Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Лазерная нанохирургии мозжечка Аксоны Published: July 28, 2014 doi: 10.3791/51371
Automatic Translation
1, 1,2, 1,2,3,4
1European Laboratory for Non-Linear Spectroscopy, University of Florence, 2National Institute of Optics, National Research Council, 3Department of Physics and Astronomy, University of Florence, 4International Center for Computational Neurophotonics (ICON Foundation)

Summary

Двухфотонное изображений, в сочетании с лазерной nanodissection, являются полезными инструментами для изучения дегенеративные и регенеративные процессы в центральной нервной системе с субклеточной резолюции. Этот протокол показывает, как маркировать, изображение, и анализировать одиночные альпинистские волокон в коре мозжечка в естественных условиях.

Introduction

Аксонов рассечение в результате механической травмы, токсической оскорбление или нейродегенеративных заболеваний обычно сопровождается дегенерацией дистальной части аксона, что отделяется от тела клетки 10-13. За несколькими исключениями 2,7,14,15, отрубленные аксоны в ЦНС взрослых животных, как правило, не в состоянии активировать программу восстановления роста 16.

Мало что известно о динамике реального времени дегенеративных событий на клеточном и субклеточном уровне. Разработка новых стратегий для ограничения повреждения нейронов и содействия нейронов отрастания требуется, в качестве первого шага, выяснения механизма, с помощью которого сингулярно раненых нервные клетки вырождаться и регенерации. Это исследование является наиболее непосредственно рассмотрены мониторинга динамики одного нейрона в естественных условиях. В то время как методы флуоресценции изображений однофотонный ограничены интенсивного рассеяния видимого света, двухфотонного возбуждения достигает глубоких слоев коры литийве мышей с субклеточной разрешения 3,4,17. Воспользовавшись трансгенных мышей, в которых флуоресцентные белки избирательно, выраженного в субпопуляции нейронов 18-20, ТПФ микроскопия была применена к исследованию синаптической пластичности и аксонов удлинения во время развития в естественных условиях 21,22. Т он возможность сингулярно поврежденных нейронов вырастить после травмы можно исследовать связи в мониторинге естественных условиях на двухфотонного визуализации с моделью травмы специально предназначены для аксона интересов. Поглощения Многофотонная фемтосекундных импульсов была использована, чтобы сорвать одиночные дендриты или даже отдельные шипы 5,23. Более того, эта травма парадигма позволяет резать одиночные аксональные филиалы, не нарушая Ваше дендрит 6. В контексте рассекает особенности, которые позволяют определенную нейронную популяцию регенерировать свои аксоны раз поврежденные, мозжечка восхождение волокна (CFS) являются полезной моделью систь они сохраняют замечательные пластические свойства после травмы даже у взрослых животных 24,25. Недавно, долговременные визуализации ФМС показали, что эти аксоны способны отрастут в дни, которые следуют лазерный аксотомии 6.

Этот протокол описывает, как маркировать olivocerebellar нейронов и их аксонов удлинение через антероградной трассировки. После того, как нейроны, представляющие интерес, флуоресцентно помечены, они могут контролироваться неоднократно в произвольные моменты времени в течение недель или месяцев под черепной окна. Процедура рассекать одиночные аксональные ветви лазерным аксотомии в естественных затем будет показано на рисунке.

Методы, представленные здесь, дают новое понимание механизма аксонов ремоделирования в естественных условиях и может помочь развитию терапевтических стратегий для ограничения дегенерации нейронов и способствовать аксонов отрастания.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Аксонов Маркировка

  1. Подъем по волокна могут быть помечены путем инъекции либо органические красители, конъюгированных с высокой молекулярной массой, декстраны или плазмидных / вирусов, которые индуцируют экспрессию флуоресцентного белка 26-29. В этом протоколе, органический краситель Alexa Fluor Декстран 488 вводится в нижней оливы маркировать восхождение волокна и визуализировать их в коре мозжечка (рис. 1). Все процедуры, описанные здесь, были одобрены итальянской Министерства здравоохранения.
  2. Подготовьте стекло капиллярной трубки, потянув ее на микропипетки съемник. Обрежьте кончик стекла капиллярной трубки с ножницами до наружный диаметр примерно 30 мкм.
  3. Загрузите капилляр с 1-2 мкл декстрана-сопряженных красителя.
  4. Перед началом стерилизации все хирургические инструменты в автоклаве. Во время процедуры, снизить риски загрязнения с помощью стеклянная бусина стерилизатор.
  5. Обезболить мышь (9-12недель) путем внутрибрюшинной инъекции кетамина (90 мг / кг) и ксилазина (9 мг / кг). Убедитесь, что животное полностью отключке используя хвост и / или ног щепотки. Используйте ветеринар мазь на глазах, чтобы предотвратить сухость в то время как под наркозом.
  6. Бритье выше шеи волосы или с лезвия бритвы или удаления крем для волос. Тампон хирургическое место дважды бетадином, чередовались с этанолом 70%.
  7. Наведите мышь на стереотаксической держателя. Держите животное в тепле с грелку.
  8. Аккуратно вставьте earbars на кости рядом с ушами так, чтобы голова прочно удерживается. Поверните голову, чтобы сформировать угол 140 ° с телом. Желаемой ориентации могут быть получены путем осторожного изменения высоты носа держателя стержня на стереотаксической держателя.
  9. Нанесите несколько капель лидокаина на коже между ушами. С помощью щипцов или лезвие, чтобы выполнить вертикальный разрез около 1 см на коже ниже затылка.
  10. Аккуратно отделить подкожные ткани и мышцы, тупой пинцетс при вскрытии микроскопом. Надавите горизонтальную мышечный пучок и удерживайте кроме две вертикальные мышцы пучки, чтобы разоблачить твердую мозговую оболочку над затылочного отверстия.
  11. Использование крайнюю осторожность, рассекают твердую мозговую оболочку с иглой шприца или очень острыми щипцами, чтобы разоблачить ствол мозга. Небольшое количество спинномозговой жидкости может просыпаться, когда длительность была сокращена.
  12. На стереотаксической микроманипулятора, поверните держатель капилляра 45 ° от вертикали. Поместите капилляр в средней линии, в средней точке между нижнего края коры мозжечка и первого шейного позвонка. Вставьте пипетки на глубине 2 мм от поверхности.
  13. Поставьте объем 0,5-1,5 мкл красителя над 10-15 мин. Система дозирования микроинъекции позволяет доставлять контролируемого давления жидкости в капилляре (давление Пульс = 20 фунтов на квадратный дюйм, длительность импульса = 3-4 мс; частота импульса доставки = 12 Гц).
  14. Оставьте капилляр на месте в течение 15 мин, затем slowlу (в 2-3 мин) удалить его. Деликатно выровнять мышцы и сшивать кожу выше. Держать мышцы хорошо увлажненной, применяя некоторый физиологический раствор по всей процедуры.
  15. Чтобы избежать обезвоживания, придать подкожно 0,5 мл 0,9% NaCl. Держите животное в отапливаемом клетке до полного выхода из наркоза.
  16. Подкожно управлять Carprofen (5 мг / кг) в день в течение 2-3 дней после операции.

2. Оптический Окно в коре мозжечка

ПРИМЕЧАНИЕ: Краситель транспортируется через 2 недели от нижнего оливарном ядра до коры мозжечка к клеммам CFS (см. рисунок 1). В малонаселенных меченые ФМС могут быть визуализированы под постоянным черепной окна, которые могут осуществляться следующим образом:

  1. Стерилизовать все хирургические инструменты.
  2. Обезболить мышь, как описано выше. Используйте ног щепотки проверить животное полностью отключке.
  3. Бритье волос над головой, протрите скв с чередующимися пойло из 70% спирта и бетадином и применять глазную мазь. Наведите в стереотаксической рамы и ушко бары в целях прочно удерживать голову.
  4. Подкожно управлять дексаметазона (0,2 мг / кг) и карпрофен (5 мг / кг), чтобы предотвратить набухание головного мозга и возможных воспалений на краниальном месте окна.
  5. Нанесите каплю лидокаина по данному черепа кожу и вырезать клапан, от между ушами, чтобы над глазами. Применить лидокаина решение снова на надкостницы до выскабливание ее с помощью скальпеля.
  6. Используйте бормашины с тонкой полукруглой области черепа выше мозжечка. Окно обычно размещается центральный и по направлению к задней шва, так что глубина череп почти постоянной в течение всего периметра полукруга. Позиционирование окно слишком близко к лямбда шва и повторяющихся бурения за этот очень толстой области может привести к перегреву мозга и формирования отеков.
  7. Применить кровоостанавливающимгубка на черепе в случае кровотечения.
  8. Вырежьте покровного стекла на две половины с помощью лезвия бритвы и пинцета. Убедитесь, что покровного стекла немного больше, чем острове кости и имеет подобную форму перед удалением лоскута кости с помощью пинцета; если нет, перекроить покровного стекла или выбрать другой. Не прикасайтесь твердую мозговую оболочку с помощью пинцета время рисования кость. Осторожно сложить покровного стекла на твердой мозговой оболочки. ПРИМЕЧАНИЕ: соблюдение всей поверхности стекла на твердой мозговой оболочки предсказывает из долгосрочными черепных окон.
  9. Удалить пузырьки воздуха под стеклом, неоднократно полоскать солевым раствором и сушки с ватных палочек. Это также поможет удаления некоторое остаточное кровь, которая может быть разлитой из мелких капилляров после размещения стекло. Закройте окно смесью акрилового клея и зубным цементом 30.
  10. Держите животное на грелку в камере регенерации до полного восстановления от наркоза. Не повторновключить мышей в доме клетку до полного восстановления; не оставляйте их без присмотра, пока они не восстановили достаточное сознание поддерживать грудины лежачее положение.
  11. Подкожно управлять Carprofen (5 мг / кг) в день в течение 2-3 дней после операции.

3. В Vivo Многофотонная Лазерная аксотомии

  1. Подождите 2-7 дней после операции перед выполнением первую сессию изображения. Обычай построен двухфотонного микроскопа используется здесь снабжен Ti: Sapphire лазерного источника (120 фс ширина импульсов, частотой повторения 90 МГц), который сначала проверяет пары гальванометрических зеркал, а затем фокусируется на образце с помощью погружения в воду 20-кратным Цель (NA 0.95, WD 2 мм). Этап пьезоэлектрический обратной связью выполняет осевые смещения до 400 мкм объектива. Фотоумножительные трубки сбора сигнала флуоресценции.
  2. Обезболить животное, затем расположите голову в стереотаксической держателя так, что черепная окна лежит параллельно ObjectIве фокальной плоскости.
  3. Исследуйте с ТПФ визуализации мозга под черепной окна. Выберите аксон быть поврежденным среди самых ярких.
  4. Приобретать Z-Stack (обычно поле зрения составляет 100 х 100 мкм 2, на 512 х 512 пикселей, ось г шаге 2 мкм) для получения 3D-реконструкций целевой аксона. В отображаемого объема, выбрать поражения сайт на аксонов отрасли, которая лежит в основном параллельно фокальной плоскости. Эта ориентация позволяет быстро забить морфологические изменения, которые прогнозировать успешного вскрытия.
  5. Облучают с высокой энергией дозы выбранной точке на дистальной части на CF. Это делается с помощью программного обеспечения Labview: увеличить мощность лазера 5-10x больше энергии, используемой для работы с изображениями (≈ 300 мВт, измеряется после объектива), установите положение гальванометрических зеркал, чтобы сделать поиск строки (~ 4 - 10 мкм) на месте повреждения и открыть лазерный затвор на 400 - 600 мс. Ориентируйтесь сканирование линииперпендикулярно к плоскости CF полностью секут аксон. Облучение яркие пятна (например,., Варикоз), как правило, помогает рассекает аксона. Длина волны лазерного аксотомии то же самое используется для визуализации (920 нм).
  6. Обычно флуоресценция аксона в облученной области временно уменьшается из-за фотообесцвечивания. Приобретать стопку том же регионе несколько минут после облучения для обеспечения абляция была хорошо выполнена. Если область начали отек и аксона образуется шарик-подобные структуры, нейрон успешно расчленены. В этом случае, в течение нескольких часов (от нескольких десятков минут до 24 часов) дистальная часть аксона выродится и полностью исчезают.
  7. К сожалению доза энергия, необходимая для создания полного аксотомии не всегда предсказуемо. Если только исход облучения фотообесцвечивания, флуоресценция следует быстро восстановить из-за красителя диффузии, и облучение следует повторить еще раз, чтобы эффективнолы рассекают аксона. Кроме того, в случае признаки набухания не появляются в течение 5 - 20 мин, или набухание с последующим восстановлением (. Аналогично тому, что было описано для лазерного dendrotomy см. Allegra Mascaro и др. 23), попытайтесь снова с новыми сканирований увеличения время выдержки и / или мощность лазера.
  8. Монитор возможного реконструкцию аксона в дни, которые следуют за лазерную аксотомии с двухфотонного в естественных изображений (рис. 2 и 3). Сосудистый рисунок используется в качестве эталонного значения для получения расчлененный аксона в последующие дни.
  9. Подкожно управлять Carprofen (5 мг / кг) каждый сеанс томографии для всего срока эксперимента.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Этот протокол описано, как выполнять аксонов маркировку, естественных изображений и лазерную аксотомии на отдельных нейронов. Хронология эксперимента приведена на рисунке 1.

Примером ФМС меченных Alexa Fluor 488 декстрана и визуализированных под черепной окна по в естественных условиях двухфотонного микроскопии сообщается на рисунке 2. Как сообщалось ранее 6,27, восходящие ветви обладают высокой стабильности во всем наблюдения течение нескольких дней .

На фиг.3 показан пример аксонов разделение путем лазерной аксотомии одной ветви CF. Как описано выше, повреждение было выполнено путем облучения дистальный ветвь (~ 30 мкм ниже PIA) из CF с высокой дозой энергии инфракрасного света. Как показано на второй панели на фиг.3, 15 мин после облучения лазером дистальная часть аксона начала отек и degeneРейтинг. На следующий день после, часть аксона дистальнее месте повреждения полностью исчезли (рис. 3, D17). Выродились часть подсвечивается красными стрелками в ход времени. Последние две панели также показывают постепенное формирование новой поперечной ветви (зеленый стрелки) от потерпевшей аксона (подробнее на прорастание новых отраслей после лазерной аксотомии в естественных условиях можно найти в 6).

Рисунок 1
Рисунок 1. График времени эксперимента лазер нанохирургии. После инъекции в нижней оливарном ядра, через две недели восстановления позволит антероградная декстран-конъюгированные краситель для обозначения восхождение волокна. Коре мозжечка затем подвергают выполняя постоянную черепной окно. От 2-7 позже, меченые ФМС могут быть отображены под двухфотонного микрoscope в естественных условиях при любых интервалах времени. Лазерный нанохирургии на меченых аксонов может быть выполнена в любое время после черепной окна был имплантирован.

Рисунок 2
Рисунок 2. Горные волокна маркировка. На левой панели показывает пример CF меченного Alexa Fluor 488 декстрана и визуализировали ин виво TPF микроскопии. Справа панели отображения покадровой изображения одного и того же CF с первого дня 16 (D16) на d18. Шкала бар, 10 мкм.

Рисунок 3
Рисунок 3. Лазерная аксотомии на одной ветви альпинистской волокна. Нейрон облучали где красные стрелкой на d16. Красные стрелки highligHT исчезновение дистальной части аксона после лазерной аксотомии (D18). Вновь образованных поперечной ветвь указал зеленой стрелкой. Шкала бар, 10 мкм.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Этот протокол показывает, как маркировать нейроны нижней оливы флуоресцентным красителем. Впоследствии метод для выполнения черепной окно на коре мозжечка описывается. Эта техника обеспечивает оптический доступ к терминальной части olivocerebellar нейронов, подъемных волокон. К сожалению, исход обоих маркировки и краниотомии хирургии является довольно низким, даже в руках квалифицированных операторов (как правило, 1 из 3 мышей помечен, и 1 из 3 черепные окна остается ясным через 1-2 недели).

Процедура для выполнения лазерной аксотомии в живых мышей затем представлены. Этот метод позволяет рассекать люминесцентные нейронов в целевых сайтов. В то время как обычно используемые парадигмы травмы, либо путем механического надреза или использования химических веществ, вызывают массовые нарушения мозговой ткани, ключ сила этой модели является высокое пространственное ограничение и специфичность. Действительно, предыдущие исследования показали, что отдельные шипы могут быть удалена при щадящем тон структурная целостность родительского дендрита 5; Кроме того, одиночные аксонов ветви могут быть нарушены избегая образования стойкого глиальных шрам 6. Процесс дегенерации может быть затем следуют в режиме реального времени, а также возможного ремоделирования травмированного нейрона. Этот метод является поэтому мощным инструментом для изучения основной механизм аксонов структурной пластичности в естественных условиях.

Возможность вскрытия выбранные структуры зависит в первом приближении на глубине структуры и от его интенсивности флуоресценции. Хотя двухфотонного микроскопия позволяет визуализации нейронов до 600-800 мкм глубокой, мы обнаружили, что нанохирургии ограничивается первых слоях коры (до 300 мм).

В этом протоколе лазерного аксотомии была направлена ​​на мозжечка альпинистских волокон, но он может быть использован препарировать любой флуоресцентный структуру в живом мозге. Лазерное облучение используется рассекать одного нейронов сеLL органы, дендритные ветви, аксоны или отдельные шипы GFP-меченых пирамидальных нейронов в коре трансгенных мышей 5,8,9,23.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Lab standard stereotaxic, rat and mouse Stoelting  51670
Borosilicate glass with filament Sutter Instrument Inc BF100-50-10
Germinator 500 (Glass bead sterilizer) Roboz
Microinjection dispense system Picospritzer
Small diameter round cover glass, #1 thickness, 3 mm, 100 pack (CS-3R) Warner Instruments  64-0720
Ti:Sapphire laser, 120 fsec width pulses, 90 MHz repetition rate Coherent Chameleon 
Spongostan, hemostatic sponge Ferrosan MS0005
Galvanometric mirrors  GSI Lumonics VM500+
Objective Olympus XLUMPLFLN 20XW
Piezoelectric stage  Physik Instrumente P-721
Photomultiplier modules  Hamamatsu Photonics H7710-13
LabVIEW System Design Software National Instruments
Voren, 1 mg/ml (dexamethasone-21- isonicotinate) Boheringer Ingelheim
Rymadil (carprofen)  Pfizer
Lidocaine clorohydrate 2% ATI
Alexa488 dextran Life Technologies D22910

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Strata, P., Rossi, F. Plasticity of the olivocerebellar pathway. Trends Neurosci. 21, 407-413 (1998).
  2. Carulli, D., Buffo, A., Strata, P. Reparative mechanisms in the cerebellar cortex. Prog Neurobiol. 72, 373-398 (2004).
  3. Zipfel, W., Williams, R., Webb, W. Nonlinear magic: multiphoton microscopy in the biosciences. Nature Biotechnology. 21, 1369-1377 (2003).
  4. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nature Methods. 2, 932-940 (2005).
  5. Sacconi, L., et al. In vivo multiphoton nanosurgery on cortical neurons. J Biomed Opt. 12, 050502 (2007).
  6. Allegra Mascaro, A. L., et al. In vivo single branch axotomy induces GAP-43-dependent sprouting and synaptic remodeling in cerebellar cortex. Proc Natl Acad Sci USA. 110, 10824-10829 (2013).
  7. Ylera, B., et al. Chronically CNS-injured adult sensory neurons gain regenerative competence upon a lesion of their peripheral axon. Curr Biol. 19, 930-936 (2009).
  8. Canty, A. J., et al. In-vivo single neuron axotomy triggers axon regeneration to restore synaptic density in specific cortical circuits. Nat Commun. 4, 2038 (2013).
  9. Canty, A. J., et al. Synaptic elimination and protection after minimal injury depend on cell type and their prelesion structural dynamics in the adult cerebral cortex. J Neurosci. 33, 10374-10383 (2013).
  10. Waller, A. Experiments on the Section of the Glossopharyngeal and Hypoglossal Nerves of the Frog, and Observations of the Alterations Produced Thereby in the Structure of Their Primitive Fibres. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. 140, 423-429 Forthcoming.
  11. Hilliard, M. A. Axonal degeneration and regeneration a mechanistic tug of war. J Neurochem. 108, 23-32 (2009).
  12. Kerschensteiner, M., Schwab, M. E., Lichtman, J. W., Misgeld, T. In vivo imaging of axonal degeneration and regeneration in the injured spinal cord. Nat Med. 11, 572-577 (2005).
  13. Luo, L., O'Leary, D. D. Axon retraction and degeneration in development and disease. Annu Rev Neurosci. 28, 127-156 (2005).
  14. Chauvet, N., Prieto, M., Alonso, G. Tanycytes present in the adult rat mediobasal hypothalamus support the regeneration of monoaminergic axons. Exp Neurol. 151, 1-13 (1998).
  15. Morrison, E. E., Costanzo, R. M. Regeneration of olfactory sensory neurons and reconnection in the aging hamster central nervous system. Neurosci Lett. 198, 213-217 (1995).
  16. Cafferty, W. B., McGee, A. W., Strittmatter, S. M. Axonal growth therapeutics regeneration or sprouting or plasticity. Trends Neurosci. 31, 215-220 (2008).
  17. Svoboda, K., Yasuda, R. Principles of Two-Photon Excitation Microscopy and Its Applications to Neuroscience. Neuron. 50, 823-839 (2006).
  18. Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28, 41-51 (2000).
  19. Tomomura, M., Rice, D. S., Morgan, J. I., Yuzaki, M. Purification of Purkinje cells by fluorescence-activated cell sorting from transgenic mice that express green fluorescent protein. Eur J Neurosci. 14, 57-63 (2001).
  20. De Paola, V., Arber, S., Caroni, P. AMPA receptors regulate dynamic equilibrium of presynaptic terminals in mature hippocampal networks. Nat Neurosci. 6, 491-500 (2003).
  21. Holtmaat, A., Svoboda, K. Experience-dependent structural synaptic plasticity in the mammalian brain. Nature reviews. Neuroscience. 10, 647-658 (2009).
  22. De Paola, V., et al. Cell type-specific structural plasticity of axonal branches and boutons in the adult neocortex. Neuron. 49, 861-875 (2006).
  23. Allegra Mascaro, A., Sacconi, L., Pavone, F. Multi-photon nanosurgery in live brain. Frontiers in neuroenergetics. 2, 21 (2010).
  24. Rossi, F., van der Want, J., Wiklund, L., Strata, P. Reinnervation of cerebellar Purkinje cells by climbing fibres surviving a subtotal lesion of the inferior olive in the adult rat. II. Synaptic organization on reinnervated Purkinje cells. The Journal of comparative neurology. 308, 536-554 (1991).
  25. Carulli, D., Buffo, A., Strata, P. Reparative mechanisms in the cerebellar cortex. Progress in neurobiology. 72, 373-398 (2004).
  26. Grasselli, G., Mandolesi, G., Strata, P., Cesare, P. Impaired sprouting and axonal atrophy in cerebellar climbing fibres following in vivo silencing of the growth-associated protein GAP-43. PLoS One. 6, e20791 (2011).
  27. Nishiyama, H., Fukaya, M., Watanabe, M., Linden, D. J. Axonal motility and its modulation by activity are branch-type specific in the intact adult cerebellum. Neuron. 56, 472-487 (2007).
  28. Shinoda, Y., Sugihara, I., Wu, H. S., Sugiuchi, Y. The entire trajectory of single climbing and mossy fibers in the cerebellar nuclei and cortex. Prog Brain Res. 124, 173-186 (2000).
  29. Strata, P., Tempia, F., Zagrebelsky, M., Rossi, F. Reciprocal trophic interactions between climbing fibres and Purkinje cells in the rat cerebellum. Prog Brain Res. 114, 263-282 (1997).
  30. Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging. J Vis Exp. (12), (2008).

Tags

Неврология выпуск 89 аксонов маркировка нейронов трассировка, двух-фотонной микроскопии мозжечок альпинизм волокна лазерная аксотомии трепанация черепа
Лазерная нанохирургии мозжечка Аксоны<em&gt; В Vivo</em
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Allegra Mascaro, A. L., Sacconi, L., … More

Allegra Mascaro, A. L., Sacconi, L., Pavone, F. S. Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo. J. Vis. Exp. (89), e51371, doi:10.3791/51371 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter