Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

Utfodring av fästingar på djur för Transmission och Xenodiagnosis i Lyme Disease Research

Published: August 31, 2013 doi: 10.3791/50617
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Division of Bacteriology & Parasitology, Tulane National Primate Research Center, Tulane University Health Sciences Center

Summary

Borrelia är den vanligaste rapporterade vektorburen sjukdom i Nordamerika. Den smittämnen, är Borrelia burgdorferi spirochete bakterie som överförs av ixodid fästingar. Transmission och upptäckt av infektion i djurmodeller har optimerats genom användning av fästingen utfodring, som vi beskriver här.

Abstract

Överföring av etiologiska agent för borrelia, Borrelia burgdorferi, sker genom kvarstad och blod utfodring av Ixodes arter fästingar på däggdjursvärdar. I naturen kan denna zoonotiska bakteriell patogen använda en mängd olika reservoarvärdar, men det vita på foten mus (Peromyscus leucopus) är den primära reservoaren för larver och nymphal fästingar i Nordamerika. Människor är tillfälliga värdar oftast infekterade med B. burgdorferi genom bett av fästingar i nymphal scenen. B. burgdorferi anpassar sig till sina värdar genom hela enzootisk cykeln, så möjligheten att utforska funktionerna i dessa spiroketer och deras effekter på däggdjursvärdar kräver användning av fästing utfodring. Dessutom har tekniken enligt xenodiagnosis (med hjälp av naturlig vektor för detektering och återhämtning av ett infektiöst medel) varit användbart i studier av kryptisk infektion. I syfte att erhålla nymphal fästingar som harbor B. burgdorferi,fästingar matas levande spiroketer i kultur genom kapillärrör. Två djurmodeller, möss och icke-mänskliga primater, används oftast för studier Lyme sjukdom som involverar fästing utfodring. Vi visar de metoder som dessa fästingar kan matas på, och återhämtat sig från djur för antingen infektion eller xenodiagnosis.

Introduction

Under 2011, borrelia var den 6: e vanligaste Nationellt anmälningspliktig sjukdom i Nordamerika ( http://www.cdc.gov/lyme/stats/index.html ). B. burgdorferi är en mångsidig mikrob, både genetiskt och antigent (över i 1). Dess genetiska konstitution innehåller ett stort (> 900 kB) kromosom och upp till 21 plasmider (12 linjära, 9 cirkulära), med plasmid innehåll varierar mellan isolaten. Mycket är att lära om detta spiroket, eftersom över 90% av de plasmid öppna läsramar är kopplad till några kända bakteriella sekvenser 2,3. B. burgdorferi presenterar en mängd olika antigener som potentiella mål för värdimmunitet. Dock kvarstår en obehandlad infektion ofta. Samspelet mellan spiroketer med fästingen miljö och vertebratvärden miljön kräver anpassning av B. burgdorferi under infektionsprocessen. Flera plasmidkodadgener som är kända för att vara differentiellt uttryckt som svar på förändringar i temperatur, pH, celltäthet och även steget av fästing livscykel 4-8.

Studien av B. burgdorferi anpassning under hela sin enzootisk cykel, och värdsvar efter infektion med den naturliga vägen bygger på förmågan att mata fästingar på lämpliga djurmodeller. Sådana studier är uppfyllda med de tekniska utmaningar som genererar fästingar som hyser B. burgdorferi, och säkerställa en effektiv överföring och / eller matning av fästingar på modell värd. Dessutom är avgörande för inneslutning och återvinning av infekterade fästingar. Bland de modeller som används är möss och icke-mänskliga primater, som var och en fungerar som ett värdefullt verktyg i Lyme sjukdom forskning. Som med det vita på foten mus, som är en naturlig reservoar värd för B. burgdorferi, är laboratoriet musen en mycket mottaglig värd som stöder ihållande infektion med B. burgdorferi 9. Foljande infektion av sjukdoms mottagliga möss, såsom C3H-stammen, spiroketema sprida till multipla vävnader, inklusive huden, urinblåsan, muskler, leder och hjärta. Inflammatoriska svar på infektion leda till sjuka hjärta och ledvävnad. Medan spiroketer härdar i denna värd och förbli smittsamma, kan inflammatoriska lesioner bli intermittent, inte olikt processen hos människor. Den musmodell har därmed mycket information om B. burgdorferi-inducerad patologi, inklusive artrit och kardit och värd immunsvar 10-12. Ur patogenen har vissa gener differentiellt uttryckta under infektion däggdjurs karakteriserats, som har någon nödvändig för överföring från fästingen vektorn 13-21.

Även om flera djurarter har använts för att studera borrelia 22 rhesusapamacaques likna närmast multiorgan karaktär mänskliga sjukdomar 23. Till skillnad från andradjurmodeller, bredden av sjukdomsmanifestationer såsom erythema migrans, kardit, artrit och neuropati i det perifera och centrala nervsystemet observeras hos makaker. Hos möss reservoaren värd för B. burgdorferi, varierar sjukdom genom musstam och 24 års ålder, medan de tidiga och sena-spridas manifestationer är ovanliga 9. Dessutom, andra gnagare, hardjur och hundar alla misslyckas med att uppvisa neurologiska sjukdomen från B. burgdorferi infektion 25. Viktigt makaker uppvisar tecken som är karakteristiska för alla tre faser av Lyme borrelios, nämligen tidig lokaliserad, tidig-spridas, och sena stadium borrelia 26-28. Erythema migrans (EM) är tänkt att ske i 70-80% av mänskliga fall 29, och ses också i rhesusmacaques 28,30. Efter infektion, spiroketema sprider från platsen för ympning på flera organ. Spirochetal DNA har upptäckts i skelett muscles, hjärta, urinblåsan, perifer nerv och plexus, såväl som i det centrala nervsystemet (hjärnan, hjärnstammen och lillhjärnan, ryggmärg, och dura mater) 31.

Kryssa livnär sig på möss har använts av oss och andra forskargrupper för förökning av fästingkolonier, i reservoar kompetens studerar 32-36 och i studier av B. burgdorferi Pathogenesis 37-40. Denna teknik har också använts för xenodiagnosis och testning av vaccineffektiviteten hos möss 41-44. Vi har utfodras Ixodes fästingar på icke-mänskliga primater för modellutveckling 28, en studie av vaccineffekt 45, och för xenodiagnosis i bedömningen av uthållighet efter antibiotikabehandling 46. Fästingar som hamn B. burgdorferi kan bibehållas i en naturlig enzootisk cykel genom att mata larver på infekterade möss och använder nymferna för studierna, eftersom de spiroketer överförs via levnadsstadier. I denna rapportVi instruerar om hur man skapar fästingar infekterade med vildtyp eller mutant B. burgdorferi, med kapillär sondmatning. Detta kan även åstadkommas genom mikroinjektion 47 och genom nedsänkning 48. Syftet med artificiella introduktionen av B. burgdorferi i fästingar kan vara att studera mutantstammar vars överförbarhet är okänt, för att generera en grupp av fästingar med en hög infektionsfrekvens och för att minska risken för fel genom att upprätthålla en ren och annars oinfekterade fästing koloni. Dessutom visar vi fästing som livnär sig på möss och icke-humana primater, för att säkerställa inneslutning och återvinning av fylld fästingar. Användningen av fästingen utfodring är viktigt för framtida studier av immunsvar mot B. burgdorferi infektion, potentiella Lyme vaccinets effekt, och xenodiagnosis för detektion av ockulta infektioner.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

En experimentell beskrivning av fästing ympning och utfodring på djur för Lyme sjukdomforskning visas i figur 1.

1. Ympa nymphal Ixodes Fästingar med B. burgdorferi Använda Kapillär sondmatning

När du utför manipulationer med fästingar är vita rockar med elastiska ärmar, handskar och engångs bouffant mössor slitna.

  1. Vår metod är en modifierad version av den som rapporterats av Broad et al. 49. Förbered kapillärrör genom att värma och dra Pasteur pipetter att bryta tunnhet med hjälp av en pipett avdragare. Använd pincett och dissekera omfattning, bryta tips till den optimala diametern (ca 0,2 mm). Ett rör standardiserad till fästingen mouthpart storlek används som ett limnings guide. En ansiktsskärm bör användas vid upprättandet av pipetter.
  2. Väx B. burgdorferi till mellan 2-8 x 10 7 / ml (mid-log-fas) i BSK-H-medium (Sigma) conlande 6% kaninserum.
  3. Använd nymphal fästingar som har lagrats vid 23 ° C under 4-6 veckor efter larv Molt. Sätt fästingar på en liten 60 x 15 mm petriskål med dubbelhäftande tejp på den yttre bottenytan hos skålen. Placera fästingar ventrala-sidan uppåt.
  4. Doppa kapillärröret spetsen i B. burgdorferi odlingsrör efter blandning. Placera kapillärröret över hypostome av fästing mundelar med hjälp av en dissekera omfattning. Använd formnings lera för att fästa röret på plats, såsom visas i figur 2A.
  5. Placera petriskålar med satta fästingar inne i en stor klar plast badkar för en extra nivå av inneslutning. Våta pappershanddukar sätts för att ge fukt. Placera fästingar i ett 37 ° C värme inkubator under 30 min-2 tim tills defekation är uppenbar. Detta tyder på att de medier som innehåller spiroketer har passerat genom fästingen.
  6. Vila fästingar för 2-4 veckor vid 23 ° C för att möjliggöra anpassning till fästingen miljön innan utfodringdem på djur.

2. Infektera möss med B. burgdorferi av Tick

  1. Späd ketamin lager 1:10 i sterilt vatten. Söva varje mus med 100 mg / kg av ketamin genom intraperitoneal injektion med en tuberkulinspruta
  2. När musen är helt bedövad, raka musen från öronen till mitten tillbaka med en fin (Remington Smooth & silkeslen) elektrisk trimmer.
  3. I en vit panna med inga andra föremål i närheten, överföra nymphal fästingar (som harbor B. burgdorferi) genom en fuktad pensel för att det hårlösa området av musen. Alternativt kan icke infekterade fästingar placeras på möss för xenodiagnosis av möss med misstänkt infektion. Användningen av en ren, vit yta för fästing placering bidrar till att säkerställa att eventuella obundna fästingar kommer att lätt ses.
  4. Placera musen i specialiserade placering i bur (Allen Inburning, Allentown, PA). Placeringen i kasse består av en rostfri grill upphöjd från botten av buren. THan bur top modifierades genom vår egen verkstad för att höja vattenflaskhållare tillräckligt för att möjliggöra fri rörlighet för musen under. Pannan är fylld med ca ½ cm vatten för att fånga eventuella fästingar som faller bort möss (Figur 3A). För att minimera risken för hypotermi, återanvändbara värmedynor, microwaved före användning, är placerade under burarna till mössen vaknar helt från anestesi. Djur är ofta ataxic eftersom de återhämta sig från anestesi och skaver mot mat-och vattenrännor, så dessa måste tas bort. Vattennivån är tillräckligt låg för att förhindra lemmar av möss från översvämning.
  5. Placera buren i ett fack som har fodrade med härva fälla pasta (Contech, Victoria, BC, Kanada) och tejp för att säkerställa fastnar leddjur. Möss i burar var för sig och observerade kontinuerligt under den period av anestesi.
  6. Inom 2 timmar, när mössen är helt vakna ur narkosen, livsmedelsfacket och vattenflaska ersätts till buren. Efter två4 h är höljet anrikning som består av en plast hut och nylabone ersättas.
  7. Efter tre, fyra och fem dagar, ta musen, buren och bur vatten för utfodrade fästingar. Buren vattnet siktas genom en vit metall pan (dvs. "guldvaskning"). Skölj fed fästingar i rent vatten och förvara i plastburkar (Figur 3B). På dagarna 3 och 4, byt ut vatten i buren med rent vatten. På dag 5, ta inte bara buren, men musen noggrant för fästingar. Vanligtvis vid denna punkt alla fästingar har utfodras och mössen kan återföras till ordinarie placering i bur.
  8. Placera allt avfall från mus burar, inklusive vätskor, i biohazard behållare för autoklavering och destruktion. Håll en logg över hur många fästingar som placeras på möss och de som återhämtat sig hela tiden.

3. Utfodring Fästingar på icke-mänskliga primater för infektion med B. burgdorferi eller xenodiagnosis

  1. Förbered fästingen inneslutningsanordning: Skär en 1 ¾ tums diameter cirkel i 3 tum x3 tums LeFlap (flik) med hjälp av en ren skalpell och mätningen guide. Använd den utskurna som mall för att skära cirklar av samma storlek i Biatane skum och Duoderm. Skummet som används för att lyfta klaffen över ytan av huden och förhindrar eventuell krossning av fästing. Den Duoderm lägger ytterligare ett lager av stötdämpande och överlappar kanterna på inneslutningsanordning för ökad säkerhet från fästing fly. Ett diagram av inneslutningsanordningen visas i figur 4.
  2. Veterinär personal kommer att söva djuret med 5-8 mg / kg Telazol intramuskulärt.
  3. Klipp håret på djuret med hjälp av elektrisk trimmer (Öster) utrustad med storlek 40 blad. Alla områden som kommer att omfattas av jackan klipps: rygg, front, överarmar. Med hjälp av raklödder och dubbla blad engångsrakhyvlar, nära rakning ett område på ca 25 cm vertikal x 20 cm horisontellt. Torka rent med fuktiga pappershanddukar och föna med låg värme för att torka huden.
  4. Placera luckan på tHan djurets dorsum, strax under skulderbladet, på var sida om ryggraden. Använd en markör för att spåra cirkeln på den platsen. Förbered hudområdet runt cirkeln genom att torka av den med SkinPrep. Detta tar bort olja i huden som kan påverka vidhäftningen av lim och inneslutningsanordningar. Lämnar om en 1 cm omkrets utrymme runt cirkeln, tillämpa ett lager av hud lim (SkinBond) med en bredd på ~ 4 cm.
  5. Avlägsna självhäftande baksida från Biatane skum och fästa på huden på lämplig plats. Djuren igen bedövas av veterinärpersonal med 5 mg / kg Telazol. Täta kanterna med hud lim och Hypafix tejp. Avlägsna självhäftande baksida från klaffen och fästa ovanpå Biatane. Placera Hypafix tejp runt kanterna på LeFlap och tejpar sedan ner mask klaff av klaffen och placera manteln på djuret. Tejp och Tangle Trap pasta appliceras på golvet i en omkrets kring icke-mänskliga primater placering i kassar för ökad säkerhet.
  6. För att minimera effekterna av kemikalier och kemiskaALS användes i steg 3,4 på fästingen utfodring, är fästingarna sattes 24 h efter inneslutningsanordningen är på plats. Vid denna punkt, är säkerheten för enheten också inspekteras och förstärkas om det behövs. Normalt är 20 unfed nymfer (4-8 veckor efter larv Molt) läggs på huden inom enheten med hjälp av en pensel.
  7. Avlägsna självhäftande baksida från maska ​​i klaffen och försegla den på plats. Slutligen, ta bort Duoderm stöd att exponera lim, och placera på toppen av inneslutningsanordningen. Lägg en bit Hypafix tejp över den öppna mesh cirkeln, och byt ut jackan. Den fullbordade inneslutningsanordningen visas i fig 5A.
  8. Efter 5 dagar, söva djuren såsom ovan och jackor är borttagna. Ta bort tejpen först att inspektera fästing matning via nätet (Figur 5B). Dra försiktigt i Duoderm bort från klaffen.
  9. Dra tillbaka maskdelen i kanterna för att ge tillgång till fästingar. Fed fästingar påträffas ofta nära eller underskummet cirkel (fig 5C) och avlägsnas och placeras i rent vatten med en pensel. Ta bort enheten när alla synliga matas fästingar samlas (Figur 5D).

Anmärkning: Ofta kan inneslutningsanordningen enkelt skalas bort från huden. Om vidhäftningen är stark och skulle kunna skada huden, är Unisolve lösningsmedel tillämpas på området för skonsam borttagning. Huden torkas med isopropanol och fästingar lagras vid 23 ° C. Om den används för infektion, kan fästingar krossas för att bekräfta numret som innehöll B. burgdorferi. Om den används för xenodiagnosis är fästingar förvaras i 1-3 veckor före analys av midgut innehåll.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Efter slutförandet av kapillär matning, är fästingarna normalt vilade vid 23 ° C under 2-3 veckor innan de matas på djur för sändning. Med hjälp av kapillär-matningsteknik, har vi funnit att över 90% av den matade fästingar hamnen B. burgdorferi. Andelen positiva fästingar bestäms av tvätt fästingar i peroxid och etanol, sedan krossa dem i steril PBS med ett mikrofugrör formad mortelstöt. Midgut innehållet läckt ut i PBS är fixerade på objektglas och färgas med en anti-Borrelia species antikropp som är FITC-konjugerat. Representativa fästing midgut utstryk tittade genom fluorescensmikroskopi visas i fig. 2B-C.

Mus smittade med låg passage stam B31 vild typ B. burgdorferi är nära 100%. En kombination av serologi och kultur av B. burgdorferi från mus vävnader används för att avgöra om varje mus har blivit infekterad. En western blöt showing antikroppssvar i serum från möss infekterade med B. burgdorferi genom bock visas i figur 3C. Denna teknik har använts för att undersöka risken för överföring och infektivitet hos B. burgdorferi mutant stammar 37-39.

Vi har använt fästing utfodring på icke-mänskliga primater för infektion och för xenodiagnosis. Ansträngningar har gjorts för att förbättra fästing utfodring och återvinning av fullt matade fästingar genom att genomföra den klaff inneslutningsanordningen. Klaffen produkten används för tillämpning av medicinska fluglarver hos människor, men vi har ändrat det för fästing matar på primater. I tidigare studier, utnyttjade vi en hård kapsel för fästing inneslutning 27,28,45,46 och erhållit en genomsnittlig matningshastighet (# matas fästingar / # fästingar läggs till kapslar) på 35,2%, som varierar mellan 23,5 till 52,5%. I infektionsstudier, andelen transmission (# djur smittade / # utfodras på) i genomsnitt 86,5%. I senare experiment har matnings hastigheter med användning LeFlap varit mellan 50-90%. I sällsynta fall, med hjälp av den tidigare metoden, har fästingar sökts under kapseln och in i klistertejp, där de uttorka och dö. Använda klaffen den förbättrade matning och flera skikt av adhesiv har hållit fästingarna innehöll.

Förutom direkt fluorescerande färgning av fästing midgut beredningen (Figur 2B-C), kan mer känsliga metoder användas för att detektera B. burgdorferi inom fästingar. Molekylär detektion kan, och har använts för att detektera B. burgdorferi-specifik DNA 42,50,51 med antingen standard eller kvantitativ PCR. Gemensamma mål för upptäckt är flab 46,50, OspC 46 och OspA 42,51 gener. Den livskraft återvunna spiroketer har också granskats av kultur av midgut preparat och utfodring xenodiagnostic fästingar på naiva möss 42.

iles/ftp_upload/50617/50617fig1.jpg "/>
Figur 1. Utfodring Fästingar på djur för Överföring av Borrelia burgdorferi. Övergripande system av tekniker som används vid utfodring av fästingar på djur för studier borrelia. Fästingar är kapillärrör matad kulturer av B. burgdorferi och kan matas på djurmodeller av borrelia, som möss och icke-mänskliga primater (rhesusapamacaques). Klicka här för att visa en större bild .

Figur 2
Figur 2. Kapillärröret-matningsmetod och resultat. A) Den apparat som används för att mata fästingar i visas, med en förstorad bild av fästingen och kapillärröret till höger. F.Kr.) representativa bilder från midguts fästingar matas B. burgdorferi. midgut smears färgades med anti-Borrelia species-FITC polyklonala antikroppar (Kirkegaard & Perry Labs) och betraktas under fluorescensmikroskop.

Figur 3
Figur 3. Ixodes scapularis fästing matar på laboratoriemöss. A) Den specialiserade placering i bur för möss när de används för fästing utfodring. Tråden golvet är förhöjt över en skål med vatten för att samla fästingar. En sövda mus visas i bilden till höger. B) De förvaringskärl som används för fästingar. C) Representativa immunoblots från fästing infekterade möss. Serum från dag 21 efter infektion användes för att sondera blottar innehållande B. burgdorferi lysat och rekombinant OspC-protein, en immun antigen.

Figur 4
Figur 4. Diagram av fästinginneslutningsanordning som används till foder fästingar på rhesus makaker. Det första skiktet består av Biatane skum. Luckan är placerad på toppen av skummet och Duoderm är det tredje skiktet. Klicka här för att visa en större bild .

Figur 5
Figur 5. Ixodes scapularis fästing utfodring på rhesus makaker. A) Hela inneslutningsenhet. B, C) ​​Visningar av fästingar som livnär sig genom enheten, och efter borttagning av klaffen. D) Platsen för fästing utfodring efter fullständigt avlägsnande av enheten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

För att få fästingar som hamn B. burgdorferi för efterföljande studier, kan fästingarna vara: (1) matas på infekterade möss i larvstadiet, (2) nedsänkt i B. burgdorferi kulturer vid antingen larver eller nymphal etapp 48, (3) idag injiceras med B. burgdorferi 47, eller (4) kapillärrör matad B. burgdorferi 49. Även om var och en av dessa metoder har sitt syfte, för att säkerställa att en stor del av de fästingar som ska användas för infektions hamn B. burgdorferi, gynnar vi sondmatning kapillär. Om ympning med kända kvantiteter spiroketer inte krävs, kan de kapillär-matningsmetoder har mindre potential att skada fästingar. Detta är av betydelse om de är för att matas på djur. Denna metod kan också vara att föredra om utredarna testar mutanter för överförbarhet / smittsamhet. Det är viktigt att inse att tillväxt i odling kan resultera i plasmid förlust 52, så användningen avlåg passage B. burgdorferi är viktigt. Dessutom, är det medium och densiteten av spiroketer artificiell vid införande, så fästingar bör inte användas omedelbart efter kapillär matning. I stället är en period av minst 2 veckor tillåts för spiroketer att anpassa sig till fästingen mikromiljö innan de används i experiment.

Vid matning av fästingar på möss, är det inte nödvändigt att raka mössen i förväg. I en tidigare studie (opublicerad) där vi försökt att undersöka effekterna av fästingen saliv på huden, var nödvändig rakning. I att göra så, och motverka intuitivt, upptäckte vi att fästingarna: a) fäster lätt till hårlös hud, b) har en hög matningshastighet, och c) är väl synlig. Matnings varierar beroende på om larver eller nymfer används men är genomgående över 50% när nymfer används. Som sådan har rakning möss före utfodring blivit vanligt i vårt laboratorium, inte bara för experiment, men också för förökning av kolonin. Tidigare i vår division vid Tulane National Primate Research Center, 34 apor har matats på av 770 Ixodes nymfer i fem olika studier. Kryssa matningshastigheter (# utfodras / # läggs till kapslar) i genomsnitt 35,2%, som sträcker sig mellan 23,5 till 52,5%. I infektionsstudier, klassar av överföring i genomsnitt 86,5%. I en nyligen genomförd pilotstudie (opublicerad), kryssa mata satser varierade från 5 till 75% och inget motstånd mot efterföljande utfodring var uppenbar. Men de framgångsrika mellan försök 2 och 3 varierade kraftigt, där matnings priser var mycket högre för den 3: e försöket än för 2: a. De "försök 2" fästingar inhystes vid rumstemperatur längre än "försök 3" fästingar. Den viktigaste faktorn som vi har hittat som påverkar fästingen utfodring är fästing ålder och miljö pre-experiment. De som hålls vid 4 ° C efter molt förrän strax före användning i allmänhet matar bättre. Som sådan, rekommenderar vi att kontinuerligt sprida fästingar, lagra dem accordingly och ha två separata massor av fästingar som finns när man utför livnär sig på djur.

I vår senaste studie (opublicerad) jämförde vi utfodring fästingar på makaker med hjälp av hårda kapseln att utfodring med klaffanordningen. Tio apor matades på gång med kapslar och två gånger med LeFlap. I denna uppsättning av experiment, konstaterade vi och genomsnittlig matningshastighet på 17% (intervall 5-25%) med kapslar och ett genomsnitt på 54,75% (intervall 35-90%) med fliken. Vi förmodar att det bredare yta för fästing utfodring och den minskade användningen av hårda lim förbättrar utfodring. Användning av luckan innes gör också utredarna att antingen låta fästingar livnär längre eller lägga till fler fästingar, eftersom fästingen kan avlägsnas utan avlägsnande av hela enheten. Slutligen, även om lim kan orsaka lätt hudirritation hos vissa djur (som skulle kunna påverka eller inducera kutana immunsvar) flikanordningen i sig själv kan ha begränsat, om något, obehag för djuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna förklarar att de inte har några konkurrerande ekonomiska intressen.

Acknowledgments

Författarna vill tacka Nicole Hasenkampf och Amanda Tardo för teknisk support. Vi tackar också Dr. Linden Hu och Adriana Marques för rekommendation LeFlap inneslutningsanordning, och Dr Lise Gern för undervisning på det kapillära matningsmetod. Detta arbete stöddes av NIH / NCRR Grant 8 P20 GM103458-09 (ANM) och National Center for Research Resources och Office of Research Infrastructure Program (OriP) av National Institutes of Health genom bidrags P51OD011104/P51RR000164.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagent
BSK-H Sigma B-8291
Ketamine HCl
Tangle Trap coating Paste Ladd research T-131
SkinPrep Allegro Medical Supplies 177364
LeFlap, 3" x 3" Monarch Labs
Hypafix tape Allegro Medical Supplies 191523
SkinBond Allegro Medical Supplies 554536
UniSolve Allegro Medical Supplies 176640
Biatane Foam, adhesive 4"x4" Coloplast 3420
DuoDerm CGF Dressing - 4" x 4", (3/4)" adhesive border Convatec 187971
Nonhuman primate jackets with flexible 2" back panels; add drawstrings at top and bottom Lomir Biomedical Inc.
EQUIPMENT
Pipet puller David Kopf Instruments Model 700C
Dark field microscope Leitz Wetzlar Dialux
Dissecting microscope Leica Zoom 2000
Mouse caging Allentown caging

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Porcella, S. F., Schwan, T. G. Borrelia burgdorferi and Treponema pallidum: a comparison of functional genomics, environmental adaptations, and pathogenic mechanisms. Journal of Clinical Investigation. 107, 651-656 (2001).
  2. Fraser, C. M., et al. Genomic sequence of a Lyme disease spirochaete, Borrelia burgdorferi. Nature. 390, 580-586 (1997).
  3. Casjens, S., et al. A bacterial genome in flux: the twelve linear and nine circular extrachromosomal DNAs in an infectious isolate of the Lyme disease spirochete Borrelia burgdorferi. Molecular Microbiology. 35, 490-516 (2000).
  4. Carroll, J. A., Garon, C. F., Schwan, T. G. Effects of environmental pH on membrane proteins in Borrelia burgdorferi. Infection & Immunity. 67, 3181-3187 (1999).
  5. Gilmore, R. D., Mbow, M. L., Stevenson, B. Analysis of Borrelia burgdorferi gene expression during life cycle phases of the tick vector Ixodes scapularis. Microbes & Infection. 3, 799-808 (2001).
  6. Ramamoorthy, R., Philipp, M. T. Differential expression of Borrelia burgdorferi proteins during growth in vitro. Infection & Immunity. 66, 5119-5124 (1998).
  7. Ramamoorthy, R., Scholl-Meeker, D. Borrelia burgdorferi proteins whose expression is similarly affected by culture temperature and pH. Infection & Immunity. 69, 2739-2742 (2001).
  8. Schwan, T. G., Piesman, J. Temporal Changes in Outer Surface Proteins A and C of the Lyme Disease-Associated Spirochete, Borrelia burgdorferi, during the Chain of Infection in Ticks and Mice. J. Clin. Microbiol. 38, 382-388 (2000).
  9. Barthold, S. W., de Souza, M. S., Janotka, J. L., Smith, A. L., Persing, D. H. Chronic Lyme borreliosis in the laboratory mouse. Am. J. Pathol. 143, 959-971 (1993).
  10. Barthold, S. W., de Souza, M. Exacerbation of Lyme arthritis in beige mice. Journal of Infectious Diseases. 172, 778-784 (1995).
  11. Barthold, S. W., Feng, S., Bockenstedt, L. K., Fikrig, E., Feen, K. Protective and arthritis-resolving activity in sera of mice infected with Borrelia burgdorferi. Clin. Infect. Dis. 25, Suppl 1. S9-S17 (1997).
  12. Miller, J. C., Ma, Y., Crandall, H., Wang, X., Weis, J. J. Gene expression profiling provides insights into the pathways involved in inflammatory arthritis development: Murine model of Lyme disease. Experimental and Molecular Pathology. 85, 20-27 (2008).
  13. Purser, J. E., Norris, S. J. Correlation between plasmid content and infectivity in Borrelia burgdorferi. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 13865-13870 (2000).
  14. Grimm, D., et al. Outer-surface protein C of the Lyme disease spirochete: a protein induced in ticks for infection of mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 3142-3147 (2004).
  15. Zhang, J. R., Norris, S. J. Kinetics and in vivo induction of genetic variation of vlsE in Borrelia burgdorferi. Infection & Immunity. 66 (1), 3689-3697 (1999).
  16. Hodzic, E., Feng, S., Freet, K. J., Borjesson, D. L., Barthold, S. W. Borrelia burgdorferi population kinetics and selected gene expression at the host-vector interface. Infection & Immunity. 70, 3382-3388 (2002).
  17. Hodzic, E., Feng, S., Freet, K. J., Barthold, S. W. Borrelia burgdorferi population dynamics and prototype gene expression during infection of immunocompetent and immunodeficient mice. Infection & Immunity. 71, 5042-5055 (2003).
  18. Liang, F. T., Nelson, F. K., Fikrig, E. Molecular adaptation of Borrelia burgdorferi in the murine host. Journal of Experimental Medicine. 196, 275-280 (2002).
  19. Samuels, D. S. Gene Regulation in Borrelia burgdorferi. Annual Review of Microbiology. 65, 479-499 (1146).
  20. Gilmore, R. D., et al. The bba64 gene of Borrelia burgdorferi, the Lyme disease agent, is critical for mammalian infection via tick bite transmission. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 7515-7520 (2010).
  21. Fisher, M. A., et al. Borrelia burgdorferi σ54 is required for mammalian infection and vector transmission but not for tick colonization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 5162-5167 (2005).
  22. Barthold, S. W. Animal models for Lyme disease. Laboratory Investigation. 72, 127-130 (1995).
  23. Pachner, A. R. Early disseminated Lyme disease: Lyme meningitis. American Journal of Medicine. 98, 30S-37S (1995).
  24. Barthold, S. W., Beck, D. S., Hansen, G. M., Terwilliger, G. A., Moody, K. D. Lyme Borreliosis in Selected Strains and Ages of Laboratory Mice. Journal of Infectious Diseases. 162, 133-138 (1990).
  25. Philipp, M. T., Johnson, B. J. Animal models of Lyme disease: pathogenesis and immunoprophylaxis. Trends in Microbiology. 2, 431-437 (1994).
  26. Roberts, E. D., et al. Pathogenesis of Lyme neuroborreliosis in the rhesus monkey: the early disseminated and chronic phases of disease in the peripheral nervous system. Journal of Infectious Diseases. 178, 722-732 (1998).
  27. Roberts, E. D., et al. Chronic lyme disease in the rhesus monkey. Laboratory Investigation. 72, 146-160 (1995).
  28. Philipp, M. T., et al. Early and early disseminated phases of Lyme disease in the rhesus monkey: a model for infection in humans. Infection & Immunity. 61, 3047-3059 (1993).
  29. Steere, A. C., Sikand, V. K. The Presenting Manifestations of Lyme Disease and the Outcomes of Treatment. N. Engl. J. Med. 348, T. reatment.N. .E. ngl.J. .M. ed. 348, 2472-2474 (2003).
  30. Pachner, A. R., Delaney, E., O'Neill, T., Major, E. Inoculation of nonhuman primates with the N40 strain of Borrelia burgdorferi leads to a model of Lyme neuroborreliosis faithful to the human disease. Neurology. 45, 165-172 (1995).
  31. Cadavid, D., O'Neill, T., Schaefer, H., Pachner, A. R. Localization of Borrelia burgdorferi in the nervous system and other organs in a nonhuman primate model of lyme disease. Laboratory Investigation. 80, 1043-1054 (2000).
  32. Mather, T. N., Wilson, M. L., Moore, S. I., Ribiero, J. M. C., Spielman, A. Comparing the Relative Potential of Rodents as Reservoirs of the Lyme Disease Spirochete (Borrelia Burgdorferi). American Journal of Epidemiology. 130, 143-150 (1989).
  33. Mather, T. N., Telford, S. R. Iii, Moore, S. I., Spielman, A. Borrelia burgdorferi and Babesia microti: Efficiency of transmission from reservoirs to vector ticks (Ixodes dammini). Experimental Parasitology. 70 (90), 55-61 (1990).
  34. Telford, S. R., Mather, T. N. 3rd, Adler, G. H., Spielman, A. Short-tailed shrews as reservoirs of the agents of Lyme disease and human babesiosis. Journal of Parasitology. 76, 681-683 (1990).
  35. Mather, T. N., Fish, D., Coughlin, R. T. Competence of dogs as reservoirs for Lyme disease spirochetes (Borrelia burgdorferi). J. Am. Vet. Med. Assoc. 205, 186-188 (1994).
  36. Telford, S. R., Mather, T. N. 3rd, Moore, S. I., Wilson, M. L., Spielman, A. Incompetence of deer as reservoirs of the Lyme disease spirochete. Am. J. Trop. Med. Hyg. 39, 105-109 (1988).
  37. Lin, T., et al. Analysis of an Ordered, Comprehensive STM Mutant Library in Infectious Borrelia burgdorferi: Insights into the Genes Required for Mouse Infectivity. PLoS ONE. 7, e47532 (2012).
  38. Lin, T., et al. Central Role of the Holliday Junction Helicase RuvAB in vlsE Recombination and Infectivity of Borrelia burgdorferi. PLoS Pathog. 5, e1000679 (2009).
  39. Jacobs, M. B., Norris, S. J., Phillippi-Falkenstein, K. M., Philipp, M. T. Infectivity of the Highly Transformable BBE02- lp56- Mutant of Borrelia burgdorferi, the Lyme Disease Spirochete, via Ticks. Infection and Immunity. 74, 3678-3681 (2006).
  40. Jacobs, M. B., Purcell, J. E., Philipp, M. T. Ixodes scapularis ticks (Acari: Ixodidae) from Louisiana are competent to transmit Borrelia burgdorferi, the agent of Lyme borreliosis. J. Med. Entomol. 40, 964-967 (2003).
  41. Bockenstedt, L., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S., Fish, D. Detection of Attenuated, Noninfectious Spirochetes in Borrelia burgdorferi-Infected Mice after Antibiotic Treatment. The Journal of Infectious Diseases. 186, 1430-1437 (2002).
  42. Barthold, S. W., et al. Ineffectiveness of tigecycline against persistent Borrelia burgdorferi. Antimicrobial Agents & Chemotherapy. 54, 643-651 (2010).
  43. de Silva, A. M., Telford, S. R., Brunet, L. R. 3rd, Barthold, S. W., Fikrig, E. Borrelia burgdorferi OspA is an arthropod-specific transmission-blocking Lyme disease vaccine. Journal of Experimental Medicine. 183, 271-275 (1996).
  44. Fikrig, E., et al. Vaccination against Lyme disease caused by diverse Borrelia burgdorferi. Journal of Experimental Medicine. 181, 215-221 (1995).
  45. Philipp, M. T., et al. The outer surface protein A (OspA) vaccine against Lyme disease: efficacy in the rhesus monkey. Vaccine. 15, 1872-1887 (1997).
  46. Embers, M. E., et al. Persistence of Borrelia burgdorferi in Rhesus Macaques following Antibiotic Treatment of Disseminated Infection. PLoS ONE. 7, e29914 (2012).
  47. Kariu, T., Coleman, A. S., Anderson, J. F., Pal, U. Methods for Rapid Transfer and Localization of Lyme Disease Pathogens Within the Tick Gut. J. Vis. Exp. , e2544 (2011).
  48. Policastro, P. F., Schwan, T. G. Experimental infection of Ixodes scapularis larvae (Acari: Ixodidae) by immersion in low passage cultures of Borrelia burgdorferi. J. Med. Entomol. 40, 364-370 (2003).
  49. Broadwater, A. H., Sonenshine, D. E., Hynes, W. L., Ceraul, S., de Silva, A. M. Glass Capillary Tube Feeding: A Method for Infecting Nymphal Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) with The Lyme Disease Spirochete Borrelia burgdorferi. Journal of Medical Entomology. 39, 285-292 (2002).
  50. Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. Antimicrob Agents Chemother. 52, 1728-1736 (2008).
  51. Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment. Journal of Infectious Diseases. 186, 1430-1437 (2002).
  52. Schwan, T. G., Burgdorfer, W., Garon, C. F. Changes in infectivity and plasmid profile of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi, as a result of in vitro cultivation. Infection and Immunity. 56, 1831-1836 (1988).

Tags

Infektion medicin immunologi infektionssjukdomar medicinsk teknik Primater Muridae Fästingar Borrelia Borrelia Infektioner, Fästingar borrelia xenodiagnosis, Möss icke-mänskliga primater djurmodell
Utfodring av fästingar på djur för Transmission och Xenodiagnosis i Lyme Disease Research
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Embers, M. E., Grasperge, B. J.,… More

Embers, M. E., Grasperge, B. J., Jacobs, M. B., Philipp, M. T. Feeding of Ticks on Animals for Transmission and Xenodiagnosis in Lyme Disease Research. J. Vis. Exp. (78), e50617, doi:10.3791/50617 (2013).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter