan de la réponse a chuté au-delà de 30 à 40 MHz, en raison de la perte de résonance à partir de la configuration de mesure. Nous seronsLieve cela peut être amélioré par des dispositifs conception avec les parasites inférieurs. Optimisé distance de porte-SWNT et les petits câbles BNC et SMA peuvent aider à améliorer la sensibilité.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.
Acknowledgments
Nous remercions le Professeur Paul McEuen à l'Université Cornell pour les premières discussions. Le travail est soutenu par le fonds de démarrage fournir par l'Université du Michigan et de la Fondation Programme de nanofabrication évolutive National Science (DMR-1120187). Ce travail a utilisé la nanofabrication Lurie de l'Université du Michigan, membre du Réseau National Nanotechnology Infrastructure financée par la National Science Foundation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| REAGENTS | |||
| Reagents which were provided within Lurie Nanofabrication Facility (University of Michigan) are marked as LNF in the catalogue column. Chemicals which require protective equipment (gloves, safety goggles, face mask, apron) and/or fume hood are denoted with PPE in comments section. | |||
| Silicon wafers (P-type, <100>, 500-550 μm thick) | Silicon Valley Microelectronics | ||
| SPR 220 3.0 | Dow (Rohm and Haas) | Megaposit SPR | PPE |
| AZ 300MIF | AZ Electronic Material Corporation | PPE | |
| Acetone | J T Baker | 9005-05 | PPE |
| Isopropanol (IPA) | J T Baker | 9079-05 | |
| Buffered Hydrofluoric Acid | Transene | PPE | |
| 1-Pyrene Butanoic Acid, succinimidyl ester | Molecular Probes | P130 | PPE |
| Biotin PEO Amine | Thermo Scientific | EZ- Link PEG2 Biotin, # 21346 | PPE |
| Streptavidin | Invitrogen | S 888 | PPE |
| Dimethylformamide | MP Biomedicals | 0219514791 | PPE |
| Polydimethylsiloxane Elastomer Base and Curing Agent | Dow Corning | Sylgard 184 Elastomer Kit | PPE |
| SU-8 2015 | Microchem | Y111064 | PPE |
| SU-8 Developer | Microchem | Y020100 | PPE |
| Silanizing agent | Sigma Aldrich | 452807 | PPE |
| Hydrogen | Purity Plus | LNF | |
| Ethylene | Purity Plus | LNF | |
| Argon | Purity Plus | LNF | |
| Phosphate Buffer Saline System | Sigma Aldrich | PBS1 | |
| EQUIPMENT | |||
| Equipment provided by Lurie Nanofabrication Facility (University of Michigan) is denoted as LNF in Catalogue column. | |||
| GCA 200 Autostepper | GCA | LNF | |
| Low Pressure Chemical Vapor Deposition Tool | Tempress | LNF | |
| e-beam Evaporator | Enerjet | LNF | |
| CNT growth Furnace | First Nano | Easy Tube 3000 (LNF) | |
| Photomasks | Nanofilm | LNF | |
| Petri dish (150mm) | LNF | ||
| Desiccator | Bel-Art | F420100000 | |
| Biopsy Punch | Ted Pella | 15071/78 | |
| Scalpel | Ted Pella | 548 | |
| Polyethylene Tubing PE-50 | VWR | 20903-414 | |
| Syringe Pump | New Era Pump Systems | NE-1000 | |
| Syringe | Fisher Scientific | BD Safety-Lok Syringes | |
| Syringe Needles | Fisher Scientific | 14-821-13A | |
| DAQ card | National Instruments | 779111-01 | |
| GPIB connector | National Instruments | 778032-51 | |
| Lock-in Amplifier | Stanford Research Systems | SR 830 | |
| Frequency Generator | HP Agilent | 8648B, 9kHz -2GHz | |
| Bias Tee | Picosecond | 5575A-104 | |
| Current Preamplifier | DL Instruments, LLC | DL 1211 | |
| BNC cables | Allied Electronics | 665-xxxx | |
| SMA cables | Sentro Tech Corp | SCF65141 | |
References
- Dekker, C. Carbon nanotubes as molecular quantum wires. Phys. Today. 52, 22-28 (1999).
- McEuen, P. L., Fuhrer, M. S., Park, H. K. Single-walled carbon nanotube electronics. IEEE Transactions on Nanotechnology. 1, 78-85 (2002).
- Duan, X. F., Huang, Y., Cui, Y., Wang, J. F., Lieber, C. M. Indium phosphide nanowires as building blocks for nanoscale electronic and optoelectronic devices. Nature. 409, 66-69 (2001).
- Cui, Y., Zhong, Z. H., Wang, D. L., Wang, W. U., Lieber, C. M. High performance silicon nanowire field effect transistors. Nano Letters. 3, 149-152 (2003).
- Heller, I., Janssens, A. M., et al. Identifying the mechanism of biosensing with carbon nanotube transistors. Nano Letters. 8, 591-595 (2008).
- Stern, E., Wagner, R., et al. Importance of the debye screening length on nanowire field effect transistor sensors. Nano Letters. 7, 3405-3409 (2007).
- Zhang, G. J., Zhang, G., et al. DNA sensing by silicon nanowire: Charge layer distance dependence. Nano Letters. 8, 1066-1070 (2008).
- Sorgenfrei, S., Chiu, C. -y, Johnston, M., Nuckolls, C., Shepard, K. L. Debye Screening in Single-Molecule Carbon Nanotube Field-Effect Sensors. Nano Letters. 11, 3739-3743 (2011).
- Appenzeller, J., Frank, D. J. Frequency dependent characterization of transport properties in carbon nanotube transistors. Applied Physics Letters. 84, 1771-1773 (2004).
- Rosenblatt, S., Lin, H., Sazonova, V., Tiwari, S., McEuen, P. L. Mixing at 50 GHz using a single-walled carbon nanotube transistor. Applied Physics Letters. 87, (2005).
- Kulkarni, G. S., Zhong, Z. H. Detection beyond the Debye Screening Length in a High-Frequency Nanoelectronic Biosensor. Nano Letters. 12, 719-723 (2012).
- Sazonova, V. A Tunable Carbon Nanotube Resonator. , Cornell University. (2006).
- Chen, R. J., Zhang, Y. G., Wang, D. W., Dai, H. J. Noncovalent sidewall functionalization of single-walled carbon nanotubes for protein immobilization. Journal of the American Chemical Society. 123, 3838-3839 (2001).
- Duffy, D. C., McDonald, J. C., Schueller, O. J. A., Whitesides, G. M. Rapid prototyping of microfluidic systems in poly(dimethylsiloxane. Analytical Chemistry. 70, 4974-4984 (1998).
- Zheng, G. F., Patolsky, F., Cui, Y., Wang, W. U., Lieber, C. M. Multiplexed electrical detection of cancer markers with nanowire sensor arrays. Nature Biotechnology. 23, 1294-1301 (2005).
- Star, A., Han, T. R., Gabriel, J. C. P., Bradley, K., Gruner, G. Interaction of aromatic compounds with carbon nanotubes: Correlation to the Hammett parameter of the substituent and measured carbon nanotube FET response. Nano Letters. 3, 1421-1423 (2003).
- Besteman, K., Lee, J. O., Wiertz, F. G. M., Heering, H. A., Dekker, C. Enzyme-coated carbon nanotubes as single-molecule biosensors. Nano Letters. 3, 727-730 (2003).
- Snow, E. S., Perkins, F. K., Houser, E. J., Badescu, S. C., Reinecke, T. L. Chemical detection with a single-walled carbon nanotube capacitor. Science. 307, 1942-1945 (2005).
- Kong, J., Franklin, N. R., et al. Nanotube molecular wires as chemical sensors. Science. 287, 622-625 (2000).
- Star, A., Tu, E., et al. Label-free detection of DNA hybridization using carbon nanotube network field-effect transistors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 921-926 (2006).
- Patolsky, F., Zheng, G. F., Lieber, C. M. Nanowire-based biosensors. Analytical Chemistry. 78, 4260-4269 (2006).
- Stern, E., Klemic, J. F., et al. Label-free immunodetection with CMOS-compatible semiconducting nanowires. Nature. 445, 519-522 (2007).
- Krivitsky, V., Hsiung, L. -C., et al. Nanowires Forest-Based On-Chip Biomolecular Filtering, Separation and Preconcentration Devices: Nanowires Do it All. Nano Letters. 12, 4748-4756 (2012).
- Kong, J., Soh, H. T., Cassell, A. M., Quate, C. F., Dai, H. J. Synthesis of individual single-walled carbon nanotubes on patterned silicon wafers. Nature. 395, 878-881 (1998).
- Liu, G., Velasco, J., Bao, W. Z., Lau, C. N. Fabrication of graphene p-n-p junctions with contactless top gates. Applied Physics Letters. 92, (2008).
- Katz, E., Willner, I. Probing biomolecular interactions at conductive and semiconductive surfaces by impedance spectroscopy: Routes to impedimetric immunosensors, DNA-Sensors, and enzyme biosensors. Electroanalysis. 15, 913-947 (2003).
- K'Owino, I. O., Sadik, O. A. Impedance spectroscopy: A powerful tool for rapid biomolecular screening and cell culture monitoring. Electroanalysis. 17, 2101-2113 (2005).
- Elnathan, R., Kwiat, M., et al. Biorecognition Layer Engineering: Overcoming Screening Limitations of Nanowire-Based FET Devices. Nano Letters. 12, 5245-5254 (2012).
