Summary
我们描述了一种非侵入性的成像方法,用于区分炎症阶段。系统交付鲁米诺揭示中性粒细胞MPO活性依赖于急性炎症。与此相反,注射光泽精允许可视化PHOX在巨噬细胞的活性依赖于慢性炎症。
Abstract
炎症是许多人类疾病的一个基本方面。在这个视频报告中,我们展示了非侵入性的生物发光成像技术,区分急性和慢性炎症的小鼠模型。 ,中性粒细胞与组织损伤或病原体入侵的第一道防线,调解急性炎症反应中发挥了重要作用。由于炎症反应过程中,循环单核细胞逐渐迁移到损伤部位,并分化成成熟的巨噬细胞,去除组织碎片和生产抗炎细胞因子介导的慢性炎症,促进组织修复。腹腔注射鲁米诺(5 - 氨基-2,3 - 二氢-1,4 - 二氮杂萘二酮,钠盐)能够检测大部分组织中浸润的嗜中性粒细胞介导的急性炎症。鲁米诺特异性反应与中性粒细胞的吞噬体,因为从髓过氧化物酶的生物发光的结果(M内产生的超氧化物歧PO)介导的反应。光泽精(双-N-甲基吖啶硝酸盐)也与超氧化物反应,以便产生生物发光。然而,光泽精生物发光是独立MPO和它完全依赖于巨噬细胞的吞噬细胞NADPH氧化酶(了PhoX)在慢性炎症过程中。在一起,鲁米诺,光泽精允许非侵入性的可视化和纵向评估不同吞噬细胞种群的跨急性和慢性炎症相。由于在多种人类疾病的重要作用,炎症,我们相信这种非侵入性的成像方法可以帮助在各种病理条件下的差的嗜中性粒细胞和巨噬细胞的作用。
Introduction
炎症是一个高度管制的生物反应中所涉及的各种人类疾病,包括微生物感染1,伤口愈合2,糖尿病,癌症,心血管5,6神经变性,和自身免疫疾病7。组织炎症,需要妥善协调各种免疫细胞,以达到病原体清除,组织修复和疾病的分辨率。嗜中性粒细胞和巨噬细胞的免疫组织炎症介质是关键。嗜中性粒细胞在炎症的急性期,各种有害刺激和组织损伤8的第一反应。中性粒细胞迅速从循环损伤的部位外渗,细胞释放抗微生物颗粒和吞噬入侵微生物的灭活。吞噬过程中,中性粒细胞吞噬微生物入侵到吞噬小体,其内细胞产生高水平的superoxIDE(O 2· - )。吞噬体超氧化物歧化酶是许多下游的活性氧物种(ROS)的主要来源。例如,超氧化物歧可以dismutated过氧化氢 (H 2 O 2)自发歧化或超氧化物歧化酶(SOD)9,10。在嗜中性粒细胞,髓过氧化物酶(MPO)进一步将过氧化氢 抗微生物次氯酸(HOCl分子)11。由于炎症反应继续下去,循环单核细胞逐渐迁移到损伤部位,并分化成成熟的巨噬细胞的吞噬功能有助于去除灭活的病原体和细胞碎片。此外,作为一个关键的调节炎症的后期阶段中,巨噬细胞促进组织修复产生抗炎性细胞因子12和产生细胞外的活性氧(ROS)在一个较低的水平9。在稍后阶段产生的ROS调节组织重塑,新血管的形成,并reepithelia显逢13。
吞噬细胞的NADPH氧化酶(phox)的表达是在嗜中性粒细胞和巨噬细胞9超生产的主要来源。 PHOX是一个多亚基复合物的装配是被严格调控9。全酶包含一些胞浆调节亚基(PHOX P67,P47 PHOX,p40的PHOX,和RAC)和一种膜结合的异源二聚体细胞色素 b 558(包括的的亚基CYBA和CYBB)。 细胞色素b 558内的反应芯CYBB亚基(也被称为P91 PHOX和NOX2)进行的主要的氧化还原链反应9。有趣的是,它的组装基地,是中性粒细胞和巨噬细胞的差异。在休息的嗜中性粒细胞,细胞色素 b 558主要是存在于胞内储存颗粒的膜14。吞噬过程中,中性粒细胞聚集的holoenzymes吞噬体,其中也存在高水平的MPO活性。中性粒细胞PHOX迅速消耗氧气,并发挥其杀菌能力的活性氧的产生,这种现象称为呼吸爆发11。与此相反,巨噬细胞具有较低的MPO的表达水平和细胞色素b 558主要存在于质膜15,16。因此,嗜中性粒细胞产生高水平的抗微生物活性,超氧化物歧,而巨噬细胞产生较少的超监管功能15。
由于炎症体内过程是一个复杂的,非侵入性的成像方法,具体有炎症的不同阶段将允许纵向和定量评估疾病模型。使用机械的研究,我们先前已经表明使用两种化学发光剂,鲁米诺(5 - 氨基-2,3 - 二氢-1,4 - 二氮杂萘二酮),光泽精(双-N-甲基吖啶硝酸盐),急性和后期(慢性)的炎症阶段,分别为17的非侵入性的成像。鲁米诺使可视化的嗜中性粒细胞的髓过氧化物酶(MPO)活性在炎症的急性期18-20,而光泽精的生物发光,可用于评估相关联的巨噬细胞活性的晚期或慢性炎症17。在这篇稿件中,我们使用了两个实验性炎症模型(SC PMA和SC LPS),以证明这些成像技术。
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Protocol
注:所有认可机构协议和动物保健指引下进行的动物研究。
1。试剂和解决方案
- PMA溶液sc的接种:准备股票的佛波醇12 - 肉豆蔻酸酯-13 - 乙酸酯(PMA)在5毫克/毫升在DMSO溶液。原液储存在-20℃下接种前,解冻原液和稀释到1毫克/毫升PMA在PBS。
- SC接种LPS溶液:溶解在无菌PBS脂多糖(LPS的沙门氏菌血清型肠炎)在1毫克/毫升皮下注射接种前。
- 急性期成像鲁米诺溶液:溶解鲁米诺(5 - 氨基-2,3 - 二氢-1,4 - 二氮杂萘二酮,钠盐)用无菌生理盐水(0.9%NaCl)中于10毫克/毫升。该解决方案可以存储在使用前在-20℃下。
- 光泽精慢性相位成像解决方案:光泽精(双-N-甲基硝酸盐)用无菌生理盐水溶解在2.5毫克/毫升。该解决方案可以存储在使用前在-20℃下。
2。皮下PMA炎症模型
- 用1-2%异氟醚麻醉NCR裸鼠感应室。确认全身麻醉,丧失运动能力和呼吸速率恒定。动物转移到鼻锥异氟醚混合气体提供和保持动物在麻醉状态下。
- 使用异丙醇擦拭清洁和消毒注射部位左翼。
- 使用无菌技术,注入50μl的对PMA接种液(含有50微克的PMA)到皮下空间上的左翼。删除多余的液体从注射部位使用异丙醇垫。避免使用镇痛,因为它可能会影响到炎症反应。
- 将动物的住房笼,并密切监察其从麻醉中复苏。为了帮助恢复,使用加热垫,以保持动物的体温。
3。皮下LPS炎症模型
- 麻醉C57BL/6J小鼠用1-2%,异氟醚在感应室。一旦建立全身麻醉,将动物异氟醚气体附带的鼻锥和保持动物在麻醉状态下。
- 使用异丙醇擦拭清洁注射部位在左侧脚板。
- 使用无菌技术,注入50微升接种的LPS溶液(含有50μg/ml的LPS)到左边的足垫。删除多余的液体从注射部位使用异丙醇垫。避免使用镇痛,因为它可能会影响到炎症反应。
- 将动物的住房笼,并密切监察其从麻醉中复苏。在恢复过程中,使用加热垫,以保持动物的体温。
4。生物发光成像的炎症
- 在感应腔麻醉动物,用1-2%异氟醚的混合气体。合作并将通过全身麻醉,丧失运动能力,一个恒定的呼吸率。
- 而动物仍然是在麻醉状态下,腹膜内(IP)注射的鲁米诺溶液(10毫克/毫升),或光泽精溶液(2.5毫克/毫升)的急性或慢性炎症成像。最终的剂量是100毫克/公斤的鲁米诺和光泽精的25毫克/公斤。光泽精(10-15毫克/公斤),可以使用较低的剂量,以避免可能的毒性,一些小鼠品系。毒性的症状包括呼吸急促和呼吸窘迫。的的C57BL/6J应变具有低光泽精比NCR裸应变的耐受性。
- 动物转移到一个光学成像系统的成像室。
- 每隔1分钟执行顺序发光成像。每个成像步骤包括采集时间为1分钟,的F /停止= 1,分箱= 16且0秒延迟。
- 图像采集面板内,使连续多步成像序列,点击设置蒲式耳按钮。提供足够的收购剖面成像步骤,以确定最大发光输出(通常为15一分钟的步骤就足够了)。 15分钟成像部分允许有足够的时间为底物的吸收和全身血液循环。
- 取出动物成像室,将其移回房栊。为了帮助恢复,使用加热垫,以保持动物的体温。
- 在采集后的分析,使用成像软件包,通过标准化的感兴趣区域(ROI)计算峰总的发光信号。这些图像是作为光子/秒/厘米2 / SR的最小和最大阈值表示的光芒。定量数据以每秒每投资回报率在光子的总光通量。
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Representative Results
我们进行了纵向生物发光成像评估急性和慢性炎症的实验性炎症模型。佛波醇12 -肉豆蔻酸酯-13 -乙酸酯(PMA)是一种强效的蛋白激酶C(PKC)激动剂激活PHOX产生超氧阴离子,触发激烈的急性炎症反应的21。皮下注射50毫克的PMA在NCR裸鼠引起的快速皮肤刺激性和急性炎症注射部位18,22,23。我们每天进行4天成像PMA注射早3小时后获得的第一个图像, 图1展示了使用鲁米诺和光泽精作为基板的纵向生物发光成像。在早期阶段,炎症(3小时),我们观察到显著表明高浓度的中性粒细胞MPO活性网站PMA注射鲁米诺的生物发光。过程中观察到这些炎症反应的早期阶段,无显着的光泽精的生物发光。开始第2天,我们发现痂的形成,从而减少发光强度。由于伤口愈合明显( 图1A,第3和第4天),我们观察到光泽精生物发光的稳步增长( 图1B)。这些结果说明,鲁米诺的生物发光是与炎症的急性期,而光泽精的生物发光是密切相关的炎症后期阶段的组织修复。
独立,我们SC注射50微克的脂多糖(LPS)在野生型小鼠的脚垫,并进行长达10天( 图2A)的纵向生物发光成像。 LPS是革兰阴性细菌的膜成分。 SC接种LPS是能够触发强烈的炎症反应,TLR4受体的激活和随后的炎症趋化因子/细胞因子生产24。与PMA其中直接激活的PhoX的超生产中的不同N,LPS需要一段较长的时间以完全激活吞噬细胞浸润的组织18。嗜中性粒细胞是微生物感染的早期应答,我们观察到在第4天下跌后第5天( 图2B)的急性炎症,鲁米诺生物发光升高。与此相反,光泽精的生物发光逐渐增加后期炎症期和慢性期( 图2B,天5-10)。
总之,这些结果表明差的底物特异性的能力,使用区分急性和慢性炎症阶段。重要的是,成像介导的免疫细胞的内源性酶活性的影响,并没有必要记者异位表达。
图1 在体内的的纵向生物发光成像炎症急性和晚期阶段。 >(A)诱导局部组织炎症皮下注射50微克PMA,,每天执行鲁米诺(100毫克/千克,IP)和光泽精(25毫克/公斤,IP)的生物发光成像在3小时后开始PMA注射。在炎症部位 的观察没有显着的背景自动发光,没有化学发光剂(B)的定量表示在注射部位的鲁米诺,光泽精的生物发光。在炎症的急性期,鲁米诺信号为主的生物发光输出(3小时)。炎症的后期阶段,注射位点与鲁米诺(第4天)相比,有更高的光泽精的生物发光。误差棒代表的生物发光测量标准偏差在每个成像时间点, 点击这里查看大图 。
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图2。 (A)50微克的毒素皮下注射到C57BL/6J小鼠脚垫。纵向生物发光成像与鲁米诺和光泽精每天进行10天(B)鲁米诺和光泽精的生物发光定量表示LPS注射部位。生物发光鲁米诺增加在第4天的急性炎症。然而,在后期/慢性炎症阶段,鲁米诺信号迅速下降,并逐渐增加光泽精的生物发光。误差棒代表的生物发光测量标准偏差在每个成像时间点, 点击这里查看大图 。
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Discussion
在这份报告中,我们展示了生物发光法在生活动物炎症的非侵入性的成像。利用两种发光底物,鲁米诺,光泽精,该方法可以区分炎症的不同阶段。鲁米诺生物发光是与嗜中性粒细胞在炎症的急性期,而光泽精的生物发光是介导的巨噬细胞在慢性期。相对较小(分子量=177.16克/摩尔)和电不带电荷的,,鲁米诺可以很容易地穿透血浆和吞噬体膜25-29。此外,鲁米诺发光特定的胞内9中性粒细胞的MPO活性。另一方面,光泽精主要是防渗膜,由于其较大的尺寸(MW =510.5克/摩尔)和两个正电荷25,27-30。
嗜中性粒细胞和巨噬细胞聚集了PhoX全酶在不同的亚细胞定位。虽然这两种试剂PHOX取决于提供超氧阴离子自由基(O 2· - ),两者的差距在细胞通透性和MPO依赖使基板区分炎性巨噬细胞疾病模型。嗜中性粒细胞表达PHOX在膜中的细胞内小泡(吞噬体)14,其中也存在高水平的髓过氧化物酶(MPO)。其结果是,鲁米诺生物发光具体激活的中性粒细胞相关的急性炎症的过程中。与此相反,巨噬细胞聚集PHOX在质膜中,因为它们在15慢性炎症浸润和成熟。非透光泽精可以直接与由巨噬细胞产生的细胞外超氧化物产生的慢性炎症的生物发光。
炎症是一个复杂的体内过程,需要适当的协调,许多类型的细胞和各种细胞外信号分子。在这个视频报告中,我们展示了协同使用鲁米诺和光泽精,监测急性和晚期阶段(慢性)炎症的动物模型。由于这些底物是市售的和相对便宜的,我们相信这个相对简单的和强大的成像方法,可以容易地换算为在体内应用程序在许多疾病的。值得注意的是,与PET,核磁共振成像和近红外(NIR)的荧光成像技术相比,化学发光的方法是不理想的深部组织的成像,由于基片的蓝色发射光谱。要提高组织的渗透,它最近已表明,蓝色的化学发光发射可以被转移到联合给药的纳米粒子的近红外发射31。其化学结构的进一步修改可能更强的光输出提高量子效率,并完善其发射光谱更深的组织渗透。
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Disclosures
在这项研究中,作者宣称没有利益冲突。
Acknowledgments
这项工作是支持的的南希·劳瑞商标基金会。我们感谢南希E.科尔博士批判性阅读的手稿。我们感谢黄健K.他协助在准备这个视频报告。
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA) | Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO | P8139 | |
Lipopolysaccharide from Salmonella enterica serotype enteritidis | Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO | L2012 | |
Luminol (5-amino-2,3-dihydro-1,4-phthalazinedione, sodium salt) | Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO | A4685 | |
Lucigenin (bis-N-methylacridinium nitrate) | Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO | M8010 | |
IVIS Spectrum imaging system with Living Imaging 4.2 software package | Caliper LS/Perkin Elmer, Hopkinton, MA |
References
- Premack, B. A., Schall, T. J. Chemokine receptors: gateways to inflammation and infection. Nat. Med. 2, 1174-1178 (1996).
- Singer, A. J., Clark, R. A.
Cutaneous wound healing. N. Engl. J. Med. 341, 738-746 (1999). - Wellen, K. E., Hotamisligil, G. S.
Inflammation, stress, and diabetes. J. Clin. Invest. 115, 1111-1119 (2005). - Weitzman, S. A., Gordon, L. I. Inflammation and cancer: role of phagocyte-generated oxidants in carcinogenesis. Blood. 76, 655-663 (1990).
- Ridker, P. M., Cushman, M., et al. Inflammation, aspirin, and the risk of cardiovascular disease in apparently healthy men. N. Engl. J. Med. 336, 973-979 (1997).
- Wyss-Coray, T., Mucke, L. Inflammation in neurodegenerative disease--a double-edged sword. Neuron. 35, 419-432 (2002).
- Hamilton, J. A. Colony-stimulating factors in inflammation and autoimmunity. Nat. Rev. Immunol. 8, 533-544 (2008).
- Harlan, J. M.
Leukocyte-endothelial interactions. Blood. 65, 513-525 (1985). - Bedard, K., Krause, K. H. The NOX family of ROS-generating NADPH oxidases: physiology and pathophysiology. Physiol. Rev. 87, 245-313 (2007).
- Rest, R. F., Spitznagel, J. K. Subcellular distribution of superoxide dismutases in human neutrophils. Influence of myeloperoxidase on the measurement of superoxide dismutase activity. Biochem. J. 166, 145-153 (1977).
- Hampton, M. B., Kettle, A. J., et al. Inside the neutrophil phagosome: oxidants, myeloperoxidase, and bacterial killing. Blood. 92, 3007-3017 (1998).
- Serhan, C. N., Savill, J. Resolution of inflammation: the beginning programs the end. Nat. Immunol. 6, 1191-1197 (2005).
- Jiang, F., Zhang, Y., et al. NADPH oxidase-mediated redox signaling: roles in cellular stress response, stress tolerance, and tissue repair. Pharmacol. Rev. 63, 218-242 (2011).
- Calafat, J., Kuijpers, T. W., et al. Evidence for small intracellular vesicles in human blood phagocytes containing cytochrome b558 and the adhesion molecule CD11b/CD18. Blood. 81, 3122-3129 (1993).
- Johansson, A., Jesaitis, A. J., et al. Different subcellular localization of cytochrome b and the dormant NADPH-oxidase in neutrophils and macrophages: effect on the production of reactive oxygen species during phagocytosis. Cell. Immunol. 161, 61-71 (1995).
- Kumar, A. P., Piedrafita, F. J., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor gamma ligands regulate myeloperoxidase expression in macrophages by an estrogen-dependent mechanism involving the -463GA promoter polymorphism. J. Biol. Chem. 279, 8300-8315 (2004).
- Tseng, J. C., Kung, A. L. In vivo imaging of inflammatory phagocytes. Chem Biol. 19, 1199-1209 (2012).
- Gross, S., Gammon, S. T., et al. Bioluminescence imaging of myeloperoxidase activity in vivo. Nat. Med. 15, 455-461 (2009).
- Kielland, A., Blom, T., et al. In vivo imaging of reactive oxygen and nitrogen species in inflammation using the luminescent probe L-012. Free Radic. Biol. Med. 47, 760-766 (2009).
- Zhou, J., Tsai, Y. T., et al. Noninvasive assessment of localized inflammatory responses. Free Radic. Biol. Med. 52, 218-226 (2012).
- Karlsson, A., Nixon, J. B., et al. Phorbol myristate acetate induces neutrophil NADPH-oxidase activity by two separate signal transduction pathways: dependent or independent of phosphatidylinositol 3-kinase. J. Leukoc. Biol. 67, 396-404 (2000).
- Taylor, R. G., McCall, C. E., et al. Histopathologic features of phorbol myristate acetate-induced lung injury. Lab Invest. 52, 61-70 (1985).
- Fukaya, S., Matsui, Y., et al. Overexpression of TNF-alpha-converting enzyme in fibroblasts augments dermal fibrosis after inflammation. Lab Invest. 93, 72-80 (2013).
- Lu, Y. C., Yeh, W. C., et al.
LPS/TLR4 signal transduction pathway. Cytokine. 42, 145-151 (2008). - Aitken, R. J., Buckingham, D. W., et al. Reactive oxygen species and human spermatozoa: analysis of the cellular mechanisms involved in luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence. J. Cell. Physiol. 151, 466-477 (1992).
- Allen, R. C., Loose, L. D. Phagocytic activation of a luminol-dependent chemiluminescence in rabbit alveolar and peritoneal macrophages. Biochem. Biophys. Res. Commun. 69, 245-252 (1976).
- Caldefie-Chezet, F., Walrand, S., et al. Is the neutrophil reactive oxygen species production measured by luminol and lucigenin chemiluminescence intra or extracellular? Comparison with DCFH-DA flow cytometry and cytochrome c reduction. Clin. Chim. Acta. 319, 9-17 (2002).
- Dahlgren, C., Aniansson, H., et al. Pattern of formylmethionyl-leucyl-phenylalanine-induced luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence in human neutrophils. Infect. Immun. 47, 326-328 (1985).
- Dahlgren, C., Karlsson, A.
Respiratory burst in human neutrophils. J. Immunol. Methods. 232, 3-14 (1999). - Aerts, C., Wallaert, B., et al. Release of superoxide anion by alveolar macrophages in pulmonary sarcoidosis. Ann. N.Y. Acad. Sci. 465, 193-200 (1986).
- Zhang, N., Francis, K. P., et al. Enhanced detection of myeloperoxidase activity in deep tissues through luminescent excitation of near-infrared nanoparticles. Nat Med. , (2013).