Summary
Sono stati tradizionalmente condotti studi funzionali del sistema uditivo dei mammiferi utilizzando tecniche spazialmente concentrati come registrazioni elettrofisiologiche. Il seguente protocollo descrive un metodo di visualizzare modelli su larga scala di attività emodinamica evocata nel gatto corteccia uditiva utilizzando la risonanza magnetica funzionale.
Abstract
Le attuali conoscenze di elaborazione sensoriale nel sistema uditivo dei mammiferi è derivato principalmente da studi elettrofisiologici in una varietà di modelli animali, tra cui scimmie, furetti, pipistrelli, roditori e gatti. Al fine di elaborare adeguate paralleli tra modelli umani e animali della funzione uditiva, è importante stabilire un ponte tra gli studi di imaging funzionale umani e studi elettrofisiologici animali. Risonanza magnetica funzionale (fMRI) è un consolidato metodo minimamente invasivo per misurare vasti reticoli di attività emodinamica nelle diverse regioni della corteccia cerebrale. Questa tecnica è ampiamente utilizzata per sondare la funzione sensoriale nel cervello umano, è uno strumento utile nel collegamento studi di elaborazione uditiva in entrambi gli esseri umani e gli animali ed è stato utilizzato con successo per studiare la funzione uditiva nelle scimmie e roditori. Il protocollo che segue descrive una procedura sperimentale per studiare la funzione uditiva in anestetizzati adultigatti dalla misura di stimolo evocato cambiamenti emodinamici nella corteccia uditiva utilizzando fMRI. Questo metodo agevola il confronto tra le risposte emodinamiche attraverso diversi modelli di funzione uditiva dando luogo ad una migliore comprensione delle caratteristiche specie-indipendente della corteccia uditiva dei mammiferi.
Introduction
Comprensione attuale di elaborazione uditiva nei mammiferi è derivato principalmente da studi elettrofisiologici invasivi nelle scimmie 1-5, furetti 6-10, 11-14 pipistrelli, roditori 15-19, 20-24 e gatti. Tecniche elettrofisiologiche comunemente utilizzano microelettrodi extracellulari per registrare l'attività dei neuroni singoli e multipli all'interno di una piccola area di tessuto neurale che circonda la punta dell'elettrodo. Fondata metodi di imaging funzionale, come l'imaging ottico e la risonanza magnetica funzionale (fMRI), complementi servire come utili a registrazioni extracellulari, fornendo un punto di vista macroscopico di attività ad azionamento simultaneo su più regioni spazialmente distinte del cervello. Segnale intrinseco imaging ottico facilita la visualizzazione di attività evocata nel cervello misurando i cambiamenti di attività connesse nelle proprietà di riflettanza del tessuto superficie, mentre fMRI utilizza il sangue di ossigeno livello-dipendente (BOLD)contrasto per misurare stimolo evocato alterazioni emodinamiche nelle regioni del cervello che sono attive durante una determinata attività. Imaging ottico richiede l'esposizione diretta della superficie corticale di misura le variazioni di superficie riflettanza tessuto che sono legati all'attività di stimolo evocato 25. In confronto, fMRI è invasiva e sfrutta le proprietà paramagnetiche di sangue deoxygenated di misurare sia la superficie corticale 26-28 e basati solco-27,29 attività evocata all'interno di un cranio intatto. Forti correlazioni tra il segnale BOLD e l'attività neuronale in primati non umani corteccia visiva 30 e nella corteccia uditiva umana 31 convalidano fMRI come uno strumento utile per studiare la funzione sensoriale. Dal fMRI è stato ampiamente utilizzato per studiare le caratteristiche del percorso uditivo quali l'organizzazione tonotopic 32-36, lateralizzazione della funzione uditiva 37, pattern di attivazione corticale, l'identificazione di regioni corticali 38, effetti del suonointensità sulle proprietà di risposta uditive 39,40, e le caratteristiche della risposta BOLD andamento temporale 29,41 in umano, scimmia, e modelli di ratto, lo sviluppo di un protocollo adatto imaging funzionale per studiare la funzione uditiva nel gatto fornirebbe un utile complemento letteratura imaging funzionale. Mentre fMRI è stato utilizzato anche per esplorare i vari aspetti funzionali della corteccia visiva nel gatto anestetizzato 26-28,42, pochi studi hanno utilizzato questa tecnica per esaminare l'elaborazione sensoriale gatto corteccia uditiva. Lo scopo del presente protocollo è di stabilire un metodo efficace di utilizzare fMRI quantificare funzione nella corteccia uditiva del gatto anestetizzato. Le procedure sperimentali descritte in questo manoscritto sono stati utilizzati con successo per descrivere le caratteristiche del corso BOLD tempo di risposta nel gatto adulto corteccia uditiva 43.
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Protocol
La seguente procedura può essere applicata a qualsiasi esperimento di imaging in cui vengono utilizzati i gatti anestetizzati. Passi che sono specificamente necessari per gli esperimenti uditivi (passaggi 1,1-1,7, 2.8, 4.1) possono essere modificati per accogliere altri protocolli stimolo sensoriale.
Tutte le procedure sperimentali hanno ricevuto l'approvazione dalla uso di animali sottocommissione del Consiglio dell'Università su Animal Care presso la University of Western Ontario e seguite le linee guida indicate dal Consiglio canadese Animal Care (CCAC) 44. L'esperimento descritto richiede circa 150 minuti dalla preparazione degli animali al recupero. La durata dell'esperimento è illustrato in Figura 1.
1. Stimolo Preparazione del materiale
La Figura 2 mostra i componenti elettronici ed i collegamenti corrispondenti necessari per generare uno stimolo uditivo nello scanner MRI. I requisiti sono come follows: un computer, una scheda audio esterna, un amplificatore di potenza stereo e un sistema di auricolari compatibile con fMRI.
- Collegare il computer che verrà utilizzato per presentare lo stimolo uditivo alla scheda audio esterna tramite il cavo (USB) Universal Serial Bus.
- Collegare i cavi di collegamento delle porte di uscita della scheda audio esterna alle porte di ingresso dell'amplificatore di potenza stereo.
- Collegare i cavi di collegamento delle porte di uscita dell'amplificatore di potenza stereo alle porte di ingresso del box del trasformatore del sistema di auricolari compatibile con fMRI.
- Collegare le cuffie binaurali per le porte di uscita del box del trasformatore.
- Utilizzare cavi schermati coassiali con connessioni BNC per collegare il box trasformatore al pannello di penetrazione fuori dalla stanza dello scanner.
- Collegare il gruppo cavo degli auricolari alle corrispondenti porte BNC sul pannello di penetrazione all'interno della stanza scanner.
- Collegare le punte di schiuma auricolari per le cuffie quindi collegare gli auricolari to il gruppo del cavo. Eseguire un test di stimolo uditivo per confermare che il suono viene trasmesso dal computer agli auricolari. Scollegare le cuffie e inserire le punte di schiuma auricolari saldamente nelle orecchie del gatto durante la fase di preparazione degli animali (fase 2.7).
2. Preparazione degli animali
- Per premedicate il gatto, somministrare una miscela sedativo di atropina solfato (0,02 mg / kg) e acepromazina (0,02 mg / kg) tramite una iniezione sottocutanea (SC).
- Dopo 20 min, somministrare ketamina (4 mg / kg) e dexmedetomidina cloridrato (0,02-0,03 mg / kg) tramite un intramuscolare (IM) iniezione per indurre anestesia. La ketamina è solitamente combinato con un sedativo e miorilassante, in questo caso, cloridrato dexmedetomidina, per ridurre i tremori e rigidità muscolare comunemente osservati quando la ketamina viene usato da solo 45. Questa combinazione anestetico provoca in genere circa 150 min di sedazione ed è spesso utilizzato nella pratica veterinaria per indurreanestesia nei piccoli animali.
- Una volta che il gatto ha perso il suo riflesso di raddrizzamento, applicare pomata oftalmica per gli occhi per prevenire la secchezza durante la procedura. Inserire un catetere nella vena safena mediale per la consegna endovenosa di ketamina.
- Test per il successo induzione dell'anestesia pizzicando un dito sulla zampa anteriore poi osservando se il gatto ritiri la sua zampa. Una volta che il riflesso pedale scompare, sopprimere il riflesso del vomito spruzzando lidocaina sulle pareti della faringe poi intubare il gatto con un tubo endotracheale 4,0-4,5.
- Mantenere l'anestesia per tutta la sessione di imaging con una velocità di infusione costante di ketamina (0,6-0,75 mg / kg / ora) e isoflurano per via inalatoria (0,4-0,5%), consegnato in ossigeno al 100% 1-1,5 L / min. Unire 60 ml di soluzione fisiologica e 0,07 ml di ketamina in una siringa da 60 ml quindi posizionare la siringa nella pompa a siringa. Questa fase può essere eseguita prima premedicating il gatto.
- Posizionare rilievi di riscaldamento di cera pieno di caldo sul pavimento della s compatibili con la risonanza magneticaled (figure 3a e 3c) poi strato isolante dell'involucro di bolla di plastica intorno alle pareti interne della slitta.
- Mettere il gatto in una posizione sternale all'interno del pluriball isolanti in slitta compatibile con MRI (figura 3c).
- Una volta che il gatto è posizionato, regolare la testina per accedere alle orecchie. Arrotolare le auricolari in schiuma nel diametro più piccolo possibile quindi inserire ogni punta orecchio in profondità nel canale uditivo. Una volta inserite, le punte di schiuma auricolari dovrebbero espandersi per riempire lo spazio all'interno del canale uditivo.
- Regolare il gatto finché la testa sia posizionata correttamente all'interno della radiofrequenza (RF) bobina 3 canali (Figura 3b). Stabilizzare la testa con acustica memory foam smorzamento (Figura 3d). Posizionare schiuma attorno alle orecchie per fornire attenuazione supplementare del rumore scanner.
- Avvolgete il gatto nella coperta di isolamento dell'involucro di bolla di plastica quindi fissare e trasportare la slitta al letto scanner.
- Collegare le linee di infusione, tubi di mandata anestetici e apparecchiature di monitoraggio per il gatto. Collegare le cuffie con il cavo auricolare attaccato al pannello di penetrazione.
- Avviare l'infusione ketamina alla portata di base di 0,6 mg / kg / hr quindi aumentare la portata come richiesto in base alla profondità dell'anestesia. Impostare la dose isoflurano iniziale al 0,5% per poi diminuire al 0,4% una volta che le scansioni anatomiche sono stati raccolti.
- Monitorare e registrare la saturazione del gatto di ossigeno nel sangue, di fine espirazione livelli di CO 2, la frequenza cardiaca, la respirazione e la temperatura rettale (se possibile) in tutto l'esperimento utilizzando apparecchiature di monitoraggio compatibile con MRI posizionato ad una distanza appropriata dal foro scanner. Tabella 1 elenca i valori medi e gli intervalli delle misurazioni fisiologiche per la corretta esecuzione di questa procedura. Aumento costante della frequenza cardiaca e la respirazione sono di solito associati con il recupero imminente dall'anestesia.
- Dopo le sessione è completata, rimuovere il gatto dalla slitta. Continuare a fornire il riscaldamento supplementare con cuscinetti termici e asciugamani finché l'animale riprenda pienamente. Una volta che i rendimenti gag reflex, rimuovere il tubo endotracheale. Monitorare il gatto fino a quando il riflesso di raddrizzamento viene ripristinato per poi tornare l'animale alla struttura. Valutare l'animale il giorno dopo la procedura per garantire l'assenza di effetti negativi della sperimentazione.
3. Brain Imaging
- Raccogliere scansioni anatomiche del cervello del gatto in un orientamento fetta assiale. Utilizzare i seguenti parametri di imaging per il volume di riferimento anatomico: sequenza di imaging FLASH con TR = 750 msec, TE = 8 msec, matrice = 256 x 256, l'acquisizione dimensione voxel = 281 micron x 281 micron x 1,0 mm. La durata della scansione anatomica è di circa 6 min. Figura 4 (pannello di sinistra) fornisce una fetta immagine anatomica campione ottenuto utilizzando i parametri specificati.
- Utilizzare i seguenti parametri di imaging per il funziovolumi nali: eco-planare acquisizione interleaved segmentata (EPI) con TR = 1.000 msec, TE = 15 msec, 3 segmenti / aereo, 21 x 1 millimetri fette; matrice = 96 x 96; campo di vista = 72 millimetri x 72 mm; acquisizione dimensione voxel = 0,75 millimetri x 0,75 mm x 1,0 mm. tempo di acquisizione = 3 sec / volume figura 4 (pannello di destra) fornisce una fetta di immagine funzionale campione ottenuto utilizzando i parametri specificati.
4. Stimolo Presentazione
- Presentare una banda larga rumore stimolo bianco (0-25 kHz, 100 scoppia msec con 5 tempo di salita / discesa msec, 1 presentazione ogni 200 msec, 90-100 dB SPL) in un disegno blocco in cui lo stimolo uditivo viene riprodotto per 30 secondi e alternato con un 30 sec basale (non-stimolo) condizione (Figura 5). Ripetere questo passaggio finché attività BOLD acusticamente evocato si osserva nella corteccia uditiva. La durata di ogni ciclo funzionale utilizzando un disegno a blocchi è di circa 4,5 min per 90 volumi.
- Presentare lo stimolo in apconfigurazione di progettazione blocco propriato per il numero desiderato di piste funzionali.
5. Analisi dei dati
- Selezionare opportuno software di analisi fMRI (ad esempio SPM, FSL) per processare i volumi funzionali acquisiti.
- Riallineare ogni volume funzionale al volume acquisito più vicino nel tempo al riferimento anatomico scansione. Salvare i risultanti valori di correzione del movimento per l'impiego nella fase 5.6. Escludere eventuali piste funzionali in cui i movimenti della testa di rotazione superano 1 ° o movimenti della testa traslazionali superano 1 mm.
- COREGISTER ogni volume al riferimento anatomico scansione.
- Liscio ogni volume con una metà del massimo a tutta larghezza 2 mm (FWHM) filtro gaussiano.
- Incorporare una funzione onda quadra (Boxcar), che corrisponde alla ON-OFF disegno a blocchi stimolo come regressore al modello lineare generale (GLM).
- Incorporare i valori di correzione del movimento come regressori di nessun interesse per tenere conto di artefatti di movimento correlati. Applicare un usoglia statistica ncorrected di p = 0.001 per la GLM risultati per visualizzare i gruppi di attivazione BOLD. Determinare la dimensione del cluster più piccolo che incontra un corretto (errore a conduzione saggio: FEM) Soglia di p <0.05 a livello di cluster. Impostare la soglia misura cluster per questo valore per visualizzare cluster statisticamente significative nelle regioni di interesse.
- Definire la variazione del segnale BOLD percentuale (PSC) in ciascun voxel come differenza tra il segnale BOLD media durante i blocchi di stimolazione e il segnale BOLD media durante i blocchi di base.
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Representative Results
Dati funzionali rappresentativi sono stati acquisiti in uno scanner foro orizzontale 7T e analizzati utilizzando la casella degli strumenti Statistical Parametric Mapping in MATLAB. Robusti risposte emodinamiche corticali alla stimolazione uditiva sono stati costantemente osservati nei gatti utilizzando il protocollo sperimentale descritto 43. Figura 6 illustra l'attivazione BOLD in 2 animali in risposta ad un 30 sec stimolo rumore a banda larga presentato in un disegno a blocchi. Mappe T-statistici della rumore a banda larga rispetto al basale (senza stimolo) contrasto di due immagini piani di sezione rivelano cluster contigui di attività bilaterali acusticamente evocati nella corteccia uditiva (figure 6a e 6d, a livello di cluster di soglia FWE-corretto: p < 0.05). figure 6b e 6e mostrano modulazioni del segnale BOLD, durante una singola corsa funzionale, ai voxel evidenziati nelle figure 6a e 6d rispettivamente. Con un onda quadra generale fit modello lineare, ci si dovrebbe aspettare che il segnale BOLD sarà modulata rispetto alla baseline (condizione di assenza di stimolo) durante ogni presentazione dello stimolo uditivo in maniera simile al modello ON-OFF del blocco design. Figure 6c e 6f illustrano i corsi frattempo evento-correlati della risposta BOLD normalizzato al segnale BOLD medio basale. In questi esempi, il segnale BOLD mostra un aumento significativo rispetto alla baseline 3-6 secondi dopo l'inizio dello stimolo. Questo aumento del segnale BOLD è tipicamente mantenuta durante tutta la presentazione dello stimolo uditivo poi declina ai valori basali 6 sec dopo compensato stimolo.
| Parametro fisiologico | Normale Gamma un | Valore medio (Experiment) b |
| La frequenza cardiaca | 110-226 battiti / min | 143 ± 4,1 battiti / min |
| Frequenza respiratoria | 20-40 respiri / min | 21 ± 1,6 respiri / min |
| End-tidal CO 2 | 35-45 mm Hg | 30 ± 1,7 mmHg |
| Sangue O 2 saturazione | 90-100% 57 | 92 ± 1.2% |
| La temperatura rettale | 38.5 ± 0.5 ° C | N / A |
Tabella 1. Valori normali nei gatti svegli e valori medi nei gatti anestetizzati per parametri fisiologici misurati durante la procedura di fMRI. Un range normali ottenuti dalle linee guida indicate dal Consiglio canadese Animal Care. 44 b valori medi (± SEM) ottenuti da N = 7 gatti oltre 20 sessioni di imaging.
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Figura 1. Naturalmente il tempo dell'esperimento. Ogni passo nella procedura sperimentale viene tracciato lungo la linea di tempo (in minuti) rispetto al momento in cui premedicazione viene somministrato.
Figura 2. Auditory apparecchiature di produzione stimolo. (A) I componenti elettronici utilizzati nel protocollo sperimentale. (B) Schema di collegamenti tra ogni componente. La scatola trasformatore e il gruppo del cavo dell'interfaccia di sistema di auricolari compatibile con la risonanza magnetica al pannello di penetrazione tra la sala scanner e la sala computer.
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Figura 3. Setup sperimentale. (A) slitta compatibile con la risonanza magnetica. (B) 3 canali bobina di testa di gatto RF. (C) Vista laterale di un gatto anestetizzato situata nella slitta. (D) Vista frontale del gatto in slitta con la testa nel 3 canali bobina RF (adattato da Brown et al. 43).
Figura 4. Esempi di anatomico (a sinistra) e funzionale (destra) fette di immagine acquisiti in uno scanner foro orizzontale 7T usando una bobina RF 3-canale. Posizione approssimativa della fetta visualizzata sovrapposta una vista laterale del gatto dell'emisfero destro. A: anteriore, P: posteriori, L: sinistra, R: destro.
Figura 5. Schema di una presentazione blocco disegno dello stimolo. Baseline (cioè senza stimolo) blocchi si alternano con 30 secondi blocchi di presentazione dello stimolo uditivo. Volumi funzionali vengono acquisite in continuo (ogni 3 secondi) durante la corsa. TA: durata di acquisizione volume. TS: durata del blocco stimolo.
Figura 6. Esempi rappresentativi della risposta BOLD a banda larga stimolazione rumore. (A), (d) mappe T-statistici e di rumore a banda larga (BBN) vs basale (non-stimolo) contrasto sovrapposto assiale (orizzontale) anatomica immagine slgelati. Posizioni approssimative di sezioni indicate in (a) e (d) sono sovrapposte una vista laterale del gatto dell'emisfero destro. (B), (e) corsi prime BOLD segnale orario (in volumi) ai voxel evidenziati in (a) e (d) rispettivamente per una singola corsa funzionale (90 volumi). (c), (f) Event legate media corsi tempo di risposta BOLD (in secondi) ai voxel evidenziati in (a) e (d), rispettivamente prima, durante e dopo un blocco stimolo. Barre grigie rappresentano il periodo di presentazione dello stimolo uditivo. A: anteriore, P: posteriori, L: sinistra, R:. Diritto Clicca qui per ingrandire la figura .
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Discussion
Nella progettazione di un esperimento fMRI per un modello anestetizzato della funzione uditiva degli animali, le seguenti questioni dovrebbe essere data attenta considerazione: (i) l'impatto di anestesia sulle risposte corticali, (ii) l'effetto del rumore di fondo dello scanner, e (iii) l'ottimizzazione della fase di raccolta dei dati della procedura sperimentale.
Mentre una preparazione anestetizzato offre l'importante vantaggio di produrre un prolungato periodo di sedazione e minimizzando potenziale movimento testa durante una sessione di imaging funzionale, anestesia è noto agli urti emodinamica corticali. Gli anestetici descritti in questo protocollo sono comunemente utilizzati in elettrofisiologico (ketamina) e gli studi di imaging funzionale (isofluorano) di gatto uditivo 46-48 e 26-28,42 corteccia visiva, rispettivamente. Sebbene ketamina è noto per influenzare minimamente attività spontanea corticale 49, è stato dimostrato per ridurre il metabolismo cerebrale e quindi la hrisposta emodinamica nella corteccia uditiva ratto a dosi di 10 mg / kg 50. Tuttavia, alle dosi consigliate nella presente procedura (4 mg / kg), le variazioni del segnale BOLD fino al 6% sono stati osservati nel gatto corteccia uditiva in risposta alla stimolazione acustica 43. Isoflurano è comunemente utilizzato per esplorare aspetti funzionali del gatto corteccia visiva, tuttavia, è stato anche dimostrato di ridurre l'ampiezza delle risposte emodinamiche nel gatto corteccia visiva rispetto ad una preparazione sveglio 51. Inoltre, a dosi superiori a 1,5%, isoflurano aumenta il flusso sanguigno cerebrale nel ratto 45 e pesantemente impatti sensibilità di risposta neuronale nel gatto corteccia uditiva 52. Alle dosi somministrate in questo protocollo (0,4-0,5%), isoflurano serve come agente anestetico ausiliario nella anestetico primario, ketamina, minimizzando così gli effetti negativi associati con dosaggi più grandi. Propofol è stato utilizzato anche in imaging funzionale studia 53, tuttavia,ha dimostrato di ridurre i potenziali evocati somatosensoriali 45 e le risposte BOLD nella corteccia uditiva 53 in modo dose-dipendente. Questo anestetico non era quindi atta a realizzare la durata necessaria della sedazione mentre minimamente impattare risposte grassetto. La combinazione di ketamina e isoflurano descritto in questo protocollo prevede quindi diversi vantaggi: (i) la produzione di un periodo di profonda sedazione fino a 2,5 h; (ii) minimizza il movimento della testa in modo tale che movimenti di rotazione in genere non supera 0,3 ° e traslazionale movimenti in genere non superano i 0,1 millimetri 43, nonché (iii) gli impatti minimamente la risposta BOLD con le modifiche fino al 6% osservata segnale.
Una delle sfide in esecuzione uno studio immagine funzionale del sistema uditivo è l'impatto del rumore di fondo generato dallo scanner MRI sulla risposta BOLD misurata. In questa procedura, lo stimolo suono è presentato in uno schema a blocchi funzionale mentre volumi sono continuamente acquisite durante il ciclo funzionale. La questione del rumore scanner è affrontato in due modi: (i) dalle proprietà attenuanti delle punte di schiuma auricolari che riducono efficacemente il rumore di fondo fino a 30 dB e (ii) presentando lo stimolo sonoro ad una intensità di circa 90 dB SPL. Come illustrato nella Figura 6, l'esempio rappresentativo dimostra che il segnale BOLD è effettivamente modulata durante la presentazione dello stimolo sonoro abbinato acquisizione volume continuo. Mentre il metodo di acquisizione volume continuo è stato utilizzato con successo per studiare l'organizzazione tonotopic 33,35,36 e l'elaborazione spazio-temporale 54 nel sistema uditivo, questo approccio limita l'indagine di questioni come l'effetto di intensità dello stimolo sulla risposta BOLD. La procedura sperimentale descritta può essere modificata per ridurre ulteriormente l'impatto del rumore scanner aumentando il periodo tra le acquisizioni volume e presentare ilsuono stimolo nell'intervallo silenzio risultante. Questo approccio 'acquisizione sparse' è stato ampiamente utilizzato in studi uditivi per descrivere le proprietà della risposta BOLD corso tempo 29,41,43,55, per caratterizzare le diverse regioni all'interno della corteccia uditiva 37,38,43,56 e ad esaminare la effetto dell'intensità sonora sul 39,40 risposta BOLD. Durante acquisizione volume continuo, più volumi sono raccolti in un periodo di tempo più breve, migliorando significativamente il rapporto segnale-rumore. Il presente protocollo può quindi essere utilizzato in combinazione con esperimenti di acquisizione sparse per confermare, localizzare e chiaramente delineare l'attività BOLD acusticamente evocato in regioni funzionali uditive di interesse.
Prima di acquisire volumi funzionali per un esperimento uditivo, è importante per confermare la presenza di attività acusticamente evocati nella corteccia uditiva. L'attivazione BOLD è tipicamente evidente nella corte uditivox entro 45 min dell'induzione dell'anestesia (Figura 1). Mentre è probabile che una significativa attivazione BOLD può essere osservato in precedenza in questo esperimento, non corre funzionali sono stati raccolti prima questo 45 min ritardo dovuto al tempo necessario per la preparazione degli animali e la raccolta della scansione anatomica. Per ottimizzare la raccolta dei dati, ciascuna corsa funzionale può essere costruita in modo da massimizzare il numero di volumi raccolti per ogni condizione di stimolo. Ciò può essere ottenuto modificando la procedura in alcuni modi. In primo luogo, il tempo richiesto per raccogliere ogni volume può essere ridotta diminuendo il campo visivo delle fette di immagine funzionali. La presente procedura descrive l'acquisizione delle immagini di tutto il cervello. Invece, i confini del volume funzionale 3-D possono essere allineati ai confini anatomici della corteccia uditiva spazialmente localizzata. In secondo luogo, il tempo di acquisizione volume può anche essere ridotta diminuendo la risoluzione in piano. Tuttavia, una risoluzione in piano di almeno 0,75 mm 2 sembra sufficiente a risolvere le differenze regionali in termini di funzionalità all'interno della corteccia uditiva. Se un aumento della risoluzione in piano è desiderato, il corrispondente aumento del tempo di acquisizione del volume può essere equilibrato riducendo il numero di fette all'interno del volume funzionale 3-D e, invece, concentrandosi su una particolare sotto-regione all'interno della corteccia uditiva .
Nel complesso, la natura non invasiva di fMRI facilita esperimenti funzionali ripetute in un singolo animale su un periodo di tempo prolungato. Questa tecnica è quindi ideale per indagini longitudinali che richiedono la raccolta di dati a più punti di tempo e possono ridurre il numero di animali necessari per un determinato studio.
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Disclosures
Gli autori dichiarano conflitti di interesse, finanziario o altro.
Acknowledgments
Gli autori vorrebbero riconoscere i contributi di Kyle Gilbert, che ha progettato la bobina RF personalizzato e Kevin Barker, che ha progettato la slitta compatibile con la risonanza magnetica. Questo lavoro è stato sostenuto dal Canadian Institutes of Health Research (CIHR), scienze naturali e ingegneria Research Council del Canada (NSERC), e il Canada Foundation for Innovation (CFI).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials | |||
| Atropine sulphate injection 0.5 mg/ml | Rafter 8 Products | ||
| Acepromazine 5 mg/ml | Vetoquinol Inc. | ||
| Ketamine hydrochloride 100 mg/ml | Bimeda-MTC | ||
| Dexmedetomidine hydrochloride (Dexdomitor 0.5 mg/ml) | Orion Pharma | ||
| Isoflurane 99.9% | Abbott Laboratories | ||
| Lidocaine (Xylocaine endotracheal 10 mg/metered dose) | Astra Zeneca | ||
| Lubricating opthalmic ointment (Refresh Lacri Lube) | Allergan Inc. | ||
| Saline 0.95% | |||
| IV Catheter 22 g (wings) | |||
| IV Extension Set | Codan US Corp. | BC 269 | |
| IV Administration Set 10 drips/ml | |||
| Endotracheal tube 4.0 | |||
| Heating pads (Snuggle Safe) | Lenric C21 Ltd. | ||
| Syringe 60 ml | |||
| Equipment | |||
| External sound card | Roland Corporation | Cakewalk UA-25EX | |
| Stereo power amplifier | Pyle Audio Inc. | Pyle Pro PCAU11 | |
| MRI-compatible insert earphone system | Sensimetric Corporation | Model S14 | |
| Foam ear tips for insert earphones | E-A-R Auditory Systems | Earlink 3B | |
| End-tidal CO2 monitor | Nellcor | N-85 | |
| MRI-compatible pulse oximeter | Nonin Medical Inc. | Model 7500 | |
| Syringe pump | Harvard Apparatus | 70-2208 | |
References
- Kaas, J. H., Hackett, T. A. Subdivisions of auditory cortex and processing streams in primates. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 97, 11793-11799 (2000).
- Kusmierek, P., Rauschecker, J. P. Functional Specialization of Medial Auditory Belt Cortex inthe Alert Rhesus Monkey. J. Neurophysiol. 102, 1606-1622 (2009).
- Recanzone, G. H., Guard, D. C., Phan, M. L. Frequency and Intensity Response Properties of Single Neurons in the Auditory Cortex of the Behaving Macaque Monkey. J. Neurophysiol. 83, 2315-2331 (2000).
- Godey, B., Atencio, C. A., Bonham, B. H., Schreiner, C. E., Cheung, S. W. Functional organization of squirrel monkey primary auditory cortex: Responses to frequency-modulation sweeps. J. Neurophysiol. 94, 1299-1311 (2005).
- Tian, B., Rauschecker, J. P. Processing of frequency-modulated sounds in the lateral auditory belt cortex of the rhesus monkey. J. Neurophysiol. 92, 2993-3013 (2004).
- Mrsic-Flogel, T. D., Versnel, H., King, A. J. Development of contralateral and ipsilateral frequency representations in ferret primary auditory cortex. Eur. J. Neurosci. 23, 780-792 (2006).
- Elhilali, M., Fritz, J. B., Chi, T. -S., Shamma, S. A. Auditory Cortical Receptive Fields: Stable Entities with Plastic Abilities. J. Neurosci. 27, 10372-10382 (2007).
- Shamma, S. A., Fleshman, J. W., Wiser, P. R., Versnel, H. Organization of Response Areas in Ferret Primary Auditory Cortex. J. Neurophysiol. 69, 367-383 (1993).
- Kowalski, N., Versnel, H., Shamma, S. A. Comparison of Responses in the Anterior and Primary Auditory Fields of the Ferret Cortex. J. Neurophysiol. 73, 1513-1523 (1995).
- Nelken, I., Versnel, H. Responses to linear and logarithmic frequency-modulated sweeps in ferret primary auditory cortex. Eur. J. Neurosci. 12, 549-562 (2000).
- Shannon-Hartman, S., Wong, D., Maekawa, M. Processing Of Pure-Tone And FM Stimuli In The Auditory Cortex Of The FM Bat, Myotis lucifugus. Hearing Res. 61, 179-188 (1992).
- Razak, K. A., Fuzessery, Z. M. Neural Mechanisms Underlying Sensitivity for the Rate and Direction of Frequency-Modulated Sweeps in the Auditory Cortex of the Pallid. J. Neurophysiol. 96, 1303-1319 (2006).
- Razak, K. A., Fuzessery, Z. M. GABA Shapes Selectivity for the Rate and Direction of Frequency-Modulated Sweeps in the Auditory Cortex. J. Neurophysiol. 102, 1366-1378 (2009).
- Suga, N. Functional Properties of Auditory Neurones in the Cortex of Echo-Locating Bats. J. Physiol. 181, 671-700 (1965).
- Harrison, R. V., Kakigi, A., Hirakawa, H., Harel, N., Mount, R. J. Tonotopic mapping in auditory cortex of chinchilla. Hearing Res. 100, 157-163 (1996).
- Benson, D. A., Teas, D. C. Single Unit Study of Binaural Interaction in the Auditory Cortex of the Chinchilla. Brain Res. 103, 313-338 (1976).
- Ricketts, C., Mendelson, J. R., Anand, B., English, R. Responses to time-varying stimuli in rat auditory cortex. Hearing Res. 123, 27-30 (1998).
- Gaese, B. H., Ostwald, J. Temporal Coding of Amplitude and Frequency Modulation in the Rat Auditory Cortex. European J. Neurosci. 7, 438-450 (1995).
- Hage, S. R., Ehret, G. Mapping responses to frequency sweeps and tones in the inferior colliculus of house mice. Eur. J. Neurosci. 18, 2301-2312 (2003).
- Merzenich, M. M., Knight, P. L., Roth, G. L. Representation of Cochlea Within Primary Auditory Cortex in the Cat. J. Neurophysiol. 38, 231-249 (1975).
- Knight, P. L. Representation of the Cochlea within the Anterior Auditory Field (AAF) of the Cat. Brain Res. 130, 447-467 (1977).
- Sutter, M. L., Schreiner, C. E., McLean, M., O'Connor, K. N., Loftus, W. C. Organization of Inhibitory Frequency Receptive Fields in Cat Primary Auditory Cortex. J. Neurophysiol. 82, 2358-2371 (1999).
- Whitfield, I. C., Evans, E. F. Responses of Auditory Cortical Neurons to Stimuli of Changing Frequency. J. Neurophysiol. 28, 655-672 (1965).
- Mendelson, J. R., Cynader, M. S. Sensitivity of cat primary auditory cortex (AI) neurons to the direction and rate of frequency modulation. Brain Res. 327, 331-335 (1985).
- Pouratian, N., Toga, A. W. Brain Mapping: The Methods. Toga, A. W., Mazziotta, J. C. , Academic Press. 97-140 (2002).
- Harel, N., Lee, S. P., Nagaoka, T., Kim, D. S., Kim, S. G. Origin of negative blood oxygenation level-dependent fMRI signals. J. Cereb. Blood Flow Metab. 22, 908-917 (2002).
- Olman, C., Ronen, I., Ugurbil, K., Kim, D. S. Retinotopic mapping in cat visual cortex using high-field functional magnetic resonance imaging. J. Neurosci. Methods. 131, 161-170 (2003).
- Kim, D. S., Duong, T. Q., Kim, S. G. High-resolution mapping of iso-orientation columns by fMRI. Nat. Neurosci. 3, 164-169 (2000).
- Belin, P., Zatorre, R. J., Hoge, R., Evans, A. C., Pike, B. Event-related fMRI of the auditory cortex. NeuroImage. 10, 417-429 (1999).
- Logothetis, N. K., Pauls, J., Augath, M., Trinath, T., Oeltermann, A. Neurophysiological investigation of the basis of the fMRI signal. Nature. 412, 150-157 (2001).
- Mukamel, R., et al. Coupling between neuronal firing, field potentials, and fMR1 in human auditory cortex. Science. 309, 951-954 (2005).
- Bilecen, D., Scheffler, K., Schmid, N., Tschopp, K., Seelig, J. Tonotopic organization of the human auditory cortex as detected by BOLD-FMRI. Hearing Res. 126, 19-27 (1998).
- Talavage, T. M., Ledden, P. J., Benson, R. R., Rosen, B. R., Melcher, J. R. Frequency-dependent responses exhibited by multiple regions in human auditory cortex. Hearing Res. 150, 225-244 (2000).
- Talavage, T. M., et al. Tonotopic organization in human auditory cortex revealed by progressions of frequency sensitivity. J. Neurophysiol. 91, 1282-1296 (2004).
- Wessinger, C. M., Buonocore, M. H., Kussmaul, C. L., Mangun, G. R. Tonotopy in human auditory cortex examined with functional magnetic resonance imaging. Human Brain Map. 5, 18-25 (1997).
- Cheung, M. M., et al. BOLD fMRI investigation of the rat auditory pathway and tonotopic organization. NeuroImage. 60, 1205-1211 (2012).
- Langers, D. R. M., van Dijk, P., Backes, W. H. Lateralization connectivity and plasticity in the human central auditory system. NeuroImage. 28, 490-499 (2005).
- Petkov, C. I., Kayser, C., Augath, M., Logothetis, N. K. Functional imaging reveals numerous fields in the monkey auditory cortex. PLoS Biol. 4, 1213-1226 (2006).
- Tanji, K., et al. Effect of sound intensity on tonotopic fMRI maps in the unanesthetized monkey. NeuroImage. 49, 150-157 (2010).
- Zhang, J. W., et al. Functional magnetic resonance imaging of sound pressure level encoding in the rat central auditory system. NeuroImage. 65, 119-126 (2013).
- Baumann, S., et al. Characterisation of the BOLD response time course at different levels of the auditory pathway in non-human primates. NeuroImage. 50, 1099-1108 (2010).
- Jezzard, P., Rauschecker, J. P., Malonek, D. An in vivo model for functional MRI in cat visual cortex. Magn. Reson. Med. 38, 699-705 (1997).
- Brown, T. A., et al. Characterisation of the blood-oxygen level-dependent (BOLD) response in cat auditory cortex using high-field fMRI. NeuroImage. 64, 458-465 (2013).
- Olfert, E. D., Cross, B. M., McWilliam, A. A. Canadian Council on Animal Care. 1, Ottawa, Ontario. (1993).
- Franceschini, M. A., et al. The effect of different anesthetics on neurovascular coupling. NeuroImage. 51, 1367-1377 (2010).
- Heil, P., Irvine, D. R. F. Functional specialization in auditory cortex: Responses to frequency-modulated stimuli in the cat's posterior auditory field. J. Neurophysiol. 79, 3041-3059 (1998).
- Norena, A. J., Gourevitch, B., Pienkowski, M., Shaw, G., Eggermont, J. J. Increasing spectrotemporal sound density reveals an octave-based organization in cat primary auditory cortex. J. Neurosci. 28, 8885-8896 (2008).
- Pienkowski, M., Eggermont, J. J. Long-term, partially-reversible reorganization of frequency tuning in mature cat primary auditory cortex can be induced by passive exposure to moderate-level sounds. Hearing Res. 257, 24-40 (2009).
- Zurita, P., Villa, A. E. P., de Ribaupierre, Y., de Ribaupierre, F., Rouiller, E. M. Changes of single unit activity in the cat auditory thalamus and cortex associated with different anesthetic conditions. Neurosci. Res. 19, 303-316 (1994).
- Crosby, G., Crane, A. M., Sokoloff, L. Local changes in cerebral glucose-utilization during ketamine anesthesia. Anesthesiology. 56, 437-443 (1982).
- Zhao, F., Jin, T., Wang, P., Kim, S. -G. Isoflurane anesthesia effect in functional imaging studies. NeuroImage. 38, 3-4 (2007).
- Cheung, S. W., et al. Auditory cortical neuron response differences under isoflurane versus pentobarbital anesthesia. Hearing Res. 156, 115-127 (2001).
- Dueck, M. H., et al. Propofol attenuates responses of the auditory cortex to acoustic stimulation in a dose-dependent manner: A FMRI study. Acta Anaesthesiol. Scand. 49, 784-791 (2005).
- Seifritz, E., et al. Spatiotemporal pattern of neural processing in the human auditory cortex. Science. 297, 1706-1708 (2002).
- Hall, D. A., et al. 34;Sparse" temporal sampling in auditory fMRI. Human Brain Map. 7, 213-223 (1999).
- Backes, W. H., van Dijk, P. Simultaneous sampling of event-related BOLD responses in auditory cortex and brainstem. Magn. Reson. Med. 47, 90-96 (2002).
- Greene, S. A. In Veterinary Anesthesia and Pain Management Secrets. , Hanley & Belfus, Inc. 121-126 (2002).
