Summary
Les études fonctionnelles du système auditif chez les mammifères ont toujours été menées en utilisant des techniques spatialement ciblées telles que des enregistrements électrophysiologiques. Le protocole suivant décrit une méthode de visualisation des modèles à grande échelle de l'activité hémodynamique évoquée dans le chat cortex auditif en utilisant l'imagerie par résonance magnétique fonctionnelle.
Abstract
Les connaissances actuelles sur le traitement sensoriel dans le système auditif des mammifères est principalement fondée sur des études électrophysiologiques dans une variété de modèles animaux, dont des singes, des furets, des chauves-souris, les rongeurs et les chats. Afin d'établir des parallèles entre les modèles appropriés humaines et animales de la fonction auditive, il est important d'établir un pont entre les études d'imagerie fonctionnelle humaines et les études électrophysiologiques animaux. Imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf) est un établi, méthode peu invasive de mesure des tendances générales de l'activité hémodynamique dans les différentes régions du cortex cérébral. Cette technique est largement utilisée pour sonder la fonction sensorielle dans le cerveau humain, est un outil utile pour relier les études de traitement auditif chez les humains et les animaux et a été utilisé avec succès pour étudier la fonction auditive chez les singes et les rongeurs. Le protocole suivant décrit une procédure expérimentale pour étudier la fonction auditive chez l'adulte anesthésiéchats en mesurant les changements hémodynamiques relance évoqués dans le cortex auditif en utilisant l'IRMf. Cette méthode facilite la comparaison des réponses hémodynamiques entre les différents modèles de la fonction auditive conduisant ainsi à une meilleure compréhension des caractéristiques des espèces indépendant du cortex auditif des mammifères.
Introduction
La compréhension actuelle de traitement auditif chez les mammifères est principalement fondée sur des études électrophysiologiques invasives chez les singes 1-5, 6-10 furets, les chauves-souris, les rongeurs 11-14 15-19, 20-24 et chats. Les techniques électrophysiologiques utilisent couramment des microélectrodes extracellulaires pour enregistrer l'activité des neurones uniques et multiples dans une petite zone de tissu neural entourant la pointe de l'électrode. Établi des méthodes d'imagerie fonctionnelle, telles que l'imagerie optique et l'imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf), servir comme des compléments utiles à des enregistrements extracellulaires en fournissant un point de vue macroscopique de l'activité Driven simultanée sur plusieurs régions, spatialement distinctes du cerveau. Imagerie optique du signal intrinsèque facilite la visualisation de l'activité évoquée dans le cerveau en mesurant les changements liés à l'activité dans les propriétés de réflexion de la surface des tissus tout en IRMf utilise l'oxygène du sang en fonction du niveau (BOLD)Contrairement à mesurer les changements hémodynamiques relance évoqués dans les régions du cerveau qui sont actives au cours d'une tâche particulière. L'imagerie optique nécessite une exposition directe de la surface corticale à mesure les variations de la réflectance du tissu de surface qui sont liés à l'activité de relance évoqués 25. En comparaison, l'IRMf est non invasive et exploite les propriétés paramagnétiques de sang désoxygéné de mesurer à la fois la surface corticale 26-28 et 27,29 activité évoquée base du sillon au sein d'un crâne intact. De fortes corrélations entre le signal BOLD et l'activité neuronale dans le cortex visuel des primates non-humains 30 et dans le cortex auditif humain 31 valident IRMf comme un outil utile pour étudier la fonction sensorielle. Depuis IRMf a été largement utilisée pour étudier les caractéristiques de la voie auditive comme l'organisation tonotopique 32-36, la latéralisation de la fonction auditive 37, les modèles de l'activation corticale, l'identification des régions corticales 38, les effets de sonintensité sur les propriétés de réponse auditives 39,40, et les caractéristiques de la réponse bien sûr de temps BOLD 29,41 chez le rat homme, le singe, et, l'élaboration d'un protocole d'imagerie fonctionnelle appropriée pour étudier la fonction auditive chez le chat de fournir un complément utile aux la littérature d'imagerie fonctionnelle. Alors que l'IRMf a également été utilisé pour explorer divers aspects fonctionnels du cortex visuel chez le chat anesthésié 26-28,42, peu d'études ont utilisé cette technique pour examiner le traitement sensoriel chez le chat cortex auditif. Le but du présent Protocole est d'établir une méthode efficace d'utiliser l'IRMf pour quantifier la fonction dans le cortex auditif du chat anesthésié. Les procédures expérimentales décrites dans ce manuscrit ont été utilisés avec succès pour décrire les caractéristiques de l'évolution dans le temps de réponse BOLD dans le chat adulte cortex auditif 43.
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Protocol
La procédure suivante peut être appliquée à n'importe quelle expérience d'imagerie dans lequel les chats anesthésiés sont utilisés. Les mesures qui sont spécifiquement nécessaires pour les expériences auditives (étapes 1.1 à 1.7, 2.8, 4.1) peuvent être modifiés pour s'adapter à d'autres protocoles de stimulation sensorielle.
Toutes les procédures expérimentales ont reçu l'approbation de l'utilisation des animaux Sous-comité du Conseil de l'Université de protection des animaux à l'Université de Western Ontario et a suivi les orientations définies par le Conseil canadien de protection des animaux (CCPA) 44. L'expérience décrite nécessite environ 150 min de préparation des animaux à la récupération. L'évolution dans le temps de l'expérience est illustrée sur la figure 1.
Une. Stimulation Équipement Préparation
La figure 2 montre les composants électroniques et les connexions correspondantes requises pour générer un stimulus auditif dans l'appareil d'IRM. Les exigences sont les follows: un ordinateur, une carte son externe, un amplificateur de puissance stéréo et un système d'écouteur IRMf-compatible.
- Connectez l'ordinateur qui sera utilisé pour présenter le stimulus auditif à la carte son externe via l'Universal Serial Bus (USB).
- Attacher les câbles de connexion aux ports de sortie de la carte son externe aux ports de l'amplificateur de puissance stéréo d'entrée.
- Fixez les câbles reliant les ports de sortie de l'amplificateur de puissance stéréo vers les ports de la zone de transformation du système d'écouteur IRMf compatible entrée.
- Branchez les écouteurs binauraux pour les ports de sortie de la boîte de transformateur.
- Utilisez des câbles coaxiaux blindés avec des connexions BNC pour connecter le boîtier du transformateur à la centrale de pénétration en dehors de la salle du scanner.
- Connectez l'ensemble de câble des écouteurs pour les ports BNC correspondants sur le panneau de pénétration à l'intérieur de la salle du scanner.
- Connectez les conseils d'oreille en mousse pour les écouteurs, puis brancher les écouteurs to l'ensemble de câble. Exécutez un stimulus auditif de test pour confirmer que le son est transmis à partir de l'ordinateur pour les écouteurs. Débranchez les écouteurs et insérer les conseils d'oreille en mousse en toute sécurité dans les oreilles du chat pendant la phase de préparation des animaux (étape 2.7).
2. Préparation des animaux
- Pour prémédication le chat, administrer un sédatif mélange de sulfate d'atropine (0,02 mg / kg) et l'acépromazine (0,02 mg / kg) par injection sous-cutanée (SC).
- Après 20 min, administrer la kétamine (4 mg / kg) et du chlorhydrate de dexmédétomidine (0,02 à 0,03 mg / kg) par l'intermédiaire d'une voie intramusculaire (IM) pour induire une anesthésie par injection. La kétamine est généralement combiné avec un sédatif et relaxant musculaire, dans ce cas, le chlorhydrate de dexmédétomidine, pour réduire les tremblements et la rigidité musculaire couramment observés lors de la kétamine est utilisée seule 45. Cette combinaison anesthésie induit généralement environ 150 min de sédation et est fréquemment utilisé dans la pratique vétérinaire pour induireanesthésie chez les petits animaux.
- Une fois que le chat a perdu son réflexe de redressement, appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux pour prévenir la sécheresse au cours de la procédure. Placer un cathéter dans la veine saphène interne pour l'administration intraveineuse de kétamine.
- Test de succès induction de l'anesthésie en pinçant un orteil sur la patte d'observation alors que le chat retire sa patte. Une fois le réflexe de pédale disparaît, supprimer le réflexe de bâillon par pulvérisation de lidocaïne sur les parois du pharynx puis intuber le chat avec un tube de 4,0-4,5 endotrachéale.
- Maintenir l'anesthésie tout au long de la séance d'imagerie avec une perfusion à débit constant de la kétamine (0,6-0,75 mg / kg / h) et de l'isoflurane en inhalation (0,4-0,5%) livré en 100% d'oxygène à 1-1,5 L / min. Combiner 60 ml de solution saline et 0,07 ml de kétamine à une seringue de 60 ml et placer la seringue dans la pompe à seringue. Cette étape peut être réalisée avant premedicating le chat.
- Placez des coussins chauffants remplis de cire chaude sur le plancher des s compatibles avec l'IRMconduit (figures 3a et 3c) puis la couche plastique isolant papier bulle autour des parois intérieures de la luge.
- Placez le chat dans une position sternale dans le film à bulles d'isolation dans le traîneau compatible avec l'IRM (figure 3c).
- Une fois que le chat est positionnée, régler la tête pour accéder à des oreilles. Rouler les embouts en mousse dans le plus petit diamètre possible puis insérez chaque extrémité de l'oreille profondément dans le conduit auditif. Une fois insérée, les conseils d'oreille en mousse doivent se dilater pour remplir l'espace dans les canaux de l'oreille.
- Réglez le chat jusqu'à ce que sa tête est correctement positionné dans le 3-canal de radiofréquence (RF) bobine (Figure 3b). Stabiliser la tête avec mousse à mémoire de mouillage acoustique (figure 3d). Placer la mousse autour des oreilles à fournir une atténuation supplémentaire du bruit du scanner.
- Enveloppez le chat dans la couverture de plastique bulles isolant puis fixer et transporter le traîneau à la vitre du scanner.
- Connectez les lignes de perfusion, tubes de distribution d'anesthésie et de l'équipement de surveillance pour le chat. Branchez les écouteurs à l'ensemble de câble de l'écouteur fixé au panneau de pénétration.
- Commencer la perfusion de kétamine à raison de 0,6 mg / kg / h débit de base, puis augmenter le débit d'écoulement tel que requis sur la base de la profondeur de l'anesthésie. Réglez la dose initiale isoflurane à 0,5% pour ensuite diminuer à 0,4% une fois que les analyses anatomiques ont été recueillies.
- Surveiller et enregistrer sang oxygène saturation du chat, en fin d'expiration niveaux de CO 2, la fréquence cardiaque, la respiration et la température rectale (si possible) tout au long de l'expérience en utilisant l'équipement de surveillance compatible avec l'IRM positionné à une distance appropriée de l'alésage du scanner. Tableau 1 énumère les valeurs et les plages des mesures physiologiques pour la bonne exécution de cette procédure signifie. L'augmentation régulière de la fréquence cardiaque et la respiration sont généralement associées à reprise imminente de l'anesthésie.
- Après les session est terminée, retirez le chat de la luge. Continuer à fournir un chauffage d'appoint avec des coussins chauffants et les serviettes que l'animal récupère complètement. Une fois les rendements gag reflex, retirer la sonde d'intubation. Surveiller le chat jusqu'à ce que le réflexe de redressement est restauré puis retourner l'animal à l'installation. Évaluer l'animal le lendemain de l'intervention afin de s'assurer qu'aucun des effets néfastes de l'expérience.
3. Imagerie cérébrale
- Recueillir des analyses anatomiques du cerveau du chat dans une orientation de coupe axiale. Utilisez les paramètres d'imagerie suivants pour le volume de référence anatomique: séquence d'imagerie FLASH avec TR = 750 ms, TE = 8 ms, matrice = 256 x 256, l'acquisition taille de voxel = 281 um x 281 um x 1,0 mm. La durée de l'analyse anatomique est d'environ 6 min. Figure 4 (partie gauche) fournit une tranche d'image anatomique échantillon obtenu en utilisant les paramètres spécifiés.
- Utilisez les paramètres d'imagerie suivants pour la fonctivolumes internes: acquisition d'écho-planaire entrelacé segmentée (PEV) avec TR = 1000 ms, TE = 15 ms, 3 segments / avion, 21 x 1 mm tranches; matrice = 96 x 96; champ de vision = 72 mm x 72 mm; acquisition taille de voxel = 0,75 mm x 0,75 mm x 1,0 mm;. temps d'acquisition = 3 sec / volume de la figure 4 (droite) fournit un échantillon fonctionnel tranche d'image obtenue à l'aide des paramètres spécifiés.
4. Présentation de stimulation
- Présenter une large bande de bruit blanc stimulus (0-25 kHz, 100 éclats ms avec 5 ms de temps de montée / descente, une présentation tous les 200 ms, 90-100 dB SPL) dans une conception de bloc dans lequel le stimulus auditif est joué pendant 30 secondes et en alternance avec une seconde base (sans stimulation) état de 30 (Figure 5). Répétez cette étape jusqu'à ce que l'activité BOLD acoustique évoquée est observée dans le cortex auditif. La durée de chaque essai fonctionnel en utilisant une conception de bloc est d'environ 4,5 min pour 90 volumes.
- Présenter le stimulus dans l'APconfiguration de conception de propriées de bloc pour le nombre désiré de tirages fonctionnels.
5. Analyse des données
- Sélectionnez le logiciel d'analyse IRMf approprié (par exemple SPM, FSL) pour traiter les volumes fonctionnels acquis.
- Réaligner chaque volume fonctionnel pour le volume acquis le plus proche dans le temps de la référence anatomique balayage. Enregistrer les valeurs de correction de mouvement qui en résultent pour l'utilisation dans l'étape 5.6. Exclure les pistes fonctionnels dans lesquels les mouvements de la tête de rotation dépassent 1 ° ou mouvements de la tête traductionnelles dépassent 1 mm.
- COREGISTER chaque volume de la référence anatomique balayage.
- Lissez chaque volume avec un 2 mm à mi-hauteur sur toute la largeur (FWHM) filtre gaussien.
- Intégrer une fonction d'onde carrée (wagon) qui correspond à la conception de bloc de stimulus ON-OFF comme variable explicative au modèle linéaire général (GLM).
- Incorporer les valeurs de correction de mouvement comme régresseurs sans intérêt pour tenir compte des artefacts liées aux mouvements. Appliquer une useuil statistique ncorrected de p = 0,001 pour le GLM résultats pour afficher les clusters d'activation BOLD. Déterminer la taille du plus petit groupe qui se réunit une correction (erreur de famille-sage: FWE) seuil de p <0,05 au niveau de la grappe. Régler le seuil de mesure de la grappe à cette valeur pour voir grappes statistiquement significatives dans les régions d'intérêt.
- Définir le BOLD changement de signal pour cent (CFP) à chaque voxel comme la différence entre le signal BOLD moyenne au cours des blocs de stimulation et le signal BOLD moyenne au cours des blocs de base.
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Representative Results
Données fonctionnelles représentatives ont été acquises dans un scanner de forage horizontal 7T et analysées en utilisant la boîte à outils de la statistique paramétrique cartographie dans MATLAB. Réponses hémodynamiques corticales robustes à la stimulation auditive ont toujours été observés chez les chats en utilisant le protocole expérimental décrit 43. Figure 6 illustre l'activation BOLD en 2 animaux en réponse à une 30 sec bruit large bande stimulus présenté dans une conception de bloc. T-statistiques des cartes de bruit à large bande par rapport au départ (pas de relance) contraste dans deux plans de coupe d'image révèlent des clusters contigus d'activité bilatérale acoustique évoquée dans le cortex auditif (figures 6a et 6d, le niveau-cluster seuil FWE corrigé: p < 0,05). figures 6b et 6e montrent modulations du signal BOLD, pendant une course fonctionnelle unique, les voxels en surbrillance dans les figures 6a et 6d respectivement. Avec une onde carrée modèle ajustement linéaire général, on devrait s'attendre à ce que le signal BOLD sera modulé par rapport à la ligne de base (de condition de non-stimulation) lors de chaque présentation du stimulus auditif d'une manière similaire au modèle ON-OFF du bloc conception. figures 6c et 6f illustrent les durées moyennes liées aux événements de la réponse BOLD normalisée au signal BOLD moyenne de référence. Dans ces exemples, le signal BOLD présente une augmentation significative par rapport à la ligne de base 3-6 secondes après le début du stimulus. Cette augmentation du signal BOLD est généralement maintenu tout au long de la présentation du stimulus auditif, puis décline à des valeurs de référence 6 secondes après stimulus compensé.
| Paramètre physiologique | Plage normale d'un | Valeur moyenne (Experiment) b |
| La fréquence cardiaque | 110-226 battements / min | 143 ± 4,1 battements / min |
| Taux de respiration | 20-40 respirations / min | 21 ± 1,6 respirations / min |
| Fin-de-marée de CO 2 | De 35 à 45 mm Hg | 30 ± 1,7 mmHg |
| Sang saturation en O 2 | 90 à 100% 57 | 92 ± 1,2% |
| La température rectale | 38,5 ± 0,5 ° C | N / A |
Tableau 1. Les valeurs normales chez les chats éveillés et les valeurs moyennes chez les chats anesthésiés pour des paramètres physiologiques mesurés au cours de la procédure IRMf. Une des plages normales obtenues à partir des lignes directrices définies par le Conseil canadien de protection des animaux. 44 b valeurs moyennes (± SEM) obtenus à partir de N = 7 chats de plus de 20 séances d'imagerie.
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Figure 1. Evolution dans le temps de l'expérience. Chaque étape de la procédure expérimentale est tracée le long de la ligne de temps (en min) par rapport à l'heure à laquelle est administrée une prémédication.
Figure 2. Des équipements de production de stimulus auditif. (A) Les composants électroniques utilisés dans le protocole expérimental. (B) Schéma des connexions entre chaque composant. Le boîtier du transformateur et l'ensemble de câble de l'interface du système d'écouteur compatible avec l'IRM au niveau du panneau de pénétration entre la chambre de scanner et de la salle informatique.
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Figure 3. Dispositif expérimental. (A) traîneau IRM-compatible. (B) 3 canaux bobine tête de chat de RF. (C) Vue de côté d'un chat anesthésié situé dans le traîneau. (D) Vue de face du chat dans le traîneau avec sa tête dans le 3 bobinage à haute fréquence de canal (adapté de Brown et al. 43).
Figure 4. Exemples de anatomique (à gauche) et fonctionnelle (à droite) images tranches acquises dans un scanner de forage horizontal 7T en utilisant une bobine RF 3 canaux. Emplacement approximatif de la tranche affichés sont superposées sur une vue latérale du chat hémisphère droit. A: antérieure, P: postérieur, L: gauche, R: droite.
Figure 5. Schéma d'une présentation bloc conception de relance. Base (pas de stimulus) blocs sont alternées avec des blocs de 30 sec de la présentation du stimulus auditif. Volumes fonctionnels sont acquises en continu (toutes les 3 secondes) pendant la course. TA: durée d'acquisition de volume. TS: durée du bloc de relance.
Figure 6. Des exemples représentatifs de la réponse BOLD à large bande stimulation de bruit. (A), (d) T-statistiques des cartes de bruit large bande (BBN) vs base (sans stimulation) contraste superpose axial (horizontale) anatomique l'image slglaces. Emplacements approximatifs des tranches affichés en (a) et (d) sont superposées sur une vue latérale du chat hémisphère droit. (B), (e) des cours premières BOLD de signaux horaires (en volumes) aux voxels en surbrillance dans (a) et (d) respectivement pour une course fonctionnelle unique (90 volumes). (c), (f) liée à l'événement en moyenne des cours de temps de réponse BOLD (en secondes) dans les voxels en surbrillance dans (a) et (d) respectivement avant, pendant et après un bloc de relance. Les barres grises représentent la période de présentation de stimulus auditif. A: antérieure, P: postérieur, L: gauche, R:. Droite Cliquez ici pour agrandir la figure .
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Discussion
Dans la conception d'une expérience IRMf pour un modèle animal anesthésié de la fonction auditive, les questions suivantes devraient être soigneusement examinées: (i) l'impact de l'anesthésie sur les réponses corticales, (ii) l'effet du bruit du scanner de fond, et (iii) l'optimisation de la phase de collecte de données de la procédure expérimentale.
Bien qu'une préparation anesthésié offre l'avantage important de la production d'une période prolongée de sédation et de minimiser les mouvements de la tête potentiel lors d'une session d'imagerie fonctionnelle, l'anesthésie est connu pour avoir un impact hémodynamique corticales. Les anesthésiques décrits dans le présent protocole sont couramment utilisés dans électrophysiologique (kétamine) et d'imagerie fonctionnelle (isoflurane) études de chat auditive et visuelle 46-48 cortex 26-28,42 respectivement. Bien que la kétamine est connu pour influencer l'activité spontanée minimalement cortical 49, il a été montré une diminution du métabolisme cérébral et donc l'hemodynamic réponse dans le cortex auditif du rat à des doses de 10 mg / kg 50. Cependant, aux doses recommandées dans cette procédure (4 mg / kg), les variations du signal BOLD jusqu'à 6% ont été observées chez le chat cortex auditif en réponse à une stimulation acoustique 43. L'isoflurane est couramment utilisé pour explorer les aspects fonctionnels de cortex visuel du chat, mais il a également été montré pour réduire l'ampleur des réponses hémodynamiques dans le cortex visuel du chat par rapport à une préparation éveillé 51. En outre, à des doses supérieures à 1,5%, isoflurane augmente le flux sanguin cérébral chez le rat 45 et fortement impacts neuronale sensibilité de réponse dans le chat cortex auditif 52. Aux doses administrées dans ce protocole (0,4-0,5%), l'isoflurane sert d'agent anesthésique soutien à l'anesthésie primaire, la kétamine, minimisant ainsi les effets négatifs associés à des doses plus importantes. Le propofol a également été utilisé dans l'imagerie fonctionnelle étudie 53, cependant, ila été montré pour réduire les potentiels évoqués somesthésiques 45 et réponses BOLD dans le cortex auditif 53 d'une manière dose-dépendante. Cette anesthésie n'est donc pas approprié de fournir la durée nécessaire de la sédation pendant un impact minimum réponses BOLD. La combinaison de kétamine et de l'isoflurane décrite dans ce protocole prévoit donc plusieurs avantages: (i) il produit une période de sédation profonde jusqu'à 2,5 h; (ii) il minimise le mouvement de la tête de telle sorte que les mouvements de rotation ne dépasse généralement pas 0,3 ° et translationnelle mouvements ne dépassent généralement pas 0,1 mm 43 et (iii) il impacts minimalement la réponse BOLD avec des changements de signal de jusqu'à 6% observé.
L'une des difficultés dans l'exécution d'une étude de l'image fonctionnelle du système auditif est l'impact du bruit de fond généré par l'appareil d'IRM de la réponse BOLD mesuré. Dans cette procédure, le stimulus sonore est présentée dans un plan en blocs fonctionnels tandis que volumes sont acquises de manière continue pendant la course fonctionnelle. La question du bruit du scanner est abordé de deux façons: (i) par les propriétés d'atténuation des conseils d'oreille en mousse qui réduisent efficacement le bruit de fond jusqu'à 30 dB et (ii) en présentant le stimulus sonore à une intensité d'environ 90 dB SPL. Comme illustré sur la figure 6, l'exemple représentatif démontre que le signal BOLD est effectivement modulé pendant la présentation du stimulus sonore associé à l'acquisition de volume continu. Bien que la méthode de l'acquisition de volume continu a été utilisé avec succès pour étudier l'organisation tonotopique 33,35,36 et le traitement spatio-temporel 54 dans le système auditif, cette approche limite l'étude de questions telles que l'effet de l'intensité du stimulus sur la réponse BOLD. Le mode opératoire expérimental décrit peut être modifié afin de réduire davantage l'effet du bruit de scanner en augmentant la période entre l'acquisition du volume et de la présentation de l'son stimulus dans l'intervalle de silence qui en résulte. Cette approche «acquisition rares» a été largement utilisé dans les études auditives pour décrire les propriétés de la réponse bien sûr de temps BOLD 29,41,43,55, pour caractériser les différentes régions dans le cortex auditif 37,38,43,56 et d'examiner la effet de l'intensité sonore sur le 39,40 de réponse BOLD. Pendant l'acquisition de volume continu, plusieurs volumes sont collectés dans une période de temps plus courte, ce qui améliore de manière significative le rapport signal-sur-bruit. Le présent protocole peut donc être utilisé en combinaison avec des expériences d'acquisition rares à confirmer, localiser et délimiter clairement l'activité BOLD acoustique évoqués dans les régions fonctionnelles auditives d'intérêt.
Avant l'acquisition de volumes fonctionnels pour une expérience auditive, il est important de confirmer la présence de l'activité acoustique évoqués dans le cortex auditif. Activation BOLD est généralement évidente dans la corte auditifx 45 min dans de l'induction anesthésique (Figure 1). Bien qu'il soit probable que l'activation BOLD significative peut être observée au début de l'expérience, aucun pistes fonctionnelles ont été recueillis avant la présente 45 min retard dû au temps requis pour la préparation de l'animal et la collecte de l'analyse anatomique. Afin d'optimiser la collecte des données, chaque opération fonctionnelle peut être construit afin de maximiser le nombre de volumes collectés pour chaque condition de stimulus. Ceci peut être réalisé en modifiant le mode opératoire de plusieurs façons. En premier lieu, le temps nécessaire pour recueillir chaque volume peut être réduit en diminuant le champ de vision des tranches d'images fonctionnelles. La présente procédure décrit l'acquisition d'images de cerveau entier. Au lieu de cela, les limites du volume fonctionnel 3-D peuvent être alignés aux limites anatomiques du cortex auditif spatialement localisé. En second lieu, le temps d'acquisition de volume peut également être réduit en diminuant la résolution dans le plan. Toutefois, une résolution dans le plan d'au moins 0,75 mm 2 semble suffisante pour résoudre les différences régionales en termes de fonctionnalités dans le cortex auditif. Si une augmentation de la résolution dans le plan est souhaitée, l'augmentation correspondante du volume de temps d'acquisition peut être compensé par la réduction du nombre de tranches dans le volume fonctionnel en 3-D et, au contraire, en se concentrant sur une sous-région particulière à l'intérieur du cortex auditif .
Dans l'ensemble, la nature non invasive de l'IRMf facilite expériences fonctionnelles répétées dans un seul animal sur une longue période de temps. Cette technique est donc idéal pour des études longitudinales qui nécessitent une collecte de données à de multiples points de temps et peut potentiellement réduire le nombre d'animaux requis pour une étude donnée.
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Disclosures
Les auteurs déclarent aucun conflit d'intérêt, financier ou autre.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à souligner la contribution de Kyle Gilbert, qui a conçu la bobine RF de coutume, et Kevin Barker, qui a conçu le traîneau compatible avec l'IRM. Ce travail a été soutenu par les Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC), en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG), la Fondation canadienne pour l'innovation (FCI).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials | |||
| Atropine sulphate injection 0.5 mg/ml | Rafter 8 Products | ||
| Acepromazine 5 mg/ml | Vetoquinol Inc. | ||
| Ketamine hydrochloride 100 mg/ml | Bimeda-MTC | ||
| Dexmedetomidine hydrochloride (Dexdomitor 0.5 mg/ml) | Orion Pharma | ||
| Isoflurane 99.9% | Abbott Laboratories | ||
| Lidocaine (Xylocaine endotracheal 10 mg/metered dose) | Astra Zeneca | ||
| Lubricating opthalmic ointment (Refresh Lacri Lube) | Allergan Inc. | ||
| Saline 0.95% | |||
| IV Catheter 22 g (wings) | |||
| IV Extension Set | Codan US Corp. | BC 269 | |
| IV Administration Set 10 drips/ml | |||
| Endotracheal tube 4.0 | |||
| Heating pads (Snuggle Safe) | Lenric C21 Ltd. | ||
| Syringe 60 ml | |||
| Equipment | |||
| External sound card | Roland Corporation | Cakewalk UA-25EX | |
| Stereo power amplifier | Pyle Audio Inc. | Pyle Pro PCAU11 | |
| MRI-compatible insert earphone system | Sensimetric Corporation | Model S14 | |
| Foam ear tips for insert earphones | E-A-R Auditory Systems | Earlink 3B | |
| End-tidal CO2 monitor | Nellcor | N-85 | |
| MRI-compatible pulse oximeter | Nonin Medical Inc. | Model 7500 | |
| Syringe pump | Harvard Apparatus | 70-2208 | |
References
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